This work was supported in part by the European Commission (FP7 Program) through a Career Integration Grant (PCIG09-GA-2011-293604), the Israel Science Foundation (Grant nr. 990/12) and the Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). Microfabrication of microfluidic chips was conducted at the Micro-Nano Fabrication Unit (MNFU) of the Technion and supported by a seed grant from the Russel Berrie Institute of Nanotechnology (RBNI) at Technion. The authors thank Avshalom Shai for assistance during deep reactive ion etching (DRIE) and Molly Mulligan and Philipp Hofemeier for helpful discussions.

Fabricación 1. Maestro <ol><li> Utilizar el grabado profundo de iones reactivos (DRIE) de un silicio sobre aislante de obleas (SOI) para fabricar una oblea de silicio maestro como se describe en trabajos anteriores 32, 33. NOTA: DRIE se prefiere estándar SU-8 micromecanizado debido a las características de alta relación de aspecto (40 micras de ancho y 90 micras zanjas profundas). </li></ol> 2. Fundición y sellado del dispositivo de microfluidos <ol><li> Mezclar PDMS y agente de curado en una relación de 10: 1 peso dentro de un contenedor pequeño limpia tal como un plato de plástico de pesaje. </li><li> Desgasificar la mezcla en un desecador al vacío hasta que se eliminen todas las burbujas de aire. NOTA: Prepare suficientes PDMS para todos los pasos subsiguientes. A continuación, el acrónimo &quot;PDMS&quot; se refiere siempre a las desgasificados 10: 1 de PDMS: mezcla-agente de curado que se preparó en los pasos 2.1 y 2.2. </li><li> Verter la mezcla desgasificada a una altura de aproximadamente 1 mm por encima de la oblea maestro. Degas, una vez más durante al menos40 minutos para eliminar todas las burbujas de aire por encima de la oblea y minimizar las burbujas debajo de la oblea. NOTA: Asegúrese de que la oblea es lo más cerca posible a la parte inferior de la placa. Si es necesario, pulse la oblea suavemente hacia la parte inferior con 2 barras de agitación y desgasificar una vez más. </li><li> Hornear a 65 ° C durante 20 minutos en un horno de convección natural. NOTA: Después de 20 minutos, el PDMS se endurece y casi completamente curado. Mientras que un tiempo más largo de cocción es posible hornear durante 20 minutos ahorra tiempo y mejora la adherencia de la segunda capa de PDMS (ver más abajo) a la primera. </li><li> Presente la sección de cuerpo de una jeringa de plástico de 2 ml utilizando un papel de lija de grano fino para mejorar la adherencia al PDMS. Además, utilizar el papel de lija para aplanar la base del cilindro de la jeringa mediante la colocación de la arena de papel sobre una superficie plana y de deslizamiento de la base del cilindro de la jeringa en la parte superior de la misma. Limpiar la jeringa usando aire a presión. </li><li> Coloque la sección de barril de la jeringa en la parte superior de la primera capa de PDMS con el LAapertura RGE frente a la superficie de los PDMS, y verter una segunda capa de PDMS en la parte superior de la primera uno a una altura de 5 ~ mm, y desgasificar la PDMS una vez más en un desecador. NOTA: La segunda capa de PDMS se debe verter desde el pequeño recipiente alrededor del cañón, y no debe entrar dentro de él. </li><li> Hornear la configuración completa a 65 ° C durante al menos 2 h en un horno de convección natural. NOTA: No hay necesidad de sostener el cuerpo en su lugar durante los procesos de curado ya que el peso del PDMS presionando contra la amplia base del barril tiene el barril firmemente en su lugar. </li><li> Cortar a través del molde de PDMS en torno a la región de modelado de la oblea maestro utilizando un bisturí. Si bien el corte, el bisturí debe débilmente toque la superficie de la oblea. A continuación, inserte suavemente un objeto puntiagudo, como fórceps de la oblea en la ranura creada por el bisturí, y se desprenda el PDMS emitidos por el oblea maestro. </li><li> Colocar el molde en una superficie suave cubierto con papel de aluminio con el lado estampadohacia arriba (es decir., el cañón debe colgar desde el borde de la mesa), y perforar un agujero en el PDMS en la entrada de entrada de la cámara y el canal utilizando un punzón de biopsia de 1 mm. </li><li> Escudo un portaobjetos de vidrio limpio con un (desgasificado) 10: 1 PDMS: mezcla-agente de curado utilizando un aplicador de giro programada a 3.000 rpm durante 30 segundos, y hornear durante&gt; 1 hora a 65 ° C. A continuación, limpiar la diapositiva y PDMS fundido utilizando cinta adhesiva transparente. </li><li> Tratar la superficie del molde y PDMS recubierto portaobjetos de vidrio PDMS con plasma de O2 (por ejemplo, utilizando