Nos gustaría dar las gracias a Alison Philbrook, Belinda Barbagallo y Michael Francis para perspicaces comentarios sobre este documento. Las investigaciones realizadas en esta publicación fue apoyada por un premio R15 ÁREA 1R15NS070172-01A1 adjudicado a MLL.

1. Cubreobjetos Preparación: Acid Wash y Hornear <ol><li> Por lo menos 2 días antes de la disección (paso 2), comenzará los siguientes pasos para preparar cubreobjetos. Lleve a cabo el paso de lavado ácido para eliminar aceites y cubreobjetos limpiar a fondo. </li><li> Cubreobjetos de carga en el soporte de la porcelana que posiciona verticalmente cubreobjetos y evita que se toquen entre sí. Sumerja titular y cubreobjetos en un recipiente de vidrio lleno histología con ácido clorhídrico 2 M (HCl). Alternativamente, si soporte de porcelana no está disponible, se extendió ~ 20 cubreobjetos horizontalmente para cubrir la parte inferior de 100 mm de vidrio placa de Petri y sumergir cubreobjetos en HCl 2 M. </li><li> Colocar recipiente de vidrio (con cubreobjetos sumergidos en ácido) en la mesa basculante en campana de extracción y permitir balanceo suave durante al menos 5 horas a temperatura ambiente. Alternativamente, lavado con ácido cubreobjetos durante la noche bajo las mismas condiciones. </li><li> Lave cubreobjetos con H 2 O destilada (DH 2 O) mediante la transferencia de titular de porcelana cargadocon cubreobjetos de HCl 2 M a un recipiente de vidrio limpio histología lleno de dH 2 O. Alternativamente, se decanta HCl 2 M de vidrio placa de Petri con cubreobjetos y rellene con dH 2 O. </li><li> Lave por decantación dH 2 O de nuevo y volver a llenar recipiente de vidrio con dH 2 O. fresco Repita para un total de 3 lavados rápidos. </li><li> Comience régimen de lavado ya devolviendo recipiente de vidrio (con cubreobjetos y dH 2 O) en el eje de balancín. Permitir agitación suave durante 10-30 minutos a temperatura ambiente. A continuación, se decanta dH 2 O y añadir dH 2 O. fresco Repita para un total de al menos diez lavados. Alternativamente, continuar lavando durante la noche. </li><li> Coloque cubreobjetos se lavaron en el horno precalentado a 350 ° C. Si utiliza soporte de porcelana, retire titular de dH 2 O recipiente de vidrio lleno-y luego colocar soporte con cubreobjetos directamente en el horno. Si se utiliza un plato de Petri de vidrio, decantar dH 2 O y colocar el plato de cristal con cubreobjetos en el furnace. </li><li> Hornee cubreobjetos durante al menos cinco horas o durante la noche a 350 ° C. </li><li> Después de la cocción, retire cubreobjetos de titular de porcelana con pinzas finas y colocar en estéril 100 mm de cristal placa de Petri. Deja cubreobjetos que no fueron colocados originalmente en soporte de la porcelana en la placa de Petri de vidrio. </li></ol> 2. polluelo disección y aislamiento de los GRD <ol><li> Quitar fértil, puesta en escena White Leghorn pollo huevo de la incubadora (que tuvo lugar en 37 a 38,5 ° C con agitación suave). NOTA: Los estudios anteriores han utilizado el día embrionario 10.7 para el aislamiento de los GRD 2,8,11-13,16. </li><li> Coloque el huevo seleccionado en campana de flujo laminar. Llevar a cabo todos los procedimientos que figuran a continuación en condiciones asépticas en la campana de flujo laminar con soluciones e instrumentos estériles. Pre-caliente todas las soluciones en un baño a 37 ° C. </li><li> Grieta de huevo y colocar contenido en un plástico 100 mm placa de Petri. El uso de fórceps estándar para la transferencia de embriones a otra 100 mm placa de Petri. </li><li&gt; Con una pipeta Pasteur, añadir calenté 1x PBS a una placa de Petri para mantener el tejido húmedo. Decapita embrión apretando el cuello con unas pinzas finas. Traslado del cuerpo a otra limpia 100 mm placa de Petri. </li><li> Añadir F12HS10 caliente (F12 de Ham, HEPES 10 mM, 100 unidades / ml de penicilina, 0,1 mg ml estreptomicina, suero bovino fetal al 10% /) al plato con pipeta Pasteur para mantener el tejido húmedo. El uso de fórceps para posicionar embrión en su lado dorsal (Figura 1A). </li><li> Coloque mm plástico 100 placa de Petri que contiene tejido embrionario en un microscopio de disección estereoscópica binocular en campana de flujo laminar. Utilice unas pinzas finas para hacer una incisión en la línea media vertical, desde la cola hasta el cuello apretando la dermis en desarrollo para exponer el corazón, los pulmones y otros órganos. Por otra parte, hacer una serie de pequeños desgarros para exponer los órganos internos. </li><li> Utilizan suavemente 2 juegos de pinzas finas estériles para: a) comprender el cuello y b) captar la aorta u otro tejido inmediatamente superior a la del corazón y tirar hacia la cola,eviscerar el animal. </li><li> Aplicar F12HS10 caliente con pipeta Pasteur al tejido. El uso de fórceps para quitar cualquier cardiovasculares, órganos respiratorios o digestivos restantes para exponer los nervios en desarrollo, la columna vertebral y los GRD (Figuras 1B-1D). </li><li> Bajo el microscopio de disección, utilizar unas pinzas finas para eliminar adicionalmente órganos y recoger los GRD a lo largo de ambos lados de la columna vertebral lumbar, inferior a las costillas. Recoger GRD desplumando GRD intactas desde el embrión. Pinch y cortar las raíces que llegan desde el DRG hacia la médula espinal y el nervio de agarre en desarrollo que se extiende desde la DRG hacia la periferia o viceversa. </li><li> Coloque GRD intactas en una placa de cultivo de 35 mm lleno de F12HS10 caliente. Eliminar cualquier exceso de tejido, tal como el dorsal o raíces ventrales que pueden haber adherido a los GRD, a partir de los GRD intactos en 35 mm plato pellizcando con unas pinzas finas. </li><li> Para obtener GRD superiores a la región