Name: isolation and culture of dissociated sensory neurons from chick embryos
Uploaded: 2014-09-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
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우리는이 논문에 대한 통찰력있는 의견을 앨리슨 Philbrook, 벨린다 Barbagallo 마이클 프랜시스에게 감사의 말씀을 전합니다. 이 책에서보고 된 연구는 MLL에게 수여 R15 AREA 상 1R15NS070172-01A1에 의해 지원되었다.

1 커버 슬립 준비 : 산 세척 및 구워 <ol><li> 최소 2 일 전에 해부 (2 단계)로 된 커버를 준비하려면 다음 단계를 시작합니다. 오일과 철저하게 청소 된 커버를 제거 할 수있는 산 세척 단계를 수행합니다. </li><li> 수직으로 된 커버를 배치하고 서로 닿지에서 그들을 방지 도자기 홀더에로드 된 커버. 2 M 염산 (HCL)로 채워진 유리 조직 학적 용기에 홀더와 커버 슬립을 담근다. 도자기 홀더를 사용할 수없는 경우 또는, 100mm 유리 페트리 접시의 바닥을 커버하고 2 M 염산에 커버 슬립 잠수함 20 커버 슬립 수평 ~ 퍼졌다. </li><li> 흄 후드에서 로커 테이블 (산에 침수 된 커버와 함께) 유리 용기를 놓고 실온에서 적어도 5 시간 동안 락을 부드러운 수 있습니다. 또한, 산 세척 하룻밤 동일한 조건으로 된 커버. </li><li> 도자기 홀더로드 전송하여 증류수 H 2 O DH (2 O)로 된 커버를 세척dH보다 2 O. 가득 깨끗한 유리 조직학 컨테이너에 2 M 염산에서 커버 슬립과 함께 또한, 커버 슬립 유리 페트리 접시에서 2 M 염산을 가만히 따르다 및 dH보다 2 O.로 리필 </li><li> 다시 dH보다 2 O 경사 분리와 신선한 dH보다 2 O. 유리 용기를 리필하여 세척 3 빠른 세척 총 반복합니다. </li><li> 로커에 (커버 슬립와 dH보다 2 O) 유리 용기를 반환하여 더 이상 세척 요법을 시작합니다. 실온에서 10 ~ 30 분 동안 교반과에 대한 허용합니다. 그런 다음, dH보다 2 O를 가만히 따르다 신선한 dH보다 2 O. 추가 적어도 10 세척 총 반복합니다. 또한, 하룻밤 세척을 계속합니다. </li><li> 350 °의 C로 예열로에 세척 된 커버를 놓습니다. 도자기 홀더를 사용하는 경우, dH보다에서 2 O 채워진 유리 용기를 홀더를 제거하고 직접 용광로로 된 커버와 홀더를 배치합니다. 유리 페트리 접시를 사용하는 경우, dH보다 2 O를 가만히 따르다 및 furnac로 된 커버와 유리 접시를 배치전자. </li><li> 적어도 다섯 시간 밤새 350 ° C에 대한 커버 슬립 굽는다. </li><li> 굽​​기가 완료되면, 미세 집게로 도자기 홀더에서 커버 슬립을 제거하고 멸균 100mm 유리 페트리 접시에 놓습니다. 원래 유리 페트리 접시에서 도자기 홀더에 배치되지 않은 커버 슬립을 둡니다. </li></ol> 2 병아리 해부 및 DRGs의 분리 <ol><li> 비옥 제거 (부드러운 락으로 37-38.5 ° C에서 개최) 인큐베이터에서 화이트 레그혼 종 병아리 달걀을 벌였다. 참고 : 이전의 연구는 DRGs 2,8,11-13,16의 분리를 위해 배아 일 7-10 사용했다. </li><li> 층류 후드에서 선택한 계란을 넣습니다. 멸균 솔루션과 악기 층류 후드에서 무균 조건 아래 모든 절차를 실시한다. 37 ° C의 물을 욕조에 미리 따뜻한 모든 솔루션을 제공합니다. </li><li> 플라스틱 100mm 페트리 접시에 계란과 장소 내용을 균열. 또 다른 100mm 페트리 접시에 배아를 전송하는 표준 집게를 사용합니다. </li><l난&gt; 파스퇴르 피펫을 사용하여, 젖은 조직을 유지하기 위해 페트리 접시에 1X PBS를 따뜻하게 추가합니다. 미세 집게로 목을 집어 배아 목을 벨. 또 다른 깨끗한 100mm 페트리 접시에 몸을 전송합니다. </li><li> 따뜻한 F12HS10 추가 (햄 F12, 10 mM의 HEPES, 100 유닛 / ㎖ 페니실린 / ㎖ 스트렙토 마이신, 10 % 소 태아 혈청 0.1 mg)을 웨트 티슈를 유지 파스퇴르 피펫 가진 접시한다. 그 몸 윗면 (그림 1A)에 배아를 위치 집게를 사용합니다. </li><li> 층류 후드에서 양안 입체의 해부 현미경에 배아 조직을 포함 100mm 플라스틱 페트리 접시를 놓습니다. 심장, 폐 등의 장기를 노출하는 현상 진피를 집어 목 꼬리에서 수직 중간 선 절개를하여 미세 집게를 사용합니다. 대안 적으로, 내부 기관을 노출 작은 눈물 일련의 확인. </li><li> 부드럽게 멸균 미세 집게 2 세트 사용) 목을 잡고 b)는 꼬리를 향해 심장에 바로 위에있는 대동맥 또는 기타 조직을 잡고 끌어가,동물 eviscerating. </li><li> 조직에 파스퇴르 피펫 따뜻한 F12HS10을 적용합니다. 개발 갈비뼈, 척추 및 DRGs (그림 1B-1D)를 노출 남아있는 심장 혈관, 호흡기 나 소화 기관을 제거하는 집게를 사용하십시오. </li><li> 해부 현미경, 상기 리브 열등 요추 척추의 양쪽을 따라 DRGs를 장기를 제거하고 수집하는 미세 집게를 사용합니다. 배아에서 그대로 DRGs를 따 버릴에 의해 DRGs를 수집합니다. 핀치와 척수를 향해 DRG에서 도달하고 주변 또는 그 반대 방향으로 DRG에서 도달 개발 신경을 잡고 뿌리를 절단. </li><li> 따뜻한 F12HS10 가득 35mm 배양 접시에 그대로 DRGs를 놓습니다. 미세 집게로 집어 35mm 접시에 그대로 DRGs에서, 같은 DRGs에 부착했을 수 지느러미 또는 복부 뿌리로, 초과 조직을 제거합니다. </li><li> 요추 우수 DRGs를 얻으려면, 흉부 및 cervi의 복부의 절반을 제거칼 척추. 