un tratador corona de mano) durante 1 minuto, y luego presione suavemente las superficies juntas y hornear a 65 ° C durante la noche (O / N) . </li></ol> 3. Relleno de dispositivos y de actuación <ol><li> Mezclar agua suspendidas partículas de poliestireno fluorescentes con agua y glicerol en un vial de vidrio para obtener una (v / v) mezcla 64/36 de glicerol / agua con 0,25% (w / w) partículas .. </li><li> Colocar una gota de la solución de glicerol en la parte superior de la entrada del canal y una gota de DI water en la entrada de la cámara, a continuación, colocar el aparato en un desecador y vacío durante ~ 5 min. NOTA: Antes de liberar la espera de vacío de las burbujas que se forman en las gotas de solución de glicerol y agua DI al pop. Tras la liberación de vacío los líquidos son absorbidos en los espacios vacíos en el interior del dispositivo. Si el aire residual permanece dentro de los canales, eliminarlo mediante la aplicación de presión externa sobre los fluidos (por ejemplo., Usando una jeringa) y permitiendo que el aire se difunda en el PDMS. </li><li> Inyectar ~ 2 ml de agua DI en la cámara superior (es decir, el cuerpo de la jeringa, la Fig. 2b) hasta que esté completamente llena de agua. Luego cubra la cámara superior con una punta roma de la jeringa de calibre 19, cortar la punta de la otra punta de la jeringa de calibre 19 roma e insertar este consejo a la entrada de la cámara lateral. Conectar ambas puntas de jeringa a una jeringa de 1 ml mediante un tubo de teflón delgado y un conector en forma de T. NOTA: Asegúrese de que la jeringa de 1 ml, tubo de teflón, conector en forma de T y la cámara superior (Barr jeringa de 2 mlEL) son todo lleno de agua sin burbujas. Esto se puede lograr mediante la apertura de los puntos de conexión, que empuja el agua a través de secciones vacías de tubo y volver a conectar los puntos de conexión. </li><li> Coloque la jeringa de 1 ml con una bomba de jeringa pre-programados para imitar, por ejemplo, un ciclo de respiración corriente tranquila (con un periodo de T = 4 s) construida de rampas lineales, es decir, de cero a 1,8 ml / min en 1 segundo, a partir de 1,8 ml / min a -1.8 ml / min en 2 segundos y desde -1.8 ml / min a cero en 1 seg. </li></ol> 4. Los experimentos de visualización de flujo: micro-partículas de velocimetría de imagen (μPIV) <ol><li> Mientras que el dispositivo está siendo accionado, obtener una serie de 9 - 12 imágenes de enganche de fase, de doble marco del flujo de partículas cabeza de serie, utilizando un sistema (μPIV) micro-partículas imagen velocimetría que consiste, por ejemplo de un CCD exposición marco de múltiples dual la cámara (por ejemplo., 1.600 × 1.200 píxeles para lograr una resolución suficiente), un doble láser de Nd-YAG pulsado (longitud de onda: 532 nm, energía de salida: 400 mJ, duración del pulso: 4 nseg), y un microscopio invertido. NOTA: Tal sistema es capaz de obtener pares de marco con un retraso de tiempo de hasta unos pocos microsegundos entre el primer y segundo bastidores. Para lograr imágenes doble marco de enganche de fase, es útil para adquirir una serie doble marco en por ejemplo., 10 Hz (pares de bastidor están separados por 0,1 segundos una de otra). Entonces, los datos pueden ser reorganizados para que todos los pares de trama que están separados por un tiempo de ciclo completo (aquí T = 4 seg) forman una nueva serie de tiempo. La adquisición de imágenes se debe repetir varias veces mientras la modificación del tiempo de retraso entre el primer y segundo bastidores de cada par de trama (es decir., 100 microsegundos a 0,1 segundos) para la resolución de diferentes regiones de flujo dentro de la cavidad alveolar. Nota: las configuraciones alternativas con respecto a las mejores combinaciones de sistemas de adquisición de imagen (. Es decir, la cámara) y la iluminación de las fuentes (es decir, láser) a la imagen talesmicroflujos también están disponibles 34, 35. </li><li> Utilizar un algoritmo de suma de correlación para calcular mapas de vectores de velocidad de enganche de fase del campo de flujo resultante de la serie de imágenes para cada intervalo de tiempo utilizado. Repita este proceso varias veces con diferentes tiempos de retraso entre el primer y segundo bastidores de cada par de trama para la resolución de diferentes regiones de flujo dentro de la cavidad alveolar. A continuación, utilizar un programa de análisis de datos para coser juntos los mapas de flujo individuales en un mapa completo y de alto detallada de los patrones de flujo promediando la superposición de puntos de datos 33. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

