Name: an ex vivo laser-induced spinal cord injury model to assess mechanisms of axonal degeneration in real-time
Uploaded: 2014-11-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 18 s
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DPS acknowledges past and present support in part from grant #2665 and #2934, respectively, from the PVA Research Foundation. PKS is an Alberta Innovates &#8211; Health Solutions Scientist, operating funds were provided by the Leblanc Chair for Spinal Cord Research, University of Calgary.

NOTA: Todos los animales procedimientos se realizaron bajo las directrices establecidas por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional de la Universidad de Louisville, conforme a las normativas federales. 1. Preparación de Baja Ca 2+ y 2 mM de Ca 2+ líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) perfundidos <ol><li> Preparar 2x bajo Ca 2 + (0,1 mM) Stock tampón C, 2x Ca normales 2+ (2 mM) Stock un tampón, y tampón 2x Stock B como se describe en la Tabla 1. Las soluciones madre individuales permiten la modificación del contenido de iones (por ejemplo, bajo o cero Ca 2+) y puede almacenarse a 4 ° C durante un máximo de un mes. </li><li> Para la perfusión intracardiaca durante la disección, añadir 100 ml de 2x bajo Ca 2+ Stock C y 100 ml de 2x Stock B en una botella de plástico a fin de bajo Ca 2 + 1x LCRa. Mezclar y guardar toda la noche a 4 ° C o hacer fresco. </li><li> Para la perfusión ex vivo de la médula espinal durante imagING, añadir 500 ml de 2x normal de Ca 2+ Stock A y 500 ml de 2x Stock B en una botella de vidrio de 1 L para generar 1x LCRa. Mezclar y almacenar durante la noche a temperatura ambiente o hacer fresco. </li><li> Ajustar el pH de los tampones aCSF a 7,4. Mientras se mantiene el LCRa a temperatura ambiente, colocar el bajo Ca 2 + LCRa en hielo y luego burbuja ambos buffers con gas carbógeno (95% O 2; 5% de CO 2) durante 30 min antes de su uso y continuamente durante la perfusión. </li></ol> 2. Preparación de Ex Vivo cámara de imágenes <ol><li> Envuelva una manta de calefacción (sin apagado automático) alrededor de la botella LCRa y ajustar el fuego a bajo entorno / medio. </li><li> Inserte una línea dedicada de perfusión LCRa en la botella conectado a una bomba de perfusión y calentador en línea que es controlada por una sonda de temperatura controlador de temperatura y la retroalimentación bipolar como se muestra en la Figura 1A. </li><li> Adjunte una etapa de inserción microscopio plana (152 x 102 mm) a la de 2 fotones de excitación / confplatina del microscopio vecinal equipado con un contenedor de derrame. </li><li> Colocar una cámara de perfusión en baño abierto grande (W x L x H; 12 x 24 x 8 mm) en el recipiente de derrame para acomodar y proporcionar un flujo continuo de fresca oxigenada LCRa a la médula espinal ex vivo (véase la Figura 1B para una ex adecuado vivo de imágenes diseño de la cámara). </li><li> Conectar el puerto de salida de metal del calentador en línea a la cámara de formación de imágenes ex vivo usando un tubo apropiado. Coloque una almohadilla absorbente delgada debajo de la cámara de formación de imágenes ex vivo para ayudar a mantener la temperatura del tampón / tejido durante la formación de imágenes. </li><li> Adherir la cámara de formación de imágenes ex vivo a la parte inferior del inserto recipiente derrame / etapa usando extraíble tachuela pegajosa. La maleabilidad de la tachuela pegajosa permitirá que la cámara sea ajustada como sea necesario para asegurar la trayectoria de la luz del objetivo es perpendicular a la superficie del tejido. Si es necesario, utilice un nivel diana para ajustar la cámara. </li><li> Asegure unsonda en-línea de realimentación calentador de temperatura cerca de la cámara de entrada de fluido y un tubo de succión de acero inoxidable conectado a una línea de vacío en la salida de la cámara. Titulares de cinta magnética y micropipeta apropiada son útiles a este respecto. Encienda la fuente de vacío. </li><li> Encienda la bomba de perfusión para comenzar a llenar la cámara de imágenes con LCRa oxigenada. Ajuste la bomba de perfusión de 1,5 a 2 ml por min. </li><li> Controlar el volumen de LCRa en la cámara de formación de imágenes mediante el ajuste de la línea de vacío. Es importante que haya suficiente LCRa en la cámara de formación de imágenes para cubrir el segmento de la médula espinal y permitir suficiente distancia de trabajo entre un objetivo de inmersión de agua y la superficie del tejido. La mielina y axones pueden verse afectadas negativamente si el segmento de tejido no está completamente sumergido en fresco oxigenada LCRa líder artefactos inducidos por el experimentador. </li><li> Ajuste el controlador de temperatura del calentador en línea para que la temperatura perfundido en la cámara de formación de imágenes es a temperatura ambiente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Disección de adulto murino cervical de la médula espinal <ol><li> La eutanasia a un adulto 6-10 semanas de edad thy1-YFP ratón transgénico (uso cepa apropiada que tiene la expresión de la proteína fluorescente en las neuronas ganglionares de la raíz dorsal) mediante la inyección de una sobredosis de la anestesia pentobarbital sódico (200 mg / kg) mediante inyección intraperitoneal. </li><li> Una vez bajo el nivel adecuado de anestesia (por ejemplo, ninguna reacción a pizca dedo del pie y pérdida de reflejo de parpadeo), afeitado cuidadosamente la piel que cubre la médula espinal y el cerebro con una maquinilla quirúrgicos. Limpie la piel usando betadine y 70% de etanol almohadillas. </li><li> Rocíe pecho / área del abdomen con etanol al 70%, entonces perfundir el tema transcardially usando refrigeradas, bajo Ca carbógeno-burbujear 2+ LCRa. (Vea la figura 1C para banco de disección sugerido superior configurado). </li><li> Como palidece el hígado, asegure la aguja de perfusión en el corazón con un pequeño clip. Gire el tema para tener acceso al lado dorsal afeitada deel sujeto y limpie la zona afeitada con etanol al 70%. </li><li> Hacer una incisión en la piel dorsal a lo largo de la línea media a partir de la nariz a la cadera utilizando tijeras de disección para exponer el cerebro y la columna vertebral (Figura 2). Asegurar la preparación mediante la colocación de pasadores en la nariz y la cadera. </li><li> Utilizando un microscopio de disección partir de este punto, firmemente cortar a través de la superficie dorsal del cráneo a nivel de los bulbos olfativos. Inserte una de las puntas de las tijeras en los bordes laterales de la incisión y cortar a lo largo de los bordes de la bóveda del cráneo bilateralmente hasta el cerebelo. NOTA: No extirpar completamente la bóveda del cráneo, ya que se necesita después de levantar el tejido que recubre desde la