이것은 상부 경추 영역에서 척수 축과 상부 요추의 다른 절단 직교 현상 척주에서 절단함으로써 행해진 다. 그 후, 상처가 오른쪽 및 척주의 왼쪽 측면을 따라 척수 축에 평행하게. 드러내는에게 척수 (그림 1E-1 층) 노출 배아에서 척추의 복부 절반을 올립니다. </li><li> DRGs에 쉽게 액세스 할 수 있도록하려면, 미세 집게로 척수를 잡고 흉추 및 경추 척수를 제거합니다. 척추에서 척수를 들어 올릴 집게를 사용합니다. 근사화로서, 흉추 척수 리브의 수준이며 치경부는 리브 우수하다. </li><li> 미세 집게로 그대로 흉부와 경부 DRGs를 수집하고 다른 DRGs 따뜻한 F12HS10에 배치합니다. DRGs을 준수 할 수 초과 조직을 제거합니다. </li><li> 도움 F12HS10와 새로운 유리 파스퇴르 피펫의 내부를 씻어피펫의 벽에 달라 붙는 것을 DRGs를 방지 할 수 있습니다. 멸균 15 ML 원뿔 관에 작은 배양 접시에서 모든 DRGs 및 F12HS10를 전송하고 바로 3 단계로 진행하기 위해 세척 피펫을 사용합니다. NOTE : 추가 배아 DRGs의 수를 증가시키기 위해 해부된다. DRGs는 3 단계에 대한 준비가 될 때까지 37 ° C에서 F12HS10에 보관해야합니다. </li></ol> 3 해리, 풍성하게하고, 배양 DRG 뉴런 - 1 부 <ol><li> 그대로 DRGs 원심 분리기에 부드럽게와 장소 원뿔 관은 2 ~ 3 분 (200 XG)를 회전. DRGs 튜브의 바닥에 침몰 한 것을 확인합니다. 그렇지 않다면, 다시 스핀. </li><li> 피펫을 사용하여 부드럽게 방해받지 DRG 펠렛을 떠나 F12HS10를 제거합니다. DRGs의 펠렛을 빠지 1 배 칼슘과 마그네슘 무료 (CMF) PBS의 2 ML을 추가합니다. 다시 스핀 그대로 DRG 펠렛을 유지하면서 CMF PBS를 제거합니다. 다음 단계에서 트립신 소화 방해하는 F12HS10의 소 태아 혈청을 제거하기 위해 세척 세의 총이 세척 과정을 반복. </li><li> 2 ml의 CMF PBS와 DRGs를 포함하는 15 ML 튜브로 가온 트립신 2 ㎖를 추가합니다. 10 ~ 15 분 해리 세포로 DRGs를 소화하는 37 ° C의 물을 욕조에 넣어 튜브. </li><li> 배양하는 동안, F12H + 보충 함유 미디어를 만들 (햄의 F12, 10 mM의 HEPES 100 단위 / ml의 페니실린, 0.1 ㎎ / ㎖ 스트렙토 마이신, 10 NG / ㎖ NT3, 10 NG / ML NGF, 200 MM의 L-글루타민 및 N2)와 따뜻한 37 ° C의 물을 욕조에. 일반적으로, 전체 미디어의 10 ml의 기본 감각 뉴런의 4-5 35mm 요리에 충분하다. 또한 해동 라미닌 한 코팅 된 커버 (4 단계)에 대한을 시작합니다. </li><li> 시각적으로 부드럽게 씹다 P1000 피펫 트립신 용액 DRGs하고 그대로 DRGs의 부재에 대한 검사. 그대로 DRGs가 더 이상 눈으로 볼 때까지 분쇄를 계속 및 / 또는 그대로 DRGs가 해리 될 때까지 37 ° C의 물을 욕조에 이상 트립신 배양을 위해 할 수 있습니다. , 손상 DRG 신경 세포를 보호 분쇄하는 동안 공기 방울을 방지하고 &lt;30 분에 트립신 소화를 제한합니다. </li><li> Centrifug해리 DRGs를 함유 펠렛을 형성하기 위해 3 ~ 5 분 동안 200 XG에서 트립신 E 튜브. 펠릿이 형성 될 때까지 필요한 경우 더 이상 봐. </li><li> 조심스럽게 펠렛을 방해하지 않고 트립신을 대기음. 펠렛 F12HS10 2 ㎖를 추가합니다. 부드럽게 P1000 피펫 팁 DRGs를 씹다. </li><li> 100mm 배양 접시에 15 ML 원뿔 관에서 모든 내용을 전송합니다. 10 ㎖의 총 시간에, 2 ml의 8 ML의 F12HS10 함께 튜브를 세척하여 배양 접시에 옮긴다. 이러한 세정 단계는 튜브의 벽에 부착 남아있는 세포를 수집 할 수 있습니다. </li><li> 100mm 배양 접시에 놓습니다 (10 ml의 F12HS10와 및 DRG 세포를 해리) 3 시간 동안 가습 37 ° C 배양기에. NOTE : HEPES는 CO 2의 부재 매체의 pH를 완충하기 때문에 CO 2 인큐베이터에 필요한 것은 아니다. 배양 중에 신경 교세포 느슨하게 폐해 침대에 부착하는 경향이 조직 배양 플라스틱 및 신경 세포의 표면에 결합한다. </li></ol> 4 코팅 산 세척라미닌-1와 구운 Coverslips는 <ol><li> 얼음에 냉동 라미닌-1의 멸균 분주 해동. </li><li> 멸균 조건 하에서, 라미닌 (1)의 50 μL 분취를 멸균 1X PBS 1 ㎖를 추가한다. </li><li> 280 nm에서 라미닌 1의 흡광도 값을 획득하는 분광 광도계를 사용한다. 라미닌 (1)의 농도를 결정하기 위해 다음의 수학 식에이 값을 사용한다. </li></ol> ABS 280 = (농도 ㎎ / ㎖) * (단백질의 흡광 계수) 라미닌 1의 흡광 계수는 0.86이다. <ol start="4"><li> 멸균 조건 하에서, 1 ㎎ / ㎖, 20 ㎎ / ㎖의 농도를 얻었다 1X PBS로 라미닌 1 희석. 라미닌-1 배양 7,8,10 후 커버 슬립 (30 NG / cm 2 및 300 NG / 각각 cm 2)에 결합의 10 배의 차이를 달성하기 위해 라미닌-1이 두 적용 농도를 사용합니다. </li><li> 층류 후드에서, 하나의 산 세정하고, 구운 C를 배치 미세 겸자를 사용한 35mm 배양 접시의 바닥에 overslip. 필요한 접시의 수를 얻기 위해 필요한만큼 반복한다. </li><li> 추가 살균을 위해 20-30 분 동안 UV 광에 커버 슬립 대상. 이 단계에서 접시 뚜껑을 유지합니다. </li><li> 각각의 유리 커버 슬립을 준비 라미닌-1의 400 μl를 추가합니다. 