<html> Una característica crítica de la plataforma acinar de microfluidos que aquí se presenta es su capacidad para reproducir los movimientos de respiración fisiológicamente realistas que dan lugar a perfiles de flujo fisiológicas y velocidades dentro de los conductos acinares y dentro de los alvéolos. Dado que los canales de microfluidos se producen con una relación de aspecto relativamente baja (es decir., W d / h ≈ 3,9, donde w d es...

Una cuantificación detallada de la dinámica de flujo respiratorio en el distal, regiones alveolada de los pulmones es de suma importancia en la comprensión de la mezcla del flujo de aire en el acino pulmonar y predecir el destino de los aerosoles inhalados en la más profunda de las vías respiratorias 1-3. Este último aspecto es de particular preocupación cuando abordar por una parte los peligros de las partículas contaminantes inhalados o por el contrario en la búsqueda de nuevas estrategias para la administración de fármacos mejorado y selectiva de agentes terapéuticos inhalados a sitios localizados de pulmón 4, 5, así como para la administración sistémica. Hasta la fecha, los flujos respiratorios en las regiones acinares pulmonares profundas han sido típicamente investigado in silico usando la dinámica de fluidos computacional (CFD) o, alternativamente, in vitro con modelos experimentales ampliados de coincidencia siguientes similitud hidrodinámico. En las últimas décadas, los métodos CFD se han aplicado cada vez más para estudiar fenómenos de flujo acinar, de cabeza del ce modelos alveolares 6, 7 y alveolada conductos 8-12 para más elaborado modelos in silico que capturan anatómicamente realista árbol acinar estructuras con múltiples generaciones de conductos alveolada y hasta varios cientos de alvéolos individuales 13-15. En conjunto, los esfuerzos numéricos han sido fundamentales en el esclarecimiento de la función y la influencia del movimiento de la pared durante la respiración en los movimientos que siguió los patrones de flujo de aire acinar. En ausencia de movimiento de la respiración, estática de recirculación característica alvéolos fluye dentro de sus cavidades que exhiben ningún intercambio convectivo de aire entre el conducto acinar y el alvéolo 6, 7; en otras palabras, los flujos de alveolares serían totalmente aislados de flujos dentro de los árboles acinares y el intercambio de aire daría lugar únicamente de mecanismos de difusión. Con la existencia de las expansiones cíclicas del dominio alveolar, sin embargo, las topologías de flujo alveolares se modifican drásticamente y la resulting patrones de flujo dentro de los alvéolos están íntimamente ligados a la localización de un alvéolo lo largo del árbol acinares (por ejemplo., vs. proximal distal generaciones). En particular, se ha planteado la hipótesis en las simulaciones que los patrones de flujo alveolares están fuertemente influenciadas por la relación de alveolar para ductal velocidades de flujo tal que las generaciones proximales del árbol acinar pulmonar, donde esta relación es relativamente grande siguiente conservación de la masa a través de una estructura de árbol, característica recirculación de los complejos flujos dentro de las cavidades alveolares con pathlines fluidos irreversibles. Con cada generación acinar más profunda, la relación de alveolar para velocidades de flujo ductal disminuye gradualmente de tal manera que las generaciones acinares distales presentan líneas de corriente más radiales como que recuerdan a inflaciones y deflaciones de un globo simples. Con los avances en las técnicas de imagen modernas, datos de imagen pulmonar 16, 17 de los roedores, incluyendo rata y ratón, han dado lugar a algunos de los primeros simultánea CFDciones de los flujos acinares reconstruidos anatómicamente en los alvéolos reconstruidas. A pesar de estos progresos prometedores, estos estudios recientes son todavía limitados para hacer frente a los fenómenos de flujo de aire en los sacos alveolares terminales sólo el 18, 19 o unos alvéolos en torno a un solo conducto 20. Como resultado, las investigaciones del estado de la técnica de los fenómenos de flujo respiratorio en los acinos siguen dominadas por los estudios centrados en genéricos geometrías inspiradas anatómicamente del entorno acinar 2. En el lado experimental, diversas configuraciones que ofrecen una vía aérea con uno o varios alvéolos se han desarrollado a lo largo de los años 21-24. Sin embargo, no existe ningún modelos experimentales de bifurcar las vías respiratorias alveolada que son capaces de imitar la respiración fisiológica mediante la expansión y la contratación de una manera similar a la respiración. Dada la falta de plataformas experimentales atractivos en parte, el estudio de los fenómenos de transporte acinar sigue siendo limitada en lo que respecta a validating estudios computacionales y críticamente, sigue habiendo una escasez