lumbar, retire la mitad ventral del tórax y cervila columna vertebral cal. Esto se realiza haciendo un corte en la columna vertebral en desarrollo perpendicular al eje de la médula espinal en la región cervical superior y otro corte en la región lumbar superior. Entonces, hacen cortes paralelos al eje de la médula espinal a lo largo de los lados derecho e izquierdo de la columna vertebral. Levante la mitad ventral de la columna vertebral del embrión, lo que expone a las revelaciones de la médula espinal (Figuras 1E-1F). </li><li> Para permitir el acceso fácil a los GRD, retire la médula espinal torácica y cervical agarrando la médula espinal con unas pinzas finas. Utilice las pinzas para levantar la médula espinal de la columna vertebral. Como una aproximación, la médula espinal torácica está en el nivel de costillas y la zona cervical es superior a las costillas. </li><li> Recoger torácica intacta y GRD cervicales con unas pinzas finas y colocarlas en F12HS10 cálido con otros GRD. Retire el exceso de tejido que puede adherirse a los GRD. </li><li> Enjuague interior de una nueva pipeta Pasteur de vidrio con F12HS10 para ayudarprevenir GRD se pegue a las paredes de la pipeta. Use la pipeta enjuagados para transferir todos los GRD y F12HS10 desde pequeña placa de Petri a un tubo cónico de 15 ml estéril y proceder de inmediato al paso 3. NOTA: Adicional embriones pueden ser diseccionados para aumentar el número de los GRD. GRD deben mantenerse en F12HS10 a 37 ° C hasta que esté listo para el paso 3. </li></ol> 3. disociación, Enriquecimiento y cultivo DRG neuronas - Parte 1 <ol><li> Tubo cónico Place con GRD intactas en centrífuga y suavemente gire (200 xg) durante 2-3 min. Confirme que los GRD se han hundido hasta el fondo del tubo. Si no, girar de nuevo. </li><li> Con una pipeta, retire suavemente F12HS10, dejando pellet DRG sin ser molestados. Añadir 2 ml de 1x calcio y magnesio libre (CMF) PBS, desalojando el sedimento de los GRD. Haga girar de nuevo y eliminar CMF PBS, dejando el sedimento DRG intacta. Repita este paso de lavado para un total de tres lavados para eliminar el suero bovino fetal en F12HS10, que pudiera interferir con la digestión de tripsina en el siguiente paso. </li><li> Añadir 2 ml de tripsina se calentó a tubo de 15 ml que contiene 2 ml de CMF PBS y GRD. Coloque el tubo de 37 ° C baño de agua durante 10 a 15 min para digerir los GRD en células disociadas. </li><li> Durante la incubación, hacer F12H + suplemento que contiene medios (F12 de Ham, 10 mM HEPES 100 unidades / ml de penicilina, 0,1 mg / ml de estreptomicina, 10 ng / ml NT-3, 10 ng / ml de NGF, 200 mM de L-glutamina y N2) y cálido en 37 ° C baño de agua. Típicamente, 10 ml de medio total es suficiente para 4-5 35 mm platos de neuronas sensoriales primarias. También comenzará descongelación laminina-1 para cubreobjetos de recubrimiento (paso 4). </li><li> GRD suavemente triturar en solución de tripsina con pipeta p1000 e inspeccione visualmente la ausencia de GRD intactas. Continuar trituración hasta GRD intactas ya no son vistos por los ojos y / o permitir por más tiempo de incubación de tripsina en baño a 37 ° C hasta que se disocian GRD intactas. Para proteger a las neuronas de DRG de los daños, evitar las burbujas de aire durante la trituración y limitar la digestión de tripsina a &lt;30 min. </li><li> Centrifuge tubo que contiene GRD disociados y tripsina a 200 xg durante 3-5 minutos para formar pellets. Girar más si es necesario hasta que se forma de pellets. </li><li> Aspirar cuidadosamente tripsina sin interrumpir pellet. Añadir 2 ml de F12HS10 para sedimentar. Tritura suavemente GRD con una punta de pipeta p1000. </li><li> Transferir todo el contenido de 15 ml tubo cónico en 100 mm cultura plato. Enjuague el tubo con 8 ml F12HS10 y transferirlo a la placa de cultivo, 2 ml a la vez para un total de 10 ml. Esta etapa de aclarado ayuda a recoger las células que puedan haber quedado adherido a las paredes del tubo. </li><li> Coloque 100 mm plato de cultivo (con 10 ml F12HS10 y disociada células DRG) en un humidificado 37 ° C incubadora durante 3 h. NOTA: CO 2 no es necesario en la incubadora porque HEPES amortigua el pH del medio en ausencia de CO 2. Durante la incubación, las células gliales se unen a la superficie de cultivo de tejidos de plástico y neuronas tienden a adherirse libremente a la cama glial. </li></ol> 4. Coating Acid Washedy Cubreobjetos al horno con laminina-1 <ol><li> Descongele alícuotas estériles de laminina-1 congelado en el hielo. </li><li> En condiciones estériles, añadir 1 ml de PBS 1x estéril para 50 l alícuota de laminina-1. </li><li> Utilice un espectrofotómetro para obtener un valor de absorbancia de la laminina-1 a 280 nm. Utilice este valor en la siguiente ecuación para determinar la concentración de laminina-1. </li></ol> ABS = 280 (concentración mg / ml) * (coeficiente de extinción de proteína) El coeficiente de extinción para laminina-1 es 0,86. <ol start="4"><li> En condiciones estériles, diluir laminina-1 con 1X PBS para obtener las concentraciones de 1 mg / ml y 20 mg / ml. Utilice estas dos concentraciones aplicadas de laminina-1 para lograr una diferencia de diez veces de la laminina-1 unido a la cubreobjetos (30 ng / cm 2 y 300 ng / cm 2, respectivamente) después de la incubación 7,8,10. </li><li> En una campana de flujo laminar, utilice unas pinzas finas para colocar c un lavado con ácido y al hornooverslip en la parte inferior de una placa de cultivo de 35 mm. Repita según sea necesario para obtener el número de platos necesarios. </li><li> Someter los cubreobjetos a la luz UV durante 20 a 30 minutos para asegurar aún más la esterilización. Mantenga la tapa plato fuera durante este paso. </li><li> Añadir 400 l de laminina-1 