커버 슬립의 전체 범위를 보장하기 위해 라미닌-1을 확산 피펫 팁을 사용합니다. 표면 장력은 라미닌-1은 커버 슬립에 남아 필요 배양 접시의 바닥에 전염되지 수 있습니다. </li><li> 접시에 뚜껑을 놓고 라미닌-1은 실온에서 2 ~ 3 시간 동안 배양 할 수 있도록 (3 시간 최적입니다). </li><li> 라미닌 인큐베이션 한 후, 층류 후드에서 멸균 PBS로 무균 기술을 이용하여 커버 슬립을 헹군다. 커버 슬립에 솔루션을 제거하고 PBS 400 μl를 추가합니다. 5 ~ 10 분을 기다립니다. 세 린스의 총 반복합니다. </li><li> 마지막 헹굼 후 커버 슬립에 PBS를 남겨주세요. 세척시 표면 장력을 아프게하지 마십시오 된 커버가 건조 할 수 없습니다. 르준비가 될 때까지의 집결지 뚜껑 coverlip에 신경을 해리 판에. </li></ol> 5 해리, 풍성하게하고, 배양 DRG 뉴런 - 2 부 <ol><li> 배양 후, 부드럽게 해리 DRG 세포를 함유 100mm 접시의 바닥 린스 10 ㎖의 멸균 피펫을 사용한다. 부드럽게 약 3 분의 접시에 7 ㎖의 추방 ~ 피펫 도움으로 F12HS10의 7 ML을 당겨, 45 ° 각도 ~에서 요리를 잡습니다. 부드럽게 신경을 빠지, 배를 반복합니다. </li><li> 접시를 돌려 요리의 또 다른 3 분에, 또 다른 여섯 린스를 들어, 절차를 세척 반복합니다. 접시의 3 분의 나머지에 대해 다시 절차를 반복. 이러한 방식으로, 신경 세포를 부드럽게 제거 F12HS10로 접시의 전체 바닥을 헹군다. </li><li> 같은 피펫을 사용하여 15 원뿔 튜브에 100mm 접시에서 F12HS10 포함하는 신경 세포를 전송합니다. 세포 펠렛 200g에 5 ~ 10 분 동안 원심 분리기. </li><li> 방해받지 펠렛을 떠나 F12HS10를 제거합니다. 따뜻하게 F12H + 보충 2 ㎖로 재현 탁 펠렛. </li><l난&gt; 세포 밀도를 결정하는데 사용 혈구. </li><li> 원하는 도금 농도 (20 μg / ml의 라미닌 1 8,16으로 코팅 된 커버 1 μg / ml의 라미닌 1 40,000 세포 / ml로 코팅 된 커버 120,000 세포 / ml)를 수득 F12H + 보조제와 같은 필요한 세포를 희석. </li><li> 라미닌 - 코팅 된 커버에서 PBS를 제거하고 즉시 커버 슬립에 세포를 400 μl를 배치합니다. 조심스럽게 가습, 37 ° C에서 세포 배양 인큐베이터에 접시를 전송합니다. 뉴런은 라미닌-1을 준수 할 수 있도록 3 시간에 적어도 1 시간까지 배양 할 수 있습니다. </li><li> 무균 조건에서 부드럽게 F12H + 보충 1.6 ml의 신경 세포를 포함하는 35mm 요리를 홍수. 참고 :이 때, 커버 슬립에 장력이 나눌 수 있습니다 표면. 신경 세포는 적절하게 커버 슬립에 라미닌-1에 부착했다. </li><li> 보육 밤새 배양 세포를 돌려줍니다. 다음과 같은 일 면역 세포와 같은 실험을 수행합니다. </li></ol> (6) Immunocytochemistry <ol><li> 면역 세포에 앞서, 37 ° C의 물을 욕조에 따뜻한 정착 용액 (4 % 파라 포름 알데히드, 30 % 자당 2 배 PBS). 참고 : 세포를 고정하기 전에, 같은 netrin-1, 미네소타 2 +, 소닉 고슴도치, semaphorin 및 ephrin 16,29-31 등 다양한 시약으로 처리합니다. </li><li> 천천히 배양 접시에서 F12H + 보충의 2 ML 1 ㎖를 제거합니다. 부드럽게 따뜻하게 정착 용액 1 ㎖를 추가합니다. 10 ~ 15 분 동안 실온에서 배양 할 수 있습니다. </li><li> 조심스럽게 정착 솔루션을 제거하고 2 ㎖의 PBS를 추가합니다. PBS의 응용 프로그램으로 인해 고정 된 세포의 수 빠지을 피하고, 접시의 가장자리를 향해 솔루션을 적용합니다. 5 분 동안 실온에서 배양한다. </li><li> 5 세척 총 PBS 세척을 반복합니다. 세포가 면역 세포의 단계에서 건조 할 수 없습니다. </li><li> PBS를 제거합니다. 솔루션 차단 1 ㎖ 적용 (0.1 % 트리톤-X를, 1X PBS, 5 % 정상 염소 혈청). 실온에서 1 시간 동안 배양한다. 다르게는, 표면 분자 얼룩이용액 팔을 차단 트리톤-X를 사용하지 마십시오. </li><li> 제조의 추천되고 차단 솔루션에 기본 항체를 희석. NCAM에 대한 항체 (500)와 β1 인테그린 (16)을 활성화 : 1 사용합니다. 차단 솔루션을 제거 차 항체 용액 1 ㎖를 추가하고 실온에서 또는 하룻​​밤 4 ℃에서 1 시간 동안 배양한다. </li><li> 차 항체 용액을 제거하고 1X PBS 2 ㎖를 추가합니다. 실온에서 5 ~ 10 분 동안 품어. 4 PBS 세척의 총 반복합니다. 필요한 경우 세척은 확장 할 수 있습니다. </li><li> 1 차 항체를 희석 : 1000을 차단 솔루션에. , PBS를 1 ㎖의 제거보기 차 항체 용액을 추가하고, 실온에서 1 시간 동안 배양한다. 참고 : 2 차 항체 광 감응성. 이 시점에서 최대한 어두운 용액과 세포를 유지. </li><li> 차 항체 용액을 제거하고 이전에 수행으로, 1X PBS로 5 배를 씻어. </li><li> Fluoromount의 ~ 60 ~ 80 μl를 적용현미경 슬라이드 위에 G. 미세 집게를 사용하여 부드럽게 현미경 슬라이드에 Fluoromount G에 접시와 하부 커버 슬립에서 커버 슬립을 들어 올립니다. 공기 방울을 피하십시오. </li><li> 스토어는 어둠 속에서 4 ° C에서 수평으로 슬라이드. 12 ~ 24 시간 후, Fluormount G는 중합하고 coverslip에 단단히 현미경 슬라이드에 첨부됩니다. 이 중합 단계 이후에 이미지의 세포가 완료됩니다. </li></ol>