de datos experimentales disponibles. . En los últimos años, Ma et al (2009) han construido un modelo de pared rígida a mayor escala de un acino que consta de tres generaciones acinares; Sin embargo, la falta de movimiento de la pared en este modelo limita su capacidad para capturar los patrones de flujo alveolares en condiciones realistas de respiración. Otros experimentos a escala plano incluyendo un modelo de pared móvil en base a los datos anatómicos de réplica de yeso recientemente se introdujeron 25; Sin embargo, dado que el modelo sólo capturó las dos últimas generaciones acinares (es decir., sacos terminales), que no pudo capturar los flujos de recirculación complejas que caracterizan a las generaciones acinares más proximales. Estos últimos ejemplos de experimentos a escala arriba subrayan aún más las limitaciones en curso con estos planteamientos. Específicamente, ningún experimento existente hasta el momento ha demostrado la transición planteado la hipótesis de recirculación para radial fluye a lo largolos acinos y de ese modo confirman las predicciones numéricas de las topologías de flujo hipótesis de existir en árboles acinares pulmonar reales 7, 15. Tal vez lo más crítico, los experimentos a escala arriba están muy limitados en la investigación de partículas de transporte y deposición dinámica de 26 inhalada debido a las dificultades en la adecuación de todos los no relevantes parámetros dimensionales (por ejemplo., la difusión de partículas, un mecanismo de transporte crítico para las partículas sub-micrométricas, está completamente descuidado). Con desafíos experimentales en curso, nuevas plataformas experimentales que se puedan investigar las vías respiratorias flujos de aire y dinámica de las partículas en las paredes móviles complejas se buscan redes acinares. Aquí, un anatómicamente inspirado en el modelo in vitro se introduce acinar. Esto imita la plataforma de microfluidos acinares pulmonar fluye directamente en la escala acinar representativa, y amplía la creciente gama de modelos de microfluidos pulmonares 27, que incluye asma bronquial plug-flo líquidaws 28-30 y la barrera alveolocapilar 31. Es decir, cuenta con el diseño actual de un árbol de la vía aérea alveolada cinco generación simplificada con la expansión y las paredes, en los movimientos cíclicos se consiguen mediante la presión que controla el interior de una cámara de agua que rodea las paredes laterales PDMS delgadas y donde la pared superior es deformada por un agua adicional contraer cíclicamente cámara situada directamente encima de la estructura acinar. A diferencia de los dispositivos de microfluidos de capas múltiples comunes, esta cámara está formado simplemente mediante la incorporación de la sección de barril de una jeringa dentro del dispositivo de PDMS, y no requiere la preparación de un molde de PDMS adicional. El enfoque que aquí se presenta miniaturizado ofrece un medio simple y versátil para la reproducción de las estructuras acinares complicados con paredes móviles, en comparación con modelos a escala en marcha durante la captura de las características subyacentes del entorno de flujo acinar. Esta plataforma puede ser utilizado para flow visualización mediante partículas de fluido a poner en suspensión dentro de las vías respiratorias (ver resultados representativos de abajo). En un futuro próximo, el modelo se puede utilizar con partículas en el aire para el estudio de la dinámica de partículas inhaladas acinares.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Polydimethylsiloxane (PDMS) and curing agent</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>(240)4019862</td>
			<td>SYLGARD&#174; 184 SILICONE ELASTOMER KIT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastipak 2 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>300185</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Norm-Ject Luer slip 1 ml syringe</td>
			<td>Henke Sass Wolf </td>
			<td>4010-200V0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mm Biopsy punch</td>
			<td>Kai Medical</td>
			<td>BP-10F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Corona Treater</td>
			<td>Electro-Technic Products</td>
			<td>BD-20AC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PHD Ultra Syringe pump</td>
			<td>Harvard apparatus</td>
			<td>703006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dyed red rqueous fluorescent particles</td>
			<td >Thermo-Scientific</td>
			<td ></td>
			<td >Uncatalloged 0.86 &#181;m beads were used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin AR</td>
			<td>Gadot</td>
			<td>830131320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowMaster MITAS micro-particle image velocimetry (&#181;PIV) system </td>
			<td>LaVision</td>
			<td>1108630</td>
			<td ></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic model of biomimetically breathing pulmonary acinar airways