preparado a cada cubreobjetos de vidrio. Usar puntas de pipeta para difundir laminina-1 para garantizar la plena cobertura de cubreobjetos. La tensión superficial permitirá laminina-1 permanezca en cubreobjetos y se propaga sobre el fondo de la placa de cultivo, que se requiere. </li><li> Coloque la tapa sobre el plato y permitir que la laminina-1 incubar durante 2-3 horas a temperatura ambiente (3 h es óptimo). </li><li> Después de la laminina-1 incubación, enjuague cubreobjetos utilizando una técnica aséptica con PBS estéril en campana de flujo laminar. Retire la solución en cubreobjetos y añadir 400 l de PBS. Espere 5-10 min. Repita para un total de 3 lavados. </li><li> Deja PBS sobre cubreobjetos después del último aclarado. No romper la tensión superficial durante el enjuague y no permita que los cubreobjetos se sequen. Letapa ave en hasta el momento de placa de neuronas disociadas en el coverlip. </li></ol> 5. disociación, Enriquecimiento y cultivo DRG neuronas - Parte 2 <ol><li> Después de la incubación, utilizar una pipeta estéril de 10 ml para enjuagar suavemente la parte inferior del plato 100 mm que contiene células DRG disociadas. Mantenga plato en ~ 45 ° ángulo, tire ~ 7 ml de F12HS10 con ayuda de la pipeta, luego expulsar suavemente 7 ml en aproximadamente un tercio de plato. Repita 5 veces, desplazando suavemente neuronas. </li><li> Girar plato y repetir el aclarado procedimiento, por otros seis enjuagues, en otro tercio del plato. Repita el procedimiento de nuevo para permanecer tercio del plato. De esta manera, enjuagar suavemente toda la parte inferior del plato con F12HS10 para eliminar las neuronas. </li><li> Usando misma pipeta, transferir neuronas F12HS10 contiene de 100 mm plato a 15 tubo cónico. Centrifugar durante 5-10 minutos a 200 g para sedimentar las células. </li><li> Retire F12HS10, dejando pellet sin ser molestados. Resuspender pellet con 2 ml de F12H + suplementos calentado. </li><li&gt; Use un hemocitómetro para determinar la densidad celular. </li><li> Diluir las células como sea necesario con suplementos F12H + para obtener la concentración deseada de chapado (120.000 células / ml para cubreobjetos recubiertos con células / ml de laminina-1 y 40.000 1 g / ml para cubreobjetos recubiertos con 20 mg / ml de laminina-1 8,16). </li><li> Retire PBS de cubreobjetos recubiertas con laminina y colocar inmediatamente 400 l de células en cubreobjetos. Transferir cuidadosamente a un plato humidificado, 37 ° C incubadora de cultivo celular. Dejar incubar durante al menos 1 hora y hasta 3 horas para permitir que las neuronas se adhieran a la laminina-1. </li><li> En condiciones estériles, inundar suavemente 35 mm platos que contienen las neuronas con 1,6 ml de F12H + suplementos. NOTA: En este momento, la tensión superficial en cubreobjetos puede romperse. Las neuronas se han adherido adecuadamente a la laminina-1 en cubreobjetos. </li><li> Células retorno a la incubadora y se incuba durante la noche. Realizar experimentos tales como la inmunocitoquímica al día siguiente. </li></ol> 6.mmunocytochemistry <ol><li> Antes de inmunocitoquímica, solución fijadora caliente (paraformaldehído al 4%, el 30% de sacarosa 2X PBS) en 37 ° C baño de agua. NOTA: Antes de fijar las células, el tratamiento con diversos reactivos, tales como netrina-1, Mn 2 +, sonic hedgehog, semaphorin y efrina 16,29-31. </li><li> Lentamente quite 1 ml de los 2 ml de F12H + suplementos de placa de cultivo. Añadir suavemente 1 ml de solución de fijación calentado. Dejar incubar a temperatura ambiente durante 10-15 min. </li><li> Retire con cuidado la solución de fijación y añadir 2 ml de PBS. Aplique la solución hacia el borde del plato, evitando posible desprendimiento de células fijadas debido a la aplicación de PBS. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min. </li><li> Repita de lavado PBS durante un total de 5 lavados. No permita que las células se sequen durante cualquier etapa de inmunocitoquímica. </li><li> Retire PBS. Aplicar 1 ml de solución de bloqueo (0,1% de Triton-X, 1X PBS, 5% de suero normal de cabra). Incubar durante 1 hora a temperatura ambiente. Alternativamente, para teñir moléculas de superficie, No utilice Triton-X en solución de bloqueo 8. </li><li> Diluir anticuerpos primarios en solución de bloqueo por recomendación de fabricación. Utilice 1: 500 para anticuerpos contra NCAM y activado β1 integrinas 16. Eliminar la solución de bloqueo, añadir 1 ml de solución de anticuerpo primario y se incuba durante 1 hora a temperatura ambiente o durante la noche a 4 ° C. </li><li> Retire la solución de anticuerpo primario y añadir 2 ml de 1X PBS. Incubar durante 5-10 min a temperatura ambiente. Repita para un total de 4 lavados con PBS. Los lavados se pueden extender, si es necesario. </li><li> Diluir anticuerpo secundario 1: 1000 en solución de bloqueo. Retirar PBS, añadir 1 ml de solución de anticuerpo secundario e incubar durante 1 hora a temperatura ambiente. NOTA: Secundaria anticuerpos son sensibles a la luz. Mantener las soluciones y las células en la oscuridad tanto como sea posible a partir de este punto en adelante. </li><li> Retire la solución de anticuerpo secundario y enjuague 5x con 1x PBS, como se hizo anteriormente. </li><li> Aplicar ~ 60-80 l de FluoromountT en un portaobjetos de microscopio. Con unas pinzas finas, levante suavemente el cubreobjetos de plato e inferior cubreobjetos en Fluoromount T en portaobjetos de microscopio. Evite las burbujas de aire. </li><li> Tienda desliza horizontalmente a 4 ° C en la oscuridad. Después de 12-24 horas, Fluormount T polimeriza y cubreobjetos estará firmemente unido a portaobjetos de microscopio. Celdas de imagen después de esta etapa de polimerización se ha completado. </li></ol>