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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chondroitin+sulfate+proteoglycan+elevates+cytoplasmic+calcium+in+DRG+neurons.">Chondroitin sulfate proteoglycan elevates cytoplasmic calcium in DRG neurons.</a> Developmental biology. 166, 87-100 (1994).</li><li>Snow, D. M., Brown, E. M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+cone+behavior+in+the+presence+of+soluble+chondroitin+sulfate+proteoglycan+(CSPG),+compared+to+behavior+on+CSPG+bound+to+laminin+or+fibronectin.">Growth cone behavior in the presence of soluble chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin.</a> Int J Dev Neurosci. 14, 331-349 (1996).</li><li>Snow, D. M., Lemmon, V., Carrino, D. A., Caplan, A. I., Silver, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sulfated+proteoglycans+in+astroglial+barriers+inhibit+neurite+outgrowth+in+vitro.">Sulfated proteoglycans in astroglial barriers inhibit neurite outgrowth in vitro.</a> Experimental neurology. 109, 111-130 (1990).</li><li>Snow, D. M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurite+outgrowth+on+a+step+gradient+of+chondroitin+sulfate+proteoglycan+(CS-PG).">Neurite outgrowth on a step gradient of chondroitin sulfate proteoglycan (CS-PG).</a> Journal of neurobiology. 23, 322-336 (1992).</li><li>Snow, D. M., Mullins, N., Hynds, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nervous+system-derived+chondroitin+sulfate+proteoglycans+regulate+growth+cone+morphology+and+inhibit+neurite+outgrowth:+A+light,+epifluorescence,+and+electron+microscopy+study.">Nervous system-derived chondroitin sulfate proteoglycans regulate growth cone morphology and inhibit neurite outgrowth: A light, epifluorescence, and electron microscopy study.</a> Microsc Res Tech. 54, 273-286 (2001).</li><li>Barres, B. A., Silverstein, B. E., Corey, D. P., Chun, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunological,+morphological,+and+electrophysiological+variation+among+retinal+ganglion+cells+purified+by+panning.">Immunological, morphological, and electrophysiological variation among retinal ganglion cells purified by panning.</a> Neuron. 1, 791-803 (1988).</li><li>Firnhaber, C., Hammarlund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuron-specific+feeding+RNAi+in+C.+elegans+and+its+use+in+a+screen+for+essential+genes+required+for+GABA+neuron+function.">Neuron-specific feeding RNAi in C. elegans and its use in a screen for essential genes required for GABA neuron function.</a> PLoS genetics. 9, e1003921 (2013).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.+1951.">A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951.</a> Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 195, 231-272 (1992).</li><li>Hollyday, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+wing+innervation.+I.+Time+course+of+innervation+and+early+differentiation+of+the+peripheral+nerve+pattern.">Chick wing innervation. I. Time course of innervation and early differentiation of the peripheral nerve pattern.</a> The Journal of comparative neurology. 357, 242-253 (1995).</li><li>Hollyday, M., Morgan-Carr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chick+wing+innervation.+II.+Morphology+of+motor+and+sensory+axons+and+their+growth+cones+during+early+development.">Chick wing innervation. II. Morphology of motor and sensory axons and their growth cones during early development.</a> The Journal of comparative neurology. 357, 254-271 (1995).</li><li>Honig, M. G., Kueter, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+expression+of+cell+adhesion+molecules+on+the+growth+cones+of+chick+cutaneous+and+muscle+sensory+neurons.">The expression of cell adhesion molecules on the growth cones of chick cutaneous and muscle sensory neurons.</a> Developmental biology. 167, 563-583 (1995).</li><li>Tosney, K. W., Landmesser, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+the+major+pathways+for+neurite+outgrowth+in+the+chick+hindlimb.">Development of the major pathways for neurite outgrowth in the chick hindlimb.</a> Developmental biology. 109, 193-214 (1985).</li><li>Dontchev, V. D., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+growth+factor+and+semaphorin+3A+signaling+pathways+interact+in+regulating+sensory+neuronal+growth+cone+motility.">Nerve growth factor and semaphorin 3A signaling pathways interact in regulating sensory neuronal growth cone motility.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6659-6669 (2002).</li><li>Munoz, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ephrin-A5+inhibits+growth+of+embryonic+sensory+neurons.">Ephrin-A5 inhibits growth of embryonic sensory neurons.</a> Developmental biology. 283, 397-408 (2005).</li><li>Roche, F. K., Marsick, B. M., Letourneau, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+synthesis+in+distal+axons+is+not+required+for+growth+cone+responses+to+guidance+cues.">Protein synthesis in distal axons is not required for growth cone responses to guidance cues.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 638-652 (2009).</li><li>Condic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+neuronal+regeneration+induced+by+transgenic+integrin+expression.">Adult neuronal regeneration induced by transgenic integrin expression.</a> Journal of Neuroscience. 21, 4782-4788 (2001).</li><li>Hory-Lee, F., Russell, M., Lindsay, R. M., Frank, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurotrophin+3+supports+the+survival+of+developing+muscle+sensory+neurons+in+culture.">Neurotrophin 3 supports the survival of developing muscle sensory neurons in culture.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90, 2613-2617 (1993).</li><li>Toyofuku, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FARP2+triggers+signals+for+Sema3A-mediated+axonal+repulsion.">FARP2 triggers signals for Sema3A-mediated axonal repulsion.</a> Nature neuroscience. 8, 1712-1719 (2005).</li><li>Steinmetz, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+enhancement+of+the+intrinsic+growth+capacity+of+sensory+neurons+combined+with+the+degradation+of+inhibitory+proteoglycans+allows+functional+regeneration+of+sensory+axons+through+the+dorsal+root+entry+zone+in+the+mammalian+spinal+cord.">Chronic enhancement of the intrinsic growth capacity of sensory neurons combined with the degradation of inhibitory proteoglycans allows functional regeneration of sensory axons through the dorsal root entry zone in the mammalian spinal cord.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 8066-8076 (2005).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