médula espinal a lo largo de la disección (ver Figura 2B). </li><li> Levante la tapa del cráneo para exponer el cerebro. Cortar suavemente los bordes izquierdo y derecho de la médula interparietal (situado en el cerebelo) y tire de él hacia atrás en sentido caudal para exponer el tronco cerebral / de la médula espinal (Figura 2C </strong&gt;). </li><li> Con unas tijeras de punta fina celebradas en un ángulo de 45 ° respecto a la superficie de la mesa y cortar las vértebras bilateralmente justo por debajo de las raíces nerviosas posterior. NOTA: Evite el contacto con las columnas dorsales de color blanco brillante. Estas fibras son las que serán fotografiadas (Figura 2D) y se pueden dañar fácilmente. </li><li> Levante la superficie de casquete y dorsal de la columna vertebral con unas pinzas de punta fina, tirando suavemente el tejido suprayacente en una sola pieza como se hacen cortes para exponer la médula espinal. Continuar para cortar las vértebras a nivel torácico superior para aislar un segmento de 1-2 cm de la médula cervical para la posterior formación de imágenes (Figura 2E). </li><li> Utilice unas tijeras para cortar el paralelo tejido / hueso de la columna vertebral y el tejido transparente debajo de la columna. Hacer estos recortes como nivel posible. Es muy importante que el tejido esté plana en la cámara de modo que el cable es el nivel de formación de imágenes. </li><li> Utilice un bisturí # 11 para seccionar el tronco cerebral (más allá de lala terminación de las fibras fascículo gracile) y en el nivel superior torácica para aislar el segmento de la médula espinal cervical (Ver Figura 2F). Utilice unas tijeras para cortar el tejido / hueso en estos mismos dos puntos. El tejido aislado debe contener 2/3 de la columna vertebral que abarca el tronco cerebral caudal, la ampliación cervical, y la médula espinal torácica superior (Figura 2G). </li><li> Colocar la columna vertebral aislado en una placa Petri de carbógeno-burbujeó, bajo Ca 2 + LCRa refrigerada. Si es necesario, cortar el tejido debajo de la columna vertebral hasta que quede plana en el plato. </li><li> Transferir la columna vertebral aislada a la cámara de formación de imágenes ex vivo y aumentar gradualmente la temperatura perfundido durante 1 hora a 36-37 ° C. Mantener esta temperatura durante la exploración. </li></ol> 4. Colocación de los ex vivo de la médula espinal en la Cámara de Imágenes e mielina Etiquetado con Rojo Nilo <ol><li> Asegurar cuidadosamente la columna vertebral en el icámara maging con una rodaja de ajuste apropiado mantenga presionada modificado con una plataforma de rejilla vertical que consiste en hilos de lycra fina (quitar las hebras medias de rejilla plataforma para dar espacio a la médula espinal; ver Figura 3A). </li><li> Descongelar una alícuota de Rojo Nilo (madre 5 mM en DMSO y 0,22 micras filtrada; pueden almacenarse durante 1 mes a 4 ° C, o 6 meses a -20 ° C en la oscuridad). Justo antes de la adición de Rojo Nilo a la cámara de formación de imágenes, reducir el flujo de la bomba de perfusión y ajustar la línea de vacío para asegurar el fluido en la cámara siempre cubre la médula espinal. </li><li> Añadir 5-10 l solución madre de Rojo Nilo a la cámara de formación de imágenes cerca del extremo caudal de la cuerda (Figura 3B). Utilice una pipeta de 1 ml para mezclar suavemente Rojo Nilo en toda la cámara. Permita Rojo Nilo para permanecer en la cámara durante 1-2 minutos, luego coloque la línea de vacío, retroceder y ajustar la bomba de perfusión de 1,5 a 2 ml por minuto para la perfusión continua de la médula espinal. </li><li> Levante con cuidado la platina del microscopioy alinear el objetivo con el centro del segmento de la médula espinal y medialmente sobre las columnas dorsales hasta que el objetivo de inmersión en agua es de aproximadamente 10 mm de la superficie de la LCRa en la cámara. Utilice el microscopio rueda de enfoque revólver para llevar lentamente el objetivo hasta que toque suavemente la superficie de la LCRa. Utilice una fuente de luz de epifluorescencia para enfocar las columnas dorsales en el campo de visión (Figura 3C). </li></ol> 5. Ex vivo de imágenes de la médula espinal de ratón con TPLSM y la médula espinal inducida por láser Lesiones (Lisci) NOTA: La vena posterior proporciona un marcador útil para centrar el tejido a medida que las fibras fascículo grácil (originados por el cuerpo celular de ganglios de la raíz dorsal y ascienden desde T6 y por debajo a lo largo de la línea media de la médula espinal) en paralelo a este vaso sanguíneo. Los más gruesas YFP + proyecciones de la raíz dorsal cervical también proporcionan un marcador útil como fibras ascienden y descienden lateralmente a la YFibras de PF + fascículo grácil que son más pequeños de diámetro. <ol><li> Una vez que el tejido de la médula espinal está alineado apropiadamente, cambie al modo de escaneo láser para realizar las imágenes de referencia de el fascículo grácil fibras mielinizadas ascendentes. Para excitar tanto YFP y Rojo Nilo, utilizar una fuente de láser de dos fotones sintonizado a 950 nm de longitud de onda (~ 17 mW medida en la salida de un 25X, 1,1 objetivo NA) y dicroicos apropiados (DM) y los filtros de paso de banda para aislar la emisión fluorescente de los fluoróforos (usamos DM560 525/50, 600/60 DM640, y 685/70, para separar YFP, y Rojo Nilo en amarillo-naranja, y canales rojo extendidas, respectivamente). <ol><li> Si más de 3% de los axones muestran esferoides axonales durante la exploración de línea de base (30-60 min), desechar la preparación debido a los artefactos inducidos por el experimentador. </li></ol></li><li> Inducir un aumento Lisci por el campo de visión a 30.3X (para crear una ablación ~ 20 m de diámetro). Tune el láser a 800 nm, y aumentar la potencia del láser a ~ 110 mW ala muestra. Permitir 5 campo completo de exploraciones visión láser para asegurar fibras están completamente seccionados. </li><li> Confirme Lisci cambiando la configuración de láser a los ajustes de imagen (950 nm, 17 mW en la muestra, 2.08X) y escanear el tejido de visualizar la ablación. Compruebe el diámetro de la ablación y que los axones primarios ablación se secciona completamente (véase la figura 3D). Utilice la configuración de lapso de tiempo en el microscopio combinado con captura z para registrar la respuesta dinámica de los axones y mielina a la lesión hasta 10.8 + horas después del daño. NOTA: Si la ablación es incompleta (es decir, la transección incompleta de fibras), desechar la preparación, como la determinación de los mecanismos de lesión primaria y secundaria se confundió. Además, aislados segmentos de la médula espinal se pueden obtener imágenes de hasta 24 horas después de la Lisci con sólo leves daños en los tejidos Lisci-independiente a moderada. </li></ol>