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L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunological,+morphological,+and+electrophysiological+variation+among+retinal+ganglion+cells+purified+by+panning.">Immunological, morphological, and electrophysiological variation among retinal ganglion cells purified by panning.</a> Neuron. 1, 791-803 (1988).</li><li>Firnhaber, C., Hammarlund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuron-specific+feeding+RNAi+in+C.+elegans+and+its+use+in+a+screen+for+essential+genes+required+for+GABA+neuron+function.">Neuron-specific feeding RNAi in C. elegans and its use in a screen for essential genes required for GABA neuron function.</a> PLoS genetics. 9, e1003921 (2013).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.+1951.">A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951.</a> Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 195, 231-272 (1992).</li><li>Hollyday, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+wing+innervation.+I.+Time+course+of+innervation+and+early+differentiation+of+the+peripheral+nerve+pattern.">Chick wing innervation. I. Time course of innervation and early differentiation of the peripheral nerve pattern.</a> The Journal of comparative neurology. 357, 242-253 (1995).</li><li>Hollyday, M., Morgan-Carr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+wing+innervation.+II.+Morphology+of+motor+and+sensory+axons+and+their+growth+cones+during+early+development.">Chick wing innervation. II. Morphology of motor and sensory axons and their growth cones during early development.</a> The Journal of comparative neurology. 357, 254-271 (1995).</li><li>Honig, M. G., Kueter, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+expression+of+cell+adhesion+molecules+on+the+growth+cones+of+chick+cutaneous+and+muscle+sensory+neurons.">The expression of cell adhesion molecules on the growth cones of chick cutaneous and muscle sensory neurons.</a> Developmental biology. 167, 563-583 (1995).</li><li>Tosney, K. W., Landmesser, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+major+pathways+for+neurite+outgrowth+in+the+chick+hindlimb.">Development of the major pathways for neurite outgrowth in the chick hindlimb.</a> Developmental biology. 109, 193-214 (1985).</li><li>Dontchev, V. D., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+growth+factor+and+semaphorin+3A+signaling+pathways+interact+in+regulating+sensory+neuronal+growth+cone+motility.">Nerve growth factor and semaphorin 3A signaling pathways interact in regulating sensory neuronal growth cone motility.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6659-6669 (2002).</li><li>Munoz, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ephrin-A5+inhibits+growth+of+embryonic+sensory+neurons.">Ephrin-A5 inhibits growth of embryonic sensory neurons.</a> Developmental biology. 283, 397-408 (2005).</li><li>Roche, F. K., Marsick, B. M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+synthesis+in+distal+axons+is+not+required+for+growth+cone+responses+to+guidance+cues.">Protein synthesis in distal axons is not required for growth cone responses to guidance cues.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 638-652 (2009).</li><li>Condic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neuronal+regeneration+induced+by+transgenic+integrin+expression.">Adult neuronal regeneration induced by transgenic integrin expression.</a> Journal of Neuroscience. 21, 4782-4788 (2001).</li><li>Hory-Lee, F., Russell, M., Lindsay, R. M., Frank, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophin+3+supports+the+survival+of+developing+muscle+sensory+neurons+in+culture.">Neurotrophin 3 supports the survival of developing muscle sensory neurons in culture.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90, 2613-2617 (1993).</li><li>Toyofuku, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FARP2+triggers+signals+for+Sema3A-mediated+axonal+repulsion.">FARP2 triggers signals for Sema3A-mediated axonal repulsion.</a> Nature neuroscience. 8, 1712-1719 (2005).</li><li>Steinmetz, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+enhancement+of+the+intrinsic+growth+capacity+of+sensory+neurons+combined+with+the+degradation+of+inhibitory+proteoglycans+allows+functional+regeneration+of+sensory+axons+through+the+dorsal+root+entry+zone+in+the+mammalian+spinal+cord.">Chronic enhancement of the intrinsic growth capacity of sensory neurons combined with the degradation of inhibitory proteoglycans allows functional regeneration of sensory axons through the dorsal root entry zone in the mammalian spinal cord.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 8066-8076 (2005).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí presentamos protocolos detallados para el aislamiento y cultivo disociados neuronas sensoriales de un embrión de pollo. Este procedimiento genera una población enriquecida de neuronas robusto crecimiento in vitro 7,8,10,16. Numerosas técnicas celulares y moleculares se pueden aplicar a estas neuronas cultivadas, incluyendo inmunocitoquímica, que se describe aquí. Este protocolo se utilizó recientemente para evaluar cuantitativamente la intensidad de las integrinas activadas inmunomarcadas...