여기에서 우리는 분리에 대한 자세한 프로토콜을 제시하고 배양은 병아리 배아에서 감각 신경 해리. 이 절차는 시험 관내 7,8,10,16의 고성장 신경 세포의 풍부한 인구를 생성합니다. 다수의 세포 및 분자 기술들은 여기에 설명 된 면역 세포를 포함하여 이들 배양 된 신경에 적용 할 수있다. 이 프로토콜은 최근 정량적 감각 성장 콘 8,16에서 immunolabeled 인테그린 활성화의 강도?...

뉴런은 감각, 비전, 모터 운동, 학습 및 메모리를 포함하는 다양한 기능에 필수적인 정보를 전달 복잡한 세포입니다. 다른 세포 유형에서 독특한는 뉴런 통신에 필수적인 신경 도로를 형성하도록, 아암 형상 프로세스라는 축삭을 연장. 성장 축삭의 끝에있는 개발 전문 구획 동안의 적절한 대상으로 축삭을 이끌 세포 외 신호의 콘서트를 탐색, 성장 콘을했다. 성장 콘 탐색의 기초가 복잡한 분자 메커니즘은 완전히 이해되지 않습니다. 더 나은 이러한 메커니즘을 이해하기 위해, 연구자들은 정의의 단순화 된 체외 환경에서 뉴런을 연구하기 위해 세포 배양 모델을 사용하고 있습니다. 신경 세포의 분화 2, 세포 골격 역학, 엔도 시토 시스와 인신 매매, 덴 드라이트 (dendrite) : 문화 1에서 공부 뉴런을 포함, 신경 세포 생물학에 대한 우리의 이해에 상당한 발전을 주도하고있다규제 3,4, 축삭 재생 5, 및 신경 병증 6 임상 조건. 또한, 배양 된 신경 세포는 면역 세포, 세포 표면 공동 - 면역 침전, 웨스턴 블롯, 형질 감염, RNAi에, 이러한 성장 콘 운동성 인터벌 분석과 같은 라이브 영상을 포함한 연구 기법의 넓은 범위에 높은 의무이다. 따라서, 차 뉴런을 배양하여 신경 세포 생물학의 다양한 양상을 규명 할 수있는 강력한 방법이다. 세포 배양 모델은 환경 조건 및 변수를 세부적으로 제어 수사관을 제공합니다. 예를 들어, 신경 도금 (시 및 성장)이되는 하층이 쉽게 조작 할 수있다. 여기서 우리는 두 가지 하층 낮은 라미닌-1 농도가 하나 라미닌-1의 농도를 포화와 다른 생성에 대한 자세한 지침을 제공합니다. 놀랍게도, 동일한 분자의 다른 농도 극적인 효과를 가질 수있다뉴런의 내부 상태뿐만 아니라 세포 표면에 조성물. 예를 들어, 인테그린의 캠프 및 표면 수준의 세포 내 수준이 두 하층 7,8에 도금 뉴런에서 크게 다르다. 추가 연구는 피브로넥틴 및 콘드로이틴 설페이트 프로테오글리칸, 충격 세포 표면 분자의 발현 및 신경 운동성 7-11을 포함하는 다른 분자를 보여 주었다. 또한, 예컨대도 세포막 조성물 및 신경 운동성 12-16 영향 용이하고 정확하게 세포 배양 모델에서 조작 할 수 neurotrophins 및 neurotropins 수용성 분자. 여기에, 우리는 방법을 분리 및 문화 병아리 배아에서 감각 신경 해리에 대해 설명합니다. 이 절차는 축삭의 파생물 5,7,8,10,11,16-21을 포함하여 신경 생물학에서 중요한 돌파구를 만들기 위해 사용되었으며, 신경절 세포 (22)을 분리하도록 설계 절차에서 수정되었습니다. 이 있습니다이 방법의 몇 가지 이점. 먼저, 병아리 후근 신경절 (DRG) 개발 많은 기능도 탄생 축삭 연장을위한 시간 프레임을 포함한 것을 특징으로하며, 단백질 발현, 따라서 관내 실험에서 유익한 구축 할시에 유익한 기초를 제공 2,23-28 프로필. 둘째, 연결을 문화가 조사가보다 직접적으로 해리 신경 세포와 비 신경 세포를 모두 포함 (신경 세포와 비 신경 세포를 포함) 그대로 DRG 외식 및 / 또는 혼합 문화를 사용하는 다른 방법에 비해 신경 세포를 연구 할 수 있도록 해리. 셋째, 여기에 설명 된 절차는 간단 저렴하고 학부생 의무가 있습니다. 따라서,이 기술은 연구뿐만 아니라 교육 목적으로 사용될 수있다. 또한,이 프로토콜의 사소한 변화는 DRGs 이외의 소스에서 신경 세포의 빠르고 높은 수율 정화를 허용해야합니다. 예를 들어,이 과정은 ENR neuronally 제공하도록 변형 될 수있다전뇌 배아 또는 척수 등의 다른 조직으로부터 배양 iched. 면역 세포 화학 프로토콜이 해리 신경 배양을 위해 최적화되어 있고 여기에 상세하게 설명된다. 신경 세포 부착 분자 (NCAM) 및 β1 인테그린 대한 이중 면역 세포 화학을위한 절차가 제공된다. 이러한 면역 조직 화학적 방법에서 생성 된 데이터는 배양 된 신경 세포에서 8,16 공간적 패터닝 여러 분자의 강도를 검사하는데 사용되어왔다.