La cuantificación de las características del flujo respiratorio en las profundidades acinares pulmonar y cómo influyen en el transporte aerosol inhalado es crítica con respecto a la optimización de las técnicas de inhalación de drogas, así como la predicción de los patrones de deposición de partículas en el aire potencialmente tóxicos en los alvéolos pulmonares. Aquí, las técnicas de litografía blanda se usan para fabricar estructuras de las vías respiratorias acinares-como complejos en los veraces longitud escalas anatómicas que reproducen fenómenos de flujo acinar fisiológicas en un sistema ópticamente accesible. El dispositivo de microfluidos cuenta con 5 generaciones de bifurcar conductos alveolada con la expansión periódicamente y paredes de contratación. Wall accionamiento se consigue mediante la alteración de la presión dentro de las cámaras llenas de agua de los alrededores de las delgadas paredes del canal acinar PDMS tanto de los lados y la parte superior del dispositivo. En contraste con los dispositivos de microfluidos de capas múltiples comunes, donde se requiere el apilamiento de moldes de varios PDMS, se presenta un método simple para fabricar la parte superiorcámara mediante la incorporación de la sección de barril de una jeringa en el molde de PDMS. Esta novedosa configuración de microfluidos proporciona movimientos respiratorios fisiológicos que a su vez dan lugar a características acinares flujos de aire. En el presente estudio, se utilizó micro partículas velocimetría de imagen (μPIV) con partículas líquidas en suspensión de cuantificar tales flujos de aire a juego basado en la similitud hidrodinámico. La buena concordancia entre los resultados μPIV y fenómenos de flujo acinar esperados sugieren que la plataforma de microfluidos puede servir en un futuro próximo como una herramienta atractiva en vitro para investigar el transporte de partículas en el aire directamente representativa y la deposición en las regiones acinares de los pulmones.

Diseño asistido por ordenador (CAD) y microscopio imágenes de la plataforma acinar in vitro se presentan en la Fig. 1. El modelo acinar biomimético cuenta con cinco generaciones de ramificación canales rectangulares alineadas con las cavidades cilíndricas alveolares similar (Fig. 1). Aquí, las generaciones de modelos se numeran de generación 1 (para la generación más proximal) para la generación de 5 (para la generación más distal). Tenga en cuenta que sólo la entr...