Las neuronas son las células complejas que llevan la información esencial para una variedad de funciones, incluyendo la sensibilidad, la visión, el movimiento del motor, el aprendizaje y la memoria. Único de otros tipos de células, las neuronas extienden procesos como brazos, llamadas axones, para formar carreteras neuronales esenciales para la comunicación. Durante compartimentos de desarrollo especializada ubicados en las puntas de los axones en crecimiento, llamada conos de crecimiento, navegar a través de un concierto de señales extracelulares para liderar el axón hasta su destino apropiado. Los mecanismos moleculares que subyacen a la navegación intrincados cono de crecimiento no se entienden completamente. Para entender mejor estos mecanismos, los investigadores han utilizado modelos de cultivo celular para estudiar las neuronas en un entorno in vitro definido y simplificado en. Neuronas que estudian en la cultura 1 ha dado lugar a avances significativos en nuestra comprensión de la biología de las células neuronales incluyendo: la diferenciación neuronal 2, la dinámica del citoesqueleto, la endocitosis y el tráfico, dendritaregulación de 3,4, la regeneración axonal 5, y las condiciones clínicas tales como neuropatías 6. Además, las neuronas cultivadas son altamente susceptibles a una amplia gama de técnicas de investigación incluyendo la inmunocitoquímica, las células superficie de co-inmunoprecipitación, inmunotransferencia de tipo Western, transfección, RNAi y de imágenes en vivo tales como el análisis de la motilidad timelapse cono de crecimiento. Por lo tanto, el cultivo de neuronas primarias es un enfoque poderoso para dilucidar numerosos aspectos de la biología celular de las neuronas. El modelo de cultivo celular proporciona a los investigadores con un control detallado de las condiciones ambientales y variables. Por ejemplo, los sustratos sobre los que se sembraron las neuronas (y crecen a) puede ser fácilmente manipulada. Aquí, se proporcionan instrucciones detalladas para la generación de dos sustratos distintos, uno con una baja concentración de laminina-1 y el otro con saturar las concentraciones de laminina-1. Sorprendentemente, diferentes concentraciones de la misma molécula pueden tener efectos dramáticosen el estado interno de las neuronas, así como su composición de la superficie celular. Por ejemplo, los niveles intracelulares de cAMP y superficiales niveles de integrinas son significativamente diferentes en las neuronas chapada en estos dos sustratos 7,8. Estudios adicionales han demostrado que otras moléculas, incluyendo fibronectina y proteoglicanos de sulfato de condroitina, el impacto de la expresión de moléculas de superficie celular y la motilidad neuronal 7-11. Además, las moléculas solubles, tales como las neurotrofinas y neurotropins también impacto composición de la membrana celular y la motilidad neuronal 12-16 y puede ser manipulado fácilmente y con precisión en un modelo de cultivo celular. Aquí se describen los métodos para aislar y cultura disocian neuronas sensoriales de los embriones de pollo. Este procedimiento se ha utilizado para hacer avances significativos en la neurobiología, incluyendo axón resultado 5,7,8,10,11,16-21 y fue modificada a partir de un procedimiento diseñado para aislar células ganglionares 22. Hayvarias ventajas de este enfoque. En primer lugar, muchas características de chick ganglio de la raíz dorsal (DRG) de desarrollo están bien caracterizados incluyendo el marco de tiempo para el nacimiento, la extensión del axón, y los perfiles de expresión de la proteína 2,23-28, proporcionando así una base instructiva sobre la cual construir informativa en experimentos in vitro. En segundo lugar, los cultivos neuronales disociadas permiten que el investigador para estudiar más directamente las neuronas en comparación con enfoques alternativos utilizando explantes de DRG intactas (que contienen neuronas y células no neuronales) y / o cultivos mixtos que contienen tanto las neuronas disociadas y células no neuronales. En tercer lugar, el procedimiento descrito aquí es sencillo, barato y susceptible de estudiantes universitarios. Por lo tanto, esta técnica se puede utilizar para la investigación, así como para fines de enseñanza. Además, variaciones menores de este protocolo deben permitir la purificación rápida, de alto rendimiento de las neuronas de fuentes distintas de los GRD. Por ejemplo, este procedimiento puede ser modificado para proporcionar neuronalmente ENRculturas iched de otros tejidos como el cerebro anterior de embriones o de la médula espinal. La inmunocitoquímica protocolos han sido optimizados para estos cultivos neuronales disociadas y se describen en detalle aquí. Se proporciona el procedimiento para el doble inmunocitoquímica contra la molécula de adhesión celular neural (NCAM) y las integrinas β1. Los datos generados a partir de estos métodos inmunocitoquímicos se han utilizado para examinar el patrón espacial y la intensidad de varias moléculas en las neuronas cultivadas 8,16.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="694">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">sterile small culture dishes (35mm)</td>
			<td style="width:176px;">Corning</td>
			<td style="width:135px;">430165</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">sterile large culture dishes (100mm)</td>
			<td style="width:176px;">Falcon</td>
			<td style="width:135px;">353003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">sterile large petri dishes (100mm)</td>
			<td style="width:176px;">VWR</td>
			<td style="width:135px;">89000-302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glass petri dish (100mm)</td>
			<td style="width:176px;">VWR</td>
			<td style="width:135px;">D108962&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">fine forceps</td>
			<td style="width:176px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">11251-10&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">standard forceps</td>
			<td style="width:176px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:135px;">1100-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">coverslips&#160; (22x22)</td>
			<td style="width:176px;">Fisher</td>
			<td style="width:135px;">12 518 105K</td>