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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+axonal+spheroid+formation+in+central+nervous+system+Wallerian+degeneration.">Mechanisms of axonal spheroid formation in central nervous system Wallerian degeneration.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 69, 455-472 (2010).</li><li>Shi, R., Asano, T., Vining, N. C., Blight, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+membrane+sealing+in+injured+mammalian+spinal+cord+axons.">Control of membrane sealing in injured mammalian spinal cord axons.</a> J Neurophysiol. 84, 1763-1769 (2000).</li><li>Stirling, D. P., Cummins, K., Wayne Chen, ., R, S., Stys, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axoplasmic+reticulum+Ca(2+)+release+causes+secondary+degeneration+of+spinal+axons.">Axoplasmic reticulum Ca(2+) release causes secondary degeneration of spinal axons.</a> Ann Neurol. 75, 220-229 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Se describe un método de formación de imágenes ex vivo de la médula espinal axones mielinizados (es decir, fascículo gracile) combinado con una lesión de la médula espinal inducida por láser para estudiar la dinámica de la progresión de la degeneración axonal tanto mielinizadas primaria y secundaria con el tiempo. Ex vivo de imágenes de la superficie de la médula espinal supera muchas de las complicaciones asociadas con la formación de imágenes in vivo tales como artefa...

La degeneración de los axones es una causa importante de morbilidad que abarca varias condiciones neurológicas incluyendo neurotrauma, accidente cerebrovascular, enfermedades autoinmunes, y enfermedades neurodegenerativas. A diferencia del sistema nervioso periférico (PNS), el sistema nervioso central (SNC) axones tienen una capacidad limitada para regenerar una vez heridos debido tanto a las barreras intrínsecas y extrínsecas (es decir, moléculas inhibidoras del crecimiento axonal producido durante la formación de la cicatriz y liberado durante la degeneración de mielina) 1 -7. Aunque varias de estas barreras se han explorado ampliamente, las intervenciones terapéuticas dirigidas a prevenir CNS degeneración axonal, promover la regeneración axonal robusta, y restaurar connectively funcional, siguen siendo limitados. Los axones una vez separados de su soma someten a un proceso estereotipada de la degeneración conocida como degeneración walleriana que se caracteriza por hinchazón axonal, la formación de esferoides y eventual fragmentación (revisado en 8). EnPor el contrario, el muñón proximal que permanece en continuidad con el soma de un axón periférico seccionado, forma una hinchazón en su extremo, muere de nuevo al nodo más cercano de Ranvier y, a continuación puede iniciar la formación del cono de crecimiento, un requisito previo vital necesaria para la regeneración axonal subsiguiente 9-11. En contraste, las terminaciones axonales proximales de muchos axones centrales forman &quot;endbulbs&quot; característicos o bombillas de retracción, no se forman conos de crecimiento, y en lugar de retraer lejos del sitio de la lesión donde permanecen durante meses después de la lesión 12-15. Además de la lesión axonal primaria, daño axonal / pérdida adicional también puede ocurrir a los axones que se salvaron en gran parte de la lesión inicial. Esta pérdida axonal retraso de los axones librado inicialmente se denomina degeneración axonal como secundario. Esta respuesta inherente de los axones del SNC a una lesión hace que la regeneración axonal funcional un objetivo aún más difícil de lograr en el cerebro y la médula espinal. Aunque hallmarks de lesión axonal (por ejemplo, la formación de esferoides, bombillas de retracción) han sido bien caracterizados a partir de modelos experimentales de la degeneración axonal tejido post-mortem y, elucidación de los mecanismos moleculares que subyacen a estos procesos dinámicos ha sido restringido. La mayoría de estos estudios se basó en observaciones de punto final estáticas que intrínsecamente no lograron capturar respuestas axonal individuales en el tiempo. Aunque aplicadas exógenamente trazadores axonal han sido útiles para dilucidar las respuestas axonal de secciones estáticas y durante imágenes en vivo, la disponibilidad de marcadores axonal codificados genéticamente ha mejorado en gran medida nuestra capacidad de visualizar los axones en tiempo real, utilizando microscopía de fluorescencia. De hecho, un informe seminal de Kerschensteiner y colegas proporcionan primera evidencia directa de la degeneración axonal y la regeneración in vivo utilizando ratones Thy1 GFP-S que codifican la proteína fluorescente verde en subconjuntos de neuronas que envían sus proyecciones en las columnas dorsales de la médulacable de 16. Imágenes en vivo enfoques utilizando dos fotones microscopía de barrido láser (TPLSM) y genéticas etiquetado proteína fluorescente de células de interés continúa proporcionando evidencia directa y visión mecanicista en muchos diversos procesos dinámicos tales como la degeneración axonal, Ca 2 + señalización, la regeneración axonal, la fisiología de los astrocitos, fisiología microglial, y la respuesta a la lesión 17-25. A diferencia de los axones, se sabe muy poco de las respuestas a la lesión de la mielina en tiempo real. La mielina es un componente vital de la sustancia blanca producida y mantenida por los oligodendrocitos en las células del sistema nervioso central y de Schwann en el SNP. La mielina aísla 99% de la superficie de los axones y de esta manera proporciona una alta resistencia, la cubierta protectora de baja capacitancia que soporta rápida y eficaz la propagación del impulso saltatoria, revisado recientemente por Buttimore et al., 26. Para capturar la respuesta dinámica de la mielina a las lesiones usamos la solvatocrómico, lipófilocolorante