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A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

Un modelo de microfluidos de biomiméticamente respiración pulmonar acinar Airways

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

a-microfluidic-model-biomimetically-breathing-pulmonary-acinar

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.9K vistas.  Technion - Israel Institute of Technology. Soft-lithography was utilized to produce a representative true-scale model of pulmonary alveolated airways that expand and contract periodically, mimicking physiological breathing motion. This platform recreates respiratory acinar flows on a chip, and is anticipated to facilitate experimental investigation of inhaled aerosol dynamics and deposition in the pulmonary acinus.

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Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Mezcladores de microfluidos para el estudio plegamiento de proteínas

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Investigación

Bioingeniería

Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and used to dictate the shape as well as the diameter of a core stream.&#160;Grooves in the top and bottom of a microfluidic channel were designed to direct the sheath fluid and shape the core fluid.&#160;By matching the viscosity and hydrophilicity of the sheath and core fluids, the interfacial effects are minimized and complex fluid shapes can be formed.&#160;Controlling the relative flow rates of the sheath and core fluids determines the cross-sectional area of the core fluid.&#160;Fibers have been produced with sizes ranging from 300 nm to ~1 mm, and fiber cross-sections can be round, flat, square, or complex as in the case with double anchor fibers. Polymerization of the core fluid downstream from the shaping region solidifies the fibers.&#160;Photoinitiated click chemistries are well suited for rapid polymerization of the core fluid by irradiation with ultraviolet light.&#160;Fibers with a wide variety of shapes have been produced from a list of polymers including liquid crystals, poly(methylmethacrylate), thiol-ene and thiol-yne resins, polyethylene glycol, and hydrogel derivatives. Minimal shear during the shaping process and mild polymerization conditions also makes the fabrication process well suited for encapsulation of cells and other biological components.

Two adjacent fluids passing through a grooved microfluidic channel can be directed to form a sheath around a prepolymer core; thereby&#160;determining both shape and cross-section. Photoinitiated polymerization, such as thiol click chemistry, is well suited for rapidly solidifying the core fluid into a microfiber with predetermined size and shape.

Fabricación Microfluídica De Fibras Poliméricas Y Biohíbridas Con Tamaño y Forma Prediseñados

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

A Microfluidic Technique to Probe Cell Deformability

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an efficient manner. Typically, data for ~102 cells can be acquired within a 1 hr experiment. An automated image analysis program enables efficient post-experiment analysis of image data, enabling processing to be complete within a few hours. Our device geometry is unique in that cells must deform through a series of micron-scale constrictions, thereby enabling the initial deformation and time-dependent relaxation of individual cells to be assayed. The applicability of this method to human promyelocytic leukemia (HL-60) cells is demonstrated. Driving cells to deform through micron-scale constrictions using pressure-driven flow, we observe that human promyelocytic (HL-60) cells momentarily occlude the first constriction for a median time of 9.3 msec before passaging more quickly through the subsequent constrictions with a median transit time of 4.0 msec per constriction. By contrast, all-trans retinoic acid-treated (neutrophil-type) HL-60 cells occlude the first constriction for only 4.3 msec before passaging through the subsequent constrictions with a median transit time of 3.3 msec. This method can provide insight into the viscoelastic nature of cells, and ultimately reveal the molecular origins of this behavior.

We demonstrate a microfluidics-based assay to measure the timescale for cells to transit through a sequence of micron-scale constrictions.

Una técnica de microfluidos investigará Deformabilidad Cell

Here we detail the design, fabrication, and use of a microfluidic device to evaluate the deformability of a large number of individual cells in an ...