<table><tbody><tr><td>Sterile small culture dishes (35 mm)</td><td>Corning</td><td>430165</td><td></td></tr><tr><td>Sterile large culture dishes (100 mm)</td><td>Falcon</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>Sterile large Petri dishes (100 mm)</td><td>VWR</td><td>89000-302</td><td></td></tr><tr><td>Glass Petri dish (100 mm)</td><td>VWR</td><td>D108962</td><td></td></tr><tr><td>Fine forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Standard forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>1100-12</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips (22 x 22 mm)</td><td>Fisher</td><td>12 518 105K</td><td>0.13-0.17 mm thickness is optimal for microscopy</td></tr><tr><td>Porcelin coverslip holder</td><td>Thomas scientific</td><td>8542E40</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine serum</td><td>Gibco</td><td>17502-048</td><td>use 50 ml aliquots per 500 ml of Ham&#039;s F12 media</td></tr><tr><td>HCl</td><td>VWR</td><td>VW3204-1</td><td>use at 2 M, can be used twice before discarding</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S9888</td><td>use 5 M NaCl solution for laminin-1 stock solution</td></tr><tr><td>Laminin-1</td><td>Invitrogen</td><td>23017-015</td><td>Add 72 &amp;micro;l of sterile 5 M NaCl and aliquot into 50 &amp;micro;l</td></tr><tr><td>15 ml Conical tube</td><td>cell treat</td><td>229411</td><td></td></tr><tr><td>PBS CMF 10x</td><td>Gibco</td><td>14200</td><td>used at 1x, dilute with sterile Millipore filtered water</td></tr><tr><td>PBS 10x</td><td>Gibco</td><td>14080</td><td>used at 1x, dilute with sterile Millipore filtered water</td></tr><tr><td>Ham&#039;s F12</td><td>Lonza</td><td>12-615F</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Gibco</td><td>10438</td><td>use in F12HS20 at 10%</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td>make sterile 1 M solution in distilled water, dilute in F12 media to obtain final concentration of 10 mM</td></tr><tr><td>Penicillin/streptomyocin</td><td>Sigma</td><td>P0781</td><td>use 5 ml in 500 ml of F12 media</td></tr><tr><td>NT3</td><td>Millipore</td><td>GF031</td><td>Add 1 ml of sterile Millipore water, aliquot under sterile conditions, store at -20 &amp;deg;C, use at final concentration of 10 ng/ml in F12H media, keep in -20 &amp;deg;C non-defrosting freezer</td></tr><tr><td>NGF</td><td>RnD systems</td><td>256-GF</td><td>Add 1 ml of sterile 1x PBS with 0.1% BSA, aliquot under sterile conditions, store at -20 &amp;deg;C, used at final concentration of 10 ng/ml in F12H media</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Sigma</td><td>G7513</td><td>aliquot under sterile conditions, store at -20 &amp;deg;C, use at final concentration of 200 mM in F12H media</td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Sigma</td><td>T4049</td><td>aliquot under sterile conditions, store at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Gibco</td><td>15260</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Other items needed: general dissection instruments, including glass Pasteur pipettes, fertile white leghorn chicken eggs, check egg incubator (humidified, 37 &amp;deg;C), cell incubation chamber (humidified, 37 &amp;deg;C), laminar flow hood, binocular stereovision dissecting scope</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Immunocytochemistry Reagents Table&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S9378</td><td>used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2x PBS)</td></tr><tr><td>Triton-X 100</td><td>Sigma</td><td>T-8787</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td>used in fixative solution (4% paraformaldehye, 30% sucrose, 2x PBS)</td></tr><tr><td>Fluoromount G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>Normal goat serum</td><td>Life technologies</td><td>PCN500</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR</td><td>16004-430</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Primary Antibody Table&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Antibody against NCAM</td><td>Millipore</td><td>AB5032</td><td>polyclonal</td></tr><tr><td>Antibody against activated &amp;beta;1 ingegrin</td><td>Millipore</td><td>MAB19294</td><td>monoclonal</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Secondary Antibody Table&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Goat anti-mouse IgG Alexa 488</td><td>Life technologies</td><td>A11001</td><td></td></tr><tr><td>Goat anti-rabbit IgG Alexa 548</td><td>Life technologies</td><td>A11036</td><td></td></tr></tbody></table>

isolation and culture of dissociated sensory neurons from chick embryos

뉴런은 감각, 운동 모터, 학습 및 메모리를 포함하는 다양한 기능을위한 필수적인 정보를 전달 다각적 세포이다. 생체 내에서 뉴런을 공부하는 것은 그들의 복잡성, 그들의 다양하고 역동적 인 환경 및 기술적 한계에 도전 할 수 있습니다. 이러한 이유로, 시험 관내에서 신경 세포를 연구하는 신경 세포의 복잡한 신비를 푸는 유익한 증명할 수 있습니다. 세포 배양 모델의 잘 정의 된 자연 환경 조건과 변수를 통해보다 정밀하게 제어 할 수 있습니다. 여기에서 우리는, 분리 해리, 그리고 병아리 배아에서 배양 주 뉴런하는 방법에 대해 설명합니다. 이 기술은 급속 저렴하고 견고 감각 신경 성장 생성한다. 절차는 지속적으로 높은 신경 세포에 충실 문화를 생산하고 거의 비 신경 세포 (5 % 미만)이 있습니다. 차 뉴런 따라서 자세한 절차는이 디스탱을 만들, 치료 유리 또는 조직 배양 플라스틱에 잘 고착되지 않습니다CT, 신경 도금 잘 정의 된 라미닌 함유 하층 설명한다. 배양 된 신경 세포 공동 면역 침전, 라이브 셀 상상, RNAi를하고, 면역 세포 등 다양한 세포 및 분자 기술에 매우 의무가 있습니다. 이 배양 된 신경 세포를 두 번 면역 세포 화학에 대한 절차 최적화 여기에 설명되어있다.