			<td>0.13-0.17 mm thickness is optimal for microscopy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">porcelin coverslip holder</td>
			<td style="width:176px;">Thomas scientific</td>
			<td style="width:135px;">8542E40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fetal Bovine serum</td>
			<td style="width:176px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">17502-048</td>
			<td>use 50ml aliquots per 500 mls of Ham&#39;s F12 media&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HCL</td>
			<td style="width:176px;">VWR</td>
			<td style="width:135px;">VW3204-1</td>
			<td>use at 2M, can be used twice before discarding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NaCl</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">S9888</td>
			<td>use 5M NaCl solution for laminin-1 stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">laminin-1</td>
			<td style="width:176px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:135px;">23017-015</td>
			<td>Add 72ul of sterile 5M NaCl and aliquot into 50ul</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">15 ml conical tube</td>
			<td style="width:176px;">cell treat</td>
			<td style="width:135px;">229411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS CMF 10X</td>
			<td style="width:176px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">14200</td>
			<td>used at 1X, dilute with sterile millipore filtered water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PBS 10X</td>
			<td style="width:176px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">14080</td>
			<td>used at 1X, dilute with sterile milliporee filtered water</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ham&#39;s F12</td>
			<td style="width:176px;">Lonza</td>
			<td style="width:135px;">12-615F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Fetal Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:176px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">10438</td>
			<td>use in F12HS20 at 10%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HEPES</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">H3375</td>
			<td>make sterile 1M solution in distilled water, dilute in F12 media to obtain final concentration of 10mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Penicillin streptomyocin</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">P0781</td>
			<td>use 5mls in 500mls of F12 media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NT3</td>
			<td style="width:176px;">Millipore</td>
			<td style="width:135px;">GF031</td>
			<td>Add 1ml of sterile millipore water, aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, use at final concentration of 10ng/ml in F12H media, keep in -20 C&#160; non-defrosting freezer&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">N2</td>
			<td style="width:176px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:135px;">17502048</td>
			<td>&#160;aliquot under sterile conditions,stored at -20 0C,&#160; use 100ul per 10ml of F12H media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NGF</td>
			<td style="width:176px;">RnD systems</td>
			<td style="width:135px;">256-GF</td>
			<td>Add 1ml of sterile 1X PBS with 0.1% BSA, aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, usd at final concentration of 10 ng/ml in F12H media&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">G7513</td>
			<td>aliquot under sterile conditions, store at -20 0C, use at final concentration of 200mM in F12H media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Trypsin</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">T4049</td>
			<td>aliquot under sterile conditions, store at -20 0C</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td style="width:176px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">15260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="231">
			<td height="231" style="height:231px;width:216px;">Other items needed:&#160; general dissection instruments, including&#160; glass pasteur pipettes, fertile white leghorn chicken eggs, check egg incubator (humidified, 37 degrees C), cell incubation chamber (humidified, 37&#160; degrees C), laminar flow hood, binocular stereovision dissecting scope</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Immunocytochemistry Reagents Table</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sucrose</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">S9378</td>
			<td>used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2X PBS)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Triton-X 100</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">T-8787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:176px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">P6148</td>
			<td>used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2X PBS)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Fluoromount G</td>
			<td style="width:176px;">Southern Biotech</td>
			<td style="width:135px;">0100-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">normal goat serum</td>
			<td style="width:176px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">PCN500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">microscope slides</td>
			<td style="width:176px;">VWR</td>
			<td style="width:135px;">16004-430</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Primary Antibody Table</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Antibody against NCAM</td>
			<td style="width:176px;">Millipore</td>
			<td style="width:135px;">AB5032</td>
			<td>polyclonal</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Antibody against activated beta 1 ingegrin</td>
			<td style="width:176px;">Millipore</td>
			<td style="width:135px;">MAB19294</td>
			<td>monoclonal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Seconday Antibody Table</td>
			<td style="width:176px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Goat anti-mouse IgG Alexa 488</td>
			<td style="width:176px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">A11001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Goat anti-rabbit IgG Alexa 548</td>
			<td style="width:176px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">A11036</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