fluorescente Nilo 27 Red. Las propiedades solvatocrómico de este colorante vital permiten desplazamientos espectrales de su espectro de emisión que es dependiente del entorno físico-químico 28,29. Estas propiedades son útiles para comprender mejor los mecanismos de lesión axomyelinic y pueden ser visualizados usando dicroicas adecuadamente seleccionados y filtros de emisión o resolverse mediante microscopía espectral 27. Por ejemplo, el espectro de emisión del Rojo Nilo es desplazada al azul en entornos menos polares, ricas en lípidos tales como los encontrados en los adipocitos y la mielina del SNC normal (pico de emisión ~ 580-590 nm) 27. En contraste, los picos del espectro de emisión de este colorante vital en ~ 625 nm en endbulbs formados como axones sufren muerte regresiva axonal 27. Aunque los mecanismos exactos que subyacen a estos desplazamientos espectrales específicamente en endbulbs frente a la mielina normal, siguen sin estar claros, tales cambios espectrales pueden revelar alteraciones subyacentes en la acumulación de proteínas o desorganización que lleva ala exposición de sitios de unión hidrófobos 27. Mientras imágenes in vivo es la métrica final para la observación de la dinámica de la médula espinal de lesión axonal en su entorno nativo, es técnicamente difícil y requiere experiencia quirúrgica considerable y, a menudo repetir cirugías para exponer la columna dorsal que puede introducir artefactos experimentales (por ejemplo, la inflamación y la cicatriz formación). Además, un equipo costoso es a menudo necesaria para permitir la suspensión y posicionamiento de un animal intacto bajo la lente del objetivo de microscopio. Los animales deben ser supervisados ​​cuidadosamente, así como asegurar que se mantienen cálidas, para garantizar los líquidos se reponen, y para garantizar que no haya signos de hipoxia debido a las sesiones de formación de imágenes anestesiados prolongados. Esto último es muy importante como axones y mielina absolutamente requieren perfusión constante y los niveles de oxígeno adecuados para seguir siendo viable. Sin embargo, esto a menudo no se informó ni controlado en la mayoría de los estudios in vivo afecha. Además, los artefactos de movimiento debido a la frecuencia cardíaca y la respiración (isoflurano anestesiados ratón adulto: ~ 300 a 450 latidos por minuto (BPM) es óptima para mantener la saturación de oxígeno 97 a 98% (normal tasa de ~ 632 BPM) y ~ 55-65 respiraciones por minuto (tarifa normal es de ~ 163 respiraciones por minuto), respectivamente)) 30 encontrados durante in vivo de la médula espinal make imágenes diferenciar respuestas lesión axonal primaria y secundaria mediante microscopía de fluorescencia de alta resolución desafiante ya que incluso los más rápidos escaneos láser inevitablemente están sujetos a estos movimientos artefactos. Los avances en los escáneres de resonancia ultrarrápidos combinados con un vertebral rígida ventana enmarcada implantable puede permitir imágenes de la médula espinal murino en animales despiertos, pero los tiempos de exploración más rápido reducen inevitablemente la relación señal a ruido de calidad de imagen degradante. Otras mejoras en las técnicas de imagen de la médula espinal se utilizan en la actualidad para las imágenes cerebrales pueden superar muchos de estos obstáculos y limitar posibles confusiones introducidas por inala perfusión tisular dequate, por ejemplo, 31-33. Mucho de lo que se conoce sobre blanco fisiología y mecanismos de la lesión de la sustancia blanca cuestión se ha determinado utilizando in vitro o preparados ex vivo de la sustancia blanca del nervio óptico, el nervio periférico, y tiras de la médula espinal de la sustancia blanca 34-41. Estas preparaciones continúan avanzar en el conocimiento de los mecanismos de lesión de la sustancia blanca, ya que permiten cambios en los factores ambientales, la aplicación controlada de fármacos y reactivos, evaluaciones funcionales utilizando electrofisiología, y observaciones de microscopía de fluorescencia directa de los axones y mielina en el tejido vivo controlados. Sin embargo, algunos de los enfoques anteriores para observar los axones de las tiras de la columna dorsal de la médula espinal o las tiras de materia blanca ventral inevitablemente dañar los axones superficiales durante la etapa de eliminación que pueden influir en la respuesta de los axones de cerca opuestos. Para sacar provecho de las manipulaciones experimentales anteriores y evitar daños en el cincofibras ry bajo investigación, utilizamos un modelo de la médula espinal cervical ex vivo, ya que evita el contacto directo de la cara dorsal de la médula. Por lo tanto, la arquitectura de la piamadre y axones columna dorsal superficial adyacentes permanecen viables e imperturbable durante el aislamiento. Aquí se describe un enfoque relativamente simple que permite la visualización directa de los axones mielinizados centrales para que puedan responder dinámicamente a una lesión focal en tiempo real hasta 8 - 10+ horas después del daño. El modelo de lesión medular inducida por láser (Lisci) permite la diferenciación entre los mecanismos de lesión axonal primaria y secundaria como el (lugar de ablación) lesión primaria permanece espacialmente limitadas en el tiempo. La cámara de imágenes en baño abierto es accesible para la intervención terapéutica, la entrega de reactivos y manipulaciones ambientales. Agentes protectores axomyelinic putativos pueden ser evaluados rápidamente en tiempo real por observaciones directas frente a experimentos largos y costosos que implican proceso de tejidoing, seccionamiento, inmunotinción, captura de imágenes, y el análisis y por lo tanto proporciona un modelo sustituto útil para evaluar las respuestas agudas y manipulaciones de protección antes de probar los agentes experimentales en animales vivos.