Lipid Bilayer Vesicle Generation Using Microfluidic Jetting

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This emerging field engages engineers, chemists, biologists, and physicists to design and assemble basic biological components into complex, functioning systems from the bottom up. Such bottom-up systems could lead to the development of artificial cells for fundamental biological inquiries and innovative therapies1,2. Giant unilamellar vesicles (GUVs) can serve as a model platform for synthetic biology due to their cell-like membrane structure and size. Microfluidic jetting, or microjetting, is a technique that allows for the generation of GUVs with controlled size, membrane composition, transmembrane protein incorporation, and encapsulation3. The basic principle of this method is the use of multiple, high-frequency fluid pulses generated by a piezo-actuated inkjet device to deform a suspended lipid bilayer into a GUV. The process is akin to blowing soap bubbles from a soap film. By varying the composition of the jetted solution, the composition of the encompassing solution, and/or the components included in the bilayer, researchers can apply this technique to create customized vesicles. This paper describes the procedure to generate simple vesicles from a droplet interface bilayer by microjetting.

Microfluidic jetting against a droplet interface lipid bilayer provides a reliable way to generate vesicles with control over membrane asymmetry, incorporation of transmembrane proteins, and encapsulation of material. This technique can be applied to study a variety of biological systems where compartmentalized biomolecules are desired.

Lípidos bicapa vesículas Generación Usando Microfluidic Jetting

Bottom-up synthetic biology presents a novel approach for investigating and reconstituting biochemical systems and, potentially, minimal organisms. This ...

A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). The chip produces monodisperse aqueous sample droplets in perfluorohexane (PFH). Size and frequency of the aqueous droplets can be varied in the range of 40 to 60 &#181;m and from 90 to 7,000&#160;Hz, respectively. The droplets are ejected from the chip with a second flow of PFH and remain intact during the ejection. A custom-built desolvation system removes the PFH and transports the droplets into the ICPMS. Here, very stable signals with a narrow intensity distribution can be measured, showing the monodispersity of the droplets. We show that the introduction system can be used to quantitatively determine iron in single bovine red blood cells. In the future, the capabilities of the introduction device can easily be extended by the integration of additional microfluidic modules.

We present a discrete droplet sample introduction system for inductively coupled plasma mass spectrometry (ICPMS). It is based on a cheap and disposable microfluidic chip that generates highly monodisperse droplets in a size range of 40&#8722;60 &#181;m at frequencies from 90 to 7,000 Hz.

Un chip de microfluidos para ICPMS Introducción Muestra

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

Tunable Hydrogels from Pulmonary Extracellular Matrix for 3D Cell Culture

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung tissue from porcine, rat, or mouse, the tissue is perfused and submerged in subsequent chemical detergents to remove the cellular debris. Histological comparison of the tissue before and after processing confirms removal of over 95% of double stranded DNA and alpha galactosidase staining suggests the majority of cellular debris is removed. After decellularization, the tissue is lyophilized and then cryomilled into a powder. The matrix powder is digested for 48 hr in an acidic pepsin digestion solution and then neutralized to form the pregel solution. Gelation of the pregel solution can be induced by incubation at 37 &#176;C and can be used immediately following neutralization or stored at 4 &#176;C for up to two weeks. Coatings can be formed using the pregel solution on a non-treated plate for cell attachment. Cells can be suspended in the pregel prior to self-assembly to achieve a 3D culture, plated on the surface of a formed gel from which the cells can migrate through the scaffold, or plated on the coatings. Alterations to the strategy presented can impact gelation temperature, strength, or protein fragment sizes. Beyond hydrogel formation, the hydrogel stiffness may be increased using genipin.

This is a method to create a 3-dimensional cell culture scaffold from pulmonary extracellular matrix. Intact lung is processed into hydrogels that can support the growth of cells in three-dimensions.

Los hidrogeles sintonizable de la matriz extracelular pulmonar por la 3D de Cultivos Celulares

Here we present a method for establishing multiple component cell culture hydrogels for in vitro lung cell culture. Beginning with healthy en bloc lung ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Guiada por imagen, fabricación basada en láser de Redes de microfluidos derivados-vascular

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Múltiples pasos Fotolitografia variable Altura de múltiples capas con válvula dispositivos de microfluidos

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

Perfusable Red Vascular con un modelo de tejido en un dispositivo de microfluidos

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Fabricación escalable de elástico, doble canal, Chips microfluídicos órgano

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...