isolation and culture of dissociated sensory neurons from chick embryos

Las neuronas son las células multifacéticos que llevan la información esencial para una variedad de funciones incluyendo la sensación, el movimiento del motor, el aprendizaje y la memoria. El estudio de las neuronas in vivo puede ser un reto debido a su complejidad, sus variados y dinámicos ambientes, y las limitaciones técnicas. Por estas razones, el estudio de las neuronas in vitro puede resultar beneficioso para desentrañar los complejos misterios de neuronas. La naturaleza bien definida de modelos de cultivo celular ofrece un control detallado de las condiciones ambientales y variables. Aquí se describe cómo aislar, se disocian, y las neuronas de cultivo primario de embriones de pollo. Esta técnica es rápida, de bajo costo, y genera robustamente creciente neuronas sensoriales. El procedimiento produce consistentemente culturas que son altamente enriquecido para las neuronas y tiene muy pocas células no neuronales (menos de 5%). Neuronas primarias no se adhieren bien al vidrio sin tratar o de cultivo de plástico de tejido, por lo tanto, los procedimientos detallados para crear dos Distinct, sustratos que contiene laminina-bien definido para chapado neuronal se describen. Neuronas cultivadas son altamente susceptibles de múltiples técnicas celulares y moleculares, incluyendo co-inmunoprecipitación, imaginación de células vivas, RNAi, y inmunocitoquímica. Procedimientos para la doble inmunocitoquímica en estas neuronas cultivadas se han optimizado y descrito aquí.

El protocolo descrito aquí permite a los investigadores a la cultura una población enriquecida de neuronas sensoriales embrionarias disocian con muy pocas células (por ejemplo, &lt;5%) no neuronales 7,8,10,16. Numerosos GRD pueden ser obtenidos de la lumbosacra, regiones torácica y cervical. Dependiendo de las necesidades del investigador, los GRD de estas regiones anatómicas distintas se pueden aislar fácilmente. Por ejemplo, la Figura 1 muestra imágenes del embrión de pollo...

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Isolation and Culture of Dissociated Sensory Neurons From Chick Embryos

Modelos de cultivo celular proporcionan un control detallado de las condiciones ambientales y por lo tanto constituyen una plataforma poderosa para dilucidar numerosos aspectos de la biología de las células neuronales. Se describe un método rápido, barato y fiable para aislar, disociar, y la cultura neuronas sensoriales de los embriones de pollo. También se proporcionan detalles de la preparación de sustratos y inmunocitoquímica.

Aislamiento y cultivo de neuronas sensoriales disociadas De embriones de pollo

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. ...

isolation-culture-dissociated-sensory-neurons-from-chick

Research

JoVE Journal

Neuroscience

14.2K vistas.  Assumption College.  Modelos de cultivo celular proporcionan un control detallado de las condiciones ambientales y por lo tanto constituyen una plataforma poderosa para dilucidar numerosos aspectos de la biología de las células neuronales. Se describe un método rápido, barato y fiable para aislar, disociar, y la cultura neuronas sensoriales de los embriones de pollo. También se proporcionan detalles de la preparación de sustratos y inmunocitoquímica. 

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Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

La disección y la Cultura de las neuronas comisurales de médula espinal embrionaria

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Investigación

Neurociencias

The Culture of Primary Motor and Sensory Neurons in Defined Media on Electrospun Poly-L-lactide Nanofiber Scaffolds

Electrospinning is a technique for producing micro- to nano-scale fibers. Fibers can be electrospun with varying degrees of alignment, from highly aligned to completely random. In addition, fibers can be spun from a variety of materials, including biodegradable polymers such as poly-L-lactic acid (PLLA). These characteristics make electrospun fibers suitable for a variety of scaffolding applications in tissue engineering. Our focus is on the use of aligned electrospun fibers for nerve regeneration. We have previously shown that aligned electrospun PLLA fibers direct the outgrowth of both primary sensory and motor neurons in vitro. We maintain that the use of a primary cell culture system is essential when evaluating biomaterials to model real neurons found in vivo as closely as possible. Here, we describe techniques used in our laboratory to electrospin fibrous scaffolds and culture dorsal root ganglia explants, as well as dissociated sensory and motor neurons, on electrospun scaffolds. However, the electrospinning and/or culture techniques presented here are easily adapted for use in other applications.