<table><tbody><tr><td>Large bath chamber with slice supports</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-27L</td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>Standard Slice Supports</td><td>Warner Instruments</td><td>SS-3</td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>Plastic Slice hold-down for RC-27L and RC-29 chambers</td><td>Warner Instruments</td><td>SHD-27LP/10</td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>Suction Tube, Series 20 Classic Design, left handed</td><td>Warner Instruments</td><td>ST-1L</td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>Solution In-line heater/cooler</td><td>Warner Instruments</td><td>SC-20</td><td>To regulate perfusate temperature during imaging</td></tr><tr><td>Bipolar temperature controller</td><td>Warner Instruments</td><td>CL-100</td><td>To regulate perfusate temperature during imaging</td></tr><tr><td>Liquid Cooling System</td><td>Warner Instruments</td><td>LCS-1</td><td>To regulate perfusate temperature during imaging</td></tr><tr><td>Cable assembly for heater controllers</td><td>Warner Instruments</td><td>CC-28</td><td>To regulate perfusate temperature during imaging</td></tr><tr><td>Replacement bead thermisitor for CC-28 cable</td><td>Warner Instruments</td><td>TS-70B</td><td>To regulate perfusate temperature during imaging</td></tr><tr><td>Magnetic holder with suction tubing</td><td>Bioscience Tools</td><td>MTH-S</td><td>To hold the stainless steel vacuum suction tubing&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Adjustable holder</td><td>Bioscience Tools</td><td>MTH</td><td>To hold the temperature probe</td></tr><tr><td>clear silicone sealant</td><td></td><td></td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>superglue</td><td></td><td></td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>thin plexiglass strips</td><td></td><td></td><td>For ex vivo imaging chamber</td></tr><tr><td>nile red</td><td>Life Technologies</td><td>N-1142</td><td>For labeling myelin</td></tr></tbody></table>