여기에 설명 된 프로토콜은 문화에 거의 (예를 들어, &lt;5 %) 비 신경 세포 7,8,10,16와 해리 배아 감각 뉴런의 풍부한 인구를 수사 할 수 있습니다. 수많은 DRGs는 요천 추부, 흉부 및 경부 지역에서 얻을 수 있습니다. 연구자의 필요에 따라 이러한 독특한 해부학 적 영역에서 DRGs를 쉽게 분리 할 수​​있다. 예를 들어, 그림 1은도 1C 및 1D 및도 1E와 1 층에서 흉부 ...

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Isolation and Culture of Dissociated Sensory Neurons From Chick Embryos

세포 배양 모델은 환경 조건 위에 상세한 제어를 제공하고, 따라서 신경 세포 생물학의 다양한 양상을 명료하게 강력한 플랫폼을 제공한다. 우리는 병아리 배아에서 감각 신경을 분리 해리, 문화 할 수있는 신속하고 저렴하고 신뢰할 수있는 방법을 설명합니다. 하층 준비 및 면역 세포의 세부 사항도 제공됩니다.

병아리 배아에서 분리 및 해리 감각 뉴런의 문화

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. ...

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Research

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14.2K 조회수.  Assumption College.  세포 배양 모델은 환경 조건 위에 상세한 제어를 제공하고, 따라서 신경 세포 생물학의 다양한 양상을 명료하게 강력한 플랫폼을 제공한다. 우리는 병아리 배아에서 감각 신경을 분리 해리, 문화 할 수있는 신속하고 저렴하고 신뢰할 수있는 방법을 설명합니다. 하층 준비 및 면역 세포의 세부 사항도 제공됩니다. 

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Dissection and Culture of Chick Statoacoustic Ganglion and Spinal Cord Explants in Collagen Gels for Neurite Outgrowth Assays

The sensory organs of the chicken inner ear are innervated by the peripheral processes of statoacoustic ganglion (SAG) neurons. Sensory organ innervation depends on a combination of axon guidance cues1 and survival factors2 located along the trajectory of growing axons and/or within their sensory organ targets. For example, functional interference with a classic axon guidance signaling pathway, semaphorin-neuropilin, generated misrouting of otic axons3. Also, several growth factors expressed in the sensory targets of the inner ear, including Neurotrophin-3 (NT-3) and Brain Derived Neurotrophic Factor (BDNF), have been manipulated in transgenic animals, again leading to misrouting of SAG axons4. These same molecules promote both survival and neurite outgrowth of chick SAG neurons in vitro5,6.
Here, we describe and demonstrate the in vitro method we are currently using to test the responsiveness of chick SAG neurites to soluble proteins, including known morphogens such as the Wnts, as well as growth factors that are important for promoting SAG neurite outgrowth and neuron survival. Using this model system, we hope to draw conclusions about the effects that secreted ligands can exert on SAG neuron survival and neurite outgrowth. 
SAG explants are dissected on embryonic day 4 (E4) and cultured in three-dimensional collagen gels under serum-free conditions for 24 hours. First, neurite responsiveness is tested by culturing explants with protein-supplemented medium. Then, to ask whether point sources of secreted ligands can have directional effects on neurite outgrowth, explants are co-cultured with protein-coated beads and assayed for the ability of the bead to locally promote or inhibit outgrowth. We also include a demonstration of the dissection (modified protocol7) and culture of E6 spinal cord explants. We routinely use spinal cord explants to confirm bioactivity of the proteins and protein-soaked beads, and to verify species cross-reactivity with chick tissue, under the same culture conditions as SAG explants. These in vitro assays are convenient for quickly screening for molecules that exert trophic (survival) or tropic (directional) effects on SAG neurons, especially before performing studies in vivo. Moreover, this method permits the testing of individual molecules under serum-free conditions, with high neuron survival8.

We demonstrate how to dissect and culture chick E4 statoacoustic ganglion and E6 spinal cord explants. Explants are cultured under serum-free conditions in 3D collagen gels for 24 hours. Neurite responsiveness is tested with growth factor-supplemented medium and with protein-coated beads.

Neurite 가지의 Assays에 대한 해부와 칙 Statoacoustic 신경절과 콜라겐 젤에서 척수의 Explants의 문화

The sensory organs of the chicken inner ear are innervated by the peripheral processes of statoacoustic ganglion (SAG) neurons. Sensory organ innervation ...

연구

신경과학

Isolation and Culture of Rat Embryonic Neural Cells: A Quick Protocol

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied successfully to the isolation of mouse and human primary neurons and neural progenitors. Dissociated neurons are maintained in serum-free medium up to several weeks. These cultures can be used for nucleofection, immunocytochemistry, nucleic acids preparation, as well as electrophysiology. Older neuronal cultures can also be transfected with a good efficiency rate by lentiviral transduction and, less efficiently, with calcium phosphate or lipid-based methods such as lipofectamine.

We describe a rapid methodology to isolate and culture hippocampal and cortical neurons from rodent embryos. This protocol allows us to perform experiments in which nearly pure neuronal cultures are required.

쥐 배아 신경 세포의 분리 및 문화 : 빠른 프로토콜

We are describing a quick method to dissociate and culture hippocampal or cortical neurons from E15-17 rat embryos. The procedure can be applied ...