Aligned electrospun fibers direct the growth of neurons in vitro and are a potential component of nerve regeneration scaffolds. We describe a procedure for preparing electrospun fiber substrates and the serum-free culture of primary rat E15 sensory (DRG) and motor neurons. Visualization of neurons by immunocytochemistry is also included.

La cultura de la motora primaria y las neuronas sensoriales en los medios de comunicación definidas en Electrospun poli-L-láctico andamios nanofibras

Electrospinning is a technique for producing micro- to nano-scale fibers. Fibers can be electrospun with varying degrees of alignment, from highly aligned ...

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Lentivirus mediada por la manipulación genética y la visualización de las neuronas sensoriales olfativas In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual neurons, researchers are able to analyze properties related to cellular trafficking, cellular structure and individual protein localization using a variety of biochemical techniques. Results from such experiments are critical for testing theories addressing the neural basis of memory and learning. However, unambiguous results from these forms of experiments are predicated on the ability to grow neuronal cultures with minimum contamination by other brain cell types. In this protocol, we use specific media designed for neuron growth and careful dissection of embryonic hippocampal tissue to optimize growth of healthy neurons while minimizing contaminating cell types (i.e. astrocytes). Embryonic mouse hippocampal tissue can be more difficult to isolate than similar rodent tissue due to the size of the sample for dissection. We show detailed dissection techniques of hippocampus from embryonic day 19 (E19) mouse pups. Once hippocampal tissue is isolated, gentle dissociation of neuronal cells is achieved with a dilute concentration of trypsin and mechanical disruption designed to separate cells from connective tissue while providing minimum damage to individual cells. A detailed description of how to prepare pipettes to be used in the disruption is included. Optimal plating densities are provided for immuno-fluorescence protocols to maximize successful cell culture. The protocol provides a fast (approximately 2 hr) and efficient technique for the culture of neuronal cells from mouse hippocampal tissue.

We provide a protocol for the culture of highly purified hippocampal neurons from prenatal mouse brains without the use of a feeder glial cell layer.

Aislamiento y cultivo de neuronas del hipocampo de ratones prenatales

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

El aislamiento de las neuronas sensoriales de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Se Patch clamp grabaciones de Corrientes glutamatérgicos

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Production and Isolation of Axons from Sensory Neurons for Biochemical Analysis Using Porous Filters

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is required to shape functional neuronal circuits. The protocol described here explains how to use cell culture inserts bearing a porous membrane (filter) to obtain large amounts of pure axonal preparations suitable for examination by conventional biochemical or immunocytochemical techniques. The functionality of these filter inserts will be demonstrated with models of developmental pruning and Wallerian degeneration, using explants of embryonic dorsal root ganglion. Axonal integrity and function is compromised in a wide variety of neurodegenerative pathologies. Indeed, it is now clear that axonal dysfunction appears much earlier in the course of the disease than neuronal soma loss in several neurodegenerative diseases, indicating that axonal-specific processes are primarily targeted in these disorders. By obtaining pure axonal samples for analysis by molecular and biochemical techniques, this technique has the potential to shed new light into mechanisms regulating the physiology and pathophysiology of axons. This in turn will have an impact in our understanding of the processes that drive degenerative diseases of the nervous system.

This article describes a neuronal culture system that can be used to obtain large quantities of pure axonal samples for biochemical and immunocytochemical analyses. This technique will allow an improved understanding of normal axonal physiology and signaling pathways leading to neurodegeneration.

Producción y aislamiento de los axones de las neuronas sensoriales para el análisis bioquímico Usando porosos Filtros

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Aislamiento, cultivo y mantenimiento a largo plazo de Primaria mesencefálico neuronas dopaminérgicas a partir de cerebros de embriones de roedores

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

Removal of Drosophila Muscle Tissue from Larval Fillets for Immunofluorescence Analysis of Sensory Neurons and Epidermal Cells

Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons are a popular model for investigating mechanisms of neuronal morphogenesis. Da neurons develop in communication with the epidermal cells they innervate and thus their analysis benefits from in situ visualization of both neuronally and epidermally expressed proteins by immunofluorescence. Traditional methods of preparing larval fillets for immunofluorescence experiments leave intact the muscle tissue that covers most of the body wall, presenting several challenges to imaging neuronal and epidermal proteins. Here we describe a method for removing muscle tissue from Drosophila larval fillets. This protocol enables imaging of proteins that are otherwise obscured by muscle tissue, improves signal to noise ratio, and facilitates the use of super-resolution microscopy to study da neuron development.

Removal of Drosophila Muscle Tissue from Larval Fillets for Immunofluorescence Analysis of Sensory Neurons and Epidermal Cells

Studies of neuronal morphogenesis using Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons benefit from in situ visualization of neuronal and epidermal proteins by immunofluorescence. We describe a procedure that improves immunofluorescence analysis of da neurons and surrounding epidermal cells by removing muscle tissue from the larval body wall.

Eliminación de<em&gt; Drosophila</em&gt; Tejido muscular de larvas Filetes para el análisis de inmunofluorescencia de las neuronas sensoriales y las células epidérmicas

Drosophila larval dendritic arborization (da) neurons are a popular model for investigating mechanisms of neuronal morphogenesis. Da neurons develop in ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

El pez cebra<em&gt; In Situ</em&gt; Médula Espinal Preparación para Registros electrofisiológicos de Spinal Sensory y neuronas motoras

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

Aislamiento y Cultura de Neuronas de la Médula Espinal de Ratones Neonatales

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...