an ex vivo laser-induced spinal cord injury model to assess mechanisms of axonal degeneration in real-time

Axones lesionados del SNC no se regeneran y, a menudo retraer lejos del sitio de la lesión. Los axones se salvaron de la lesión inicial más tarde pueden sufrir degeneración axonal secundaria. La falta de formación del cono de crecimiento, la regeneración, y la pérdida de proyecciones axonales mielinizadas adicionales dentro de la médula espinal limita en gran medida la recuperación neurológica después de una lesión. Para evaluar la forma en el centro de axones mielinizados de la médula espinal responden a las lesiones, hemos desarrollado un modelo ex vivo vivir médula espinal utilizando ratones transgénicos que expresan la proteína amarilla fluorescente en los axones y una focal y lesión medular inducida por láser altamente reproducible para documentar el destino de axones y mielina (colorante fluorescente lipofílica Rojo Nilo) con el tiempo utilizando excitación de dos fotones time-lapse microscopía. Los procesos dinámicos tales como lesión aguda axonal, la retracción axonal, y la degeneración de la mielina están mejor estudiados en tiempo real. Sin embargo, la naturaleza no focal de las lesiones a base de contusión y artefactos de movimiento encontródurante in vivo de la médula espinal make imágenes diferenciar respuestas lesión axonal primaria y secundaria utilizando microscopía de alta resolución desafiante. El modelo ex vivo de la médula espinal aquí descrita replica varios aspectos de la contusión / patologías axonal clínicamente relevantes inducida por compresión, incluyendo inflamación axonal, la formación de esferoides, transección axonal, y peri-axonal hinchazón proporcionando un modelo útil para estudiar estos procesos dinámicos en tiempo real. Las principales ventajas de este modelo son una excelente resolución espacial y temporal que permite la diferenciación entre el insulto primaria que lesiona directamente los axones y los mecanismos de lesión secundaria; infusión controlada de reactivos directamente al baño perfundido el cable; alteraciones precisas del medio ambiente (por ejemplo, calcio, iones de sodio, los contribuyentes que se sabe que la lesión axonal, pero casi imposible de manipular en vivo); y modelos murinos también ofrecen una ventaja, ya que proporcionan la oportunidad de visualizar ymanipular las poblaciones de células identificadas genéticamente y estructuras subcelulares. A continuación, describimos cómo aislar e imagen viviente de la médula espinal de los ratones para capturar la dinámica de lesión axonal aguda.

Los detalles de un laboratorio adecuado establecido necesario para aislar, mantener la viabilidad, y la imagen de la médula espinal ex vivo se muestran en la Figura 1. El microscopio debe estar equipado con un láser sintonizable de impulsos de femtosegundo, dicroics apropiados y filtros de emisión, y un agua sumergiendo lente objetivo con una apertura numérica (≥1.0). Para asegurar la viabilidad de la médula espinal durante la disección, el procedimiento se debe realizar en la presencia...

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An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

Una<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Médula espinal inducida por láser Lesiones modelo para evaluar los mecanismos de degeneración axonal en tiempo real

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

an-ex-vivo-laser-induced-spinal-cord-injury-model-to-assess

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

10.8K vistas.  University of Louisville. We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability. 