Chicken Embryo Spinal Cord Slice Culture Protocol

Slice cultures can facilitate the manipulation of embryo development both pharmacologically and through gene manipulations. In this reduced system, potential lethal side effects due to systemic drug applications can be overcome. However, culture conditions must ensure that normal development proceeds within the reduced environment of the slice. We have focused on the development of the spinal cord, particularly that of spinal motor neurons. We systematically varied culture conditions of chicken embryo slices from the point at which most spinal motor neurons had been born. We assayed the number and type of motor neurons that survived during the culture period and the position of those motor neurons compared to that in vivo. We found that serum type and neurotrophic factors were required during the culture period and were able to keep motor neurons alive for at least 24 hr and allow those motor neurons to migrate to appropriate positions in the spinal cord. We present these culture conditions and the methodology of preparing the embryo slice cultures using eviscerated chicken embryos embedded in agarose and sliced using a vibratome.

Slice cultures facilitate the manipulation of embryo development by gene and pharmacological perturbations. However, culture conditions must ensure that normal development can proceed within the reduced environment of the slice. We illustrate a protocol that facilitates normal spinal cord development to proceed for at least 24 hr.

닭의 배아 척수 코드 슬라이스 문화 프로토콜

Slice cultures can facilitate the manipulation of  embryo development both pharmacologically and through gene manipulations. In  this reduced system, ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

의 감각 뉴런의 분리<em&gt; 군소 californica</em&gt; 글루타메이트 전류의 패치 클램프 녹음을위한

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

Isolation and Culture of Chick Ciliary Ganglion Neurons

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system and are responsible for the innervation of the muscle tissues present in the eye. This ganglion is constituted by a homogenous population of ciliary and choroidal neurons that innervate striated and smooth muscle fibers, respectively. Each of these neuronal types regulate specific eye structures and functions. Over the years, neuronal cultures of the chick ciliary ganglia were shown to be effective cell models in the study of muscle-nervous system interactions, which communicate through cholinergic synapses. Ciliary ganglion neurons are, in its majority, cholinergic. This cell model has been shown to be useful comparatively to previously used heterogeneous cell models that comprise several neuronal types, besides cholinergic. Anatomically, the ciliary ganglion is localized between the optic nerve (ON) and the choroid fissure (CF). Here, we describe a detailed procedure for the dissection, dissociation and in vitro culture of ciliary ganglia neurons from chick embryos. We provide a step-by-step protocol in order to obtain highly pure and stable cellular cultures of CG neurons, highlighting key steps of the process. These cultures can be maintained in vitro for 15 days and, hereby, we show the normal development of CG cultures. The results also show that these neurons can interact with muscle fibers through neuro-muscular cholinergic synapses.

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system. Neuronal cultures of chick CG neurons were shown to be effective cell models in the study of nerve muscle interactions. We describe a detailed protocol for the dissection, dissociation and in vitro culture of CG neurons from chick embryos.

독실성 신경절 뉴런의 고립과 문화

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system and are responsible for the innervation of the muscle tissues present in the ...

Isolation of DRG Neurons and Coculture with Schwann Cell Precursors to Generate Schwann Cells

Source: Tsui, Y, et al. <a href="https://app.jove.com/v/55794">Hypoxic Preconditioning of Marrow-derived Progenitor Cells as a Source for the Generation of Mature Schwann Cells.</a> J. Vis. Exp. (2017).
This video demonstrates a procedure for isolating dorsal root ganglion (DRG) neurons from rat embryos and co-culturing them with Schwann cell precursors to generate mature Schwann cells. The isolated DRGs are processed to isolate neurons and glial cells. The isolated cells are cultured to purify the neurons, which are then co-cultured with Schwann cell-like cells (SCLCs) in a co-culture medium. Interaction with the DRG neurons leads to the maturation of SCLCs into Schwann cells.

DRG 뉴런의 분리 및 Schwann 세포 전구체와의 공동 배양을 통해 Schwann 세포 생성

Generation of Fate-committed Schwann Cells via Coculture with DRG Neurons
1. Preparation of purified rat DRG neurons

	Autoclave all dissection tools ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuronal Culture Techniques

Co-culture and Interaction Studies

Isolation of Cells from Sensory Ganglia

Source: Kaelberer, M. M., et al. <a href="https://app.jove.com/v/53917">A Method to Target and Isolate Airway-innervating Sensory Neurons in Mice.</a> J. Vis. Exp. (2016).
This video demonstrates the isolation of cells from the sensory ganglia of mice. Ganglia are subjected to enzymatic digestion to dissolve the extracellular matrix. Single cells are then collected via filtering through a cell strainer followed by density gradient centrifugation for debris removal. Finally, washing and centrifugation are done to collect the isolated cells for future analysis.

감각신경절(Sensory Ganglia)로부터 세포의 격리(Isolation of Cells from Sensory Ganglia)

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#8217;s IRB guidelines.
1. Sensory Ganglia Dissociation

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Primary Neuronal Culture

Isolation and Culturing of Cells from Mouse Embryo Dorsolateral Telencephalons

Source: Landeira, B. S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56063">Live Imaging of Primary Cerebral Cortex Cells Using a 2D Culture System.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates a protocol for isolating and culturing primary cerebral cortex cells from the dorsolateral telencephalon of mouse embryos.

Isolation and Culturing of Cells from Mouse Embryo Dorsolateral Telencephalons(쥐 배아에서 세포 분리 및 배양)

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Isolating Cranial Neural Folds From a Chick Embryo for a Neural Crest Cell Culture

Source: Jacques-Fricke, B. T., et al. <a href="https://app.jove.com/v/63799">Preparation and Morphological Analysis of Chick Cranial Neural Crest Cell Cultures.</a> J. Vis. Exp. (2022).
This video illustrates a technique for isolating cranial neural folds from the midbrain region of chick embryos. It presents a detailed dissection process of the neural folds, their placement, and attachment on fibronectin-coated coverslips, followed by the observation of neural crest cell migration from the neural folds.

신경 능선 세포 배양을 위해 병아리 배아에서 두개골 신경 주름 분리

Advanced Neuronal Models

Isolating and Culturing Chick Embryonic Neurons on a Multi-Electrode Array

Source: Sanchez, K. R., et al., <a href="https://app.jove.com/v/56300">Assessment of the Effects of Endocrine Disrupting Compounds on the Development of Vertebrate Neural Network Function Using Multi-electrode Arrays.</a> J. Vis. Exp.(2018)
This video demonstrates a method to isolate neurons from the forebrain of an early-stage chick embryo and culture them on a microelectrode array to form a neuronal network.