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In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

Imágenes in vivo de la médula espinal de ratón Utilizando microscopía de dos fotones

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Investigación

Neurociencias

Live Imaging of Dorsal Root Axons after Rhizotomy

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. Regeneration of dorsal root (DR) axons into spinal cord is prevented at the dorsal root entry zone (DREZ), the interface between the CNS and PNS. Our understanding of the molecular and cellular events that prevent regeneration at DREZ is incomplete, in part because complex changes associated with nerve injury have been deduced from postmortem analyses. Dynamic cellular processes, such as axon regeneration, are best studied with techniques that capture real-time events with multiple observations of each living animal. Our ability to monitor neurons serially in vivo has increased dramatically owing to revolutionary innovations in optics and mouse transgenics. Several lines of thy1-GFP transgenic mice, in which subsets of neurons are genetically labeled in distinct fluorescent colors, permit individual neurons to be imaged in vivo1. These mice have been used extensively for in vivo imaging of muscle2-4 and brain5-7, and have provided novel insights into physiological mechanisms that static analyses could not have resolved. Imaging studies of neurons in living spinal cord have only recently begun. Lichtman and his colleagues first demonstrated their feasibility by tracking injured dorsal column (DC) axons with wide-field microscopy8,9. Multi-photon in vivo imaging of deeply positioned DC axons, microglia and blood vessels has also been accomplished10. Over the last few years, we have pioneered in applying in vivo imaging to monitor regeneration of DR axons using wide-field microscopy and H line of thy1-YFP mice. These studies have led us to a novel hypothesis about why DR axons are prevented from regenerating within the spinal cord11.
In H line of thy1-YFP mice, distinct YFP+ axons are superficially positioned, which allows several axons to be monitored simultaneously. We have learned that DR axons arriving at DREZ are better imaged in lumbar than in cervical spinal cord. In the present report we describe several strategies that we have found useful to assure successful long-term and repeated imaging of regenerating DR axons. These include methods that eliminate repeated intubation and respiratory interruption, minimize surgery-associated stress and scar formation, and acquire stable images at high resolution without phototoxicity.

An in vivo imaging protocol to monitor primary sensory axons following dorsal root crush is described. The procedures utilize wide-field fluorescence microscopy and thy1-YFP transgenic mice, and permit repeated imaging of axon regeneration over 4 cm in the PNS and axon interactions with the interface of the CNS.

Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

The primary sensory axons injured by spinal root injuries fail to regenerate into the spinal cord, leading to chronic pain and permanent sensory loss. ...

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Laser Nanocirugía del cerebelo Los axones<em&gt; En Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Un procedimiento para el implante Cámara Espinal para Longitudinal<em&gt; En Vivo</em&gt; Imágenes de la médula espinal de ratón

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Intravital Imaging of Axonal Interactions with Microglia and Macrophages in a Mouse Dorsal Column Crush Injury

Traumatic spinal cord injury causes an inflammatory reaction involving blood-derived macrophages and central nervous system (CNS)-resident microglia. Intra-vital two-photon microscopy enables the study of macrophages and microglia in the spinal cord lesion in the living animal. This can be performed in adult animals with a traumatic injury to the dorsal column. Here, we describe methods for distinguishing macrophages from microglia in the CNS using an irradiation bone marrow chimera to obtain animals in which only macrophages or microglia are labeled with a genetically encoded green fluorescent protein. We also describe a injury model that crushes the dorsal column of the spinal cord, thereby producing a simple, easily accessible, rectangular lesion that is easily visualized in an animal through a laminectomy. Furthermore, we will outline procedures to sequentially image the animals at the anatomical site of injury for the study of cellular interactions during the first few days to weeks after injury.

Two-photon intravital imaging can be used to investigate interactions among different cell types in the spinal cord in their native tissue environment in a bone marrow chimeric animal with a dorsal column traumatic spinal cord crush injury.

Imaging intravital de axonales Interacciones con macrófagos y microglia en un ratón Dorsal Crush Columna Lesión

Traumatic spinal cord injury causes an inflammatory reaction involving blood-derived macrophages and central nervous system (CNS)-resident microglia. ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis inducida por isquemia focal como un modelo de lesión de médula espinal en ratones

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

Medicina

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues throughout the acute injury phase. In fact, endothelial cells appear to be the first to die after a contusive SCI. The early vascular events, including increased permeability of the blood-spinal cord barrier (BSCB), induce vasogenic edema and contribute to detrimental secondary injury events caused by complex injury mechanisms. Targeting the vascular disruption, therefore, could be a key strategy to reduce secondary injury cascades that contribute to histological and functional impairments after SCI. Previous studies were mostly performed on postmortem samples and were unable to capture the dynamic changes of the vascular network. In this study, we have developed an in vivo duo-color two-photon imaging method to monitor acute vascular dynamic changes following contusive SCI. This approach allows detecting blood flow, vessel diameter, and other vascular pathologies at various sites of the same rat pre- and post-injury. Overall, this method provides an excellent venue for investigating vascular dynamics.

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

We introduce an in vivo imaging method using two different fluorescent dyes to track dynamic spinal vascular changes following a contusive spinal cord injury in adult Sprague-Dawley rats.

Un en Vivo Dúo color método de proyección de imagen dinámica Vascular tras lesión medular contundente

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues ...

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various intrinsic and extrinsic inhibitory factors involved in the restriction of axon regeneration have been identified. However, simply removing these inhibitory cues is insufficient for successful regeneration, indicating the existence of additional regulatory machinery. Drosophila melanogaster, the fruit fly, shares evolutionarily conserved genes and signaling pathways with vertebrates, including humans. Combining the powerful genetic toolbox of flies with two-photon laser axotomy/dendriotomy, we describe here the Drosophila sensory neuron &#8211; dendritic arborization (da) neuron injury model as a platform for systematically screening for novel regeneration regulators. Briefly, this paradigm includes a) the preparation of larvae, b) lesion induction to dendrite(s) or axon(s) using a two-photon laser, c) live confocal imaging post-injury and d) data analysis. Our model enables highly reproducible injury of single labeled neurons, axons, and dendrites of well-defined neuronal subtypes, in both the peripheral and central nervous system.

A Drosophila In Vivo Injury Model for Studying Neuroregeneration in the Peripheral and Central Nervous System

Here, we present a protocol using the Drosophila sensory neuron - dendritic arborization (da) neuron injury model, which combines in vivo live imaging, two-photon laser axotomy/dendriotomy, and the powerful fly genetic toolbox, as a platform for screening potential promoters and inhibitors of neuroregeneration.

Un modelo de lesión de Drosophila en Vivo para el estudio de Neurorregeneración en el periférico y sistema nervioso Central

The regrowth capacity of damaged neurons governs neuroregeneration and functional recovery after nervous system trauma. Over the past few decades, various ...

Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion

Spinal cord injury is a devastating complication of aortic repair. Despite developments for the prevention and treatment of spinal cord injury, its incidence is still considerably high and therefore, influences patient outcome. Microcirculation plays a key role in tissue perfusion and oxygen supply and is often dissociated from macrohemodynamics. Thus, direct evaluation of spinal cord microcirculation is essential for the development of microcirculation-targeted therapies and the evaluation of existing approaches in regard to spinal cord microcirculation. However, most of the methods do not provide real-time assessment of spinal cord microcirculation. The aim of this study is to describe a standardized protocol for real-time spinal cord microcirculatory evaluation using laser-Doppler needle probes directly inserted in the spinal cord. We used a porcine model of ischemia/reperfusion to induce deterioration of the spinal cord microcirculation. In addition, a fluorescent microsphere injection technique was used. Initially, animals were anesthetized and mechanically ventilated. Thereafter, laser-Doppler needle probe insertion was performed, followed by the placement of cerebrospinal fluid drainage. A median sternotomy was performed for exposure of the descending aorta to perform aortic cross-clamping. Ischemia/reperfusion was induced by supra-celiac aortic cross-clamping for a total of 48 min, followed by reperfusion and hemodynamic stabilization. Laser-Doppler Flux was performed in parallel with macrohemodynamic evaluation. In addition, automated cerebrospinal fluid drainage was used to maintain a stable cerebrospinal pressure. After completion of the protocol, animals were sacrificed, and the spinal cord was harvested for histopathological and microsphere analysis. The protocol reveals the feasibility of spinal cord microperfusion measurements using laser-Doppler probes and shows a marked decrease during ischemia as well as recovery after reperfusion. Results showed comparable behavior to fluorescent microsphere evaluation. In conclusion, this new protocol might provide a useful large animal model for future studies using real-time spinal cord microperfusion assessment in ischemia/reperfusion conditions.

Spinal cord microcirculation plays a pivotal role in spinal cord injury. Most methods do not allow real-time assessment of spinal cord microcirculation, which is essential for the development of microcirculation-targeted therapies. Here, we propose a protocol using Laser-Doppler-Flow Needle probes in a large animal model of ischemia/reperfusion.

Evaluación en tiempo real de la microperfusión de la médula espinal en un modelo porcino de isquemia/reperfusión

Spinal cord injury is a devastating complication of aortic repair. Despite developments for the prevention and treatment of spinal cord injury, its ...

Controlled Semi-Automated Laser-Induced Injuries for Studying Spinal Cord Regeneration in Zebrafish Larvae

Zebrafish larvae possess a fully functional central nervous system (CNS) with a high regenerative capacity only a few days after fertilization. This makes this animal model very useful for studying spinal cord injury and regeneration. The standard protocol for inducing such lesions is to transect the dorsal part of the trunk manually. However, this technique requires extensive training and damages additional tissues. A protocol was developed for laser-induced lesions to circumvent these limitations, allowing for high reproducibility and completeness of spinal cord transection over many animals and between different sessions, even for an untrained operator. Furthermore, tissue damage is mainly limited to the spinal cord itself, reducing confounding effects from injuring different tissues, e.g., skin, muscle, and CNS. Moreover, hemi-lesions of the spinal cord are possible. Improved preservation of tissue integrity after laser injury facilitates further dissections needed for additional analyses, such as electrophysiology. Hence, this method offers precise control of the injury extent that is unachievable manually. This allows for new experimental paradigms in this powerful model in the future.

The present protocol describes a method to induce tissue-specific and highly reproducible injuries in zebrafish larvae using a laser lesion system combined with an automated microfluidic platform for larvae handling.

Lesiones controladas semiautomatizadas inducidas por láser para estudiar la regeneración de la médula espinal en larvas de pez cebra

Zebrafish larvae possess a fully functional central nervous system (CNS) with a high regenerative capacity only a few days after fertilization. This makes ...

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