Este trabajo fue apoyado en parte por la subvención NIH DP2OD008470. Además, la memoria RAM fue apoyado en parte por los fondos proporcionados por la Universidad de Notre Dame Graduate School. Agradecemos a los funcionarios del Departamento de Ciencias Biológicas, el Centro de Investigación de pez cebra, y el Centro de Células Madre y Medicina Regenerativa de la Universidad de Notre Dame. Agradecemos especialmente a los miembros del laboratorio para enganchar las discusiones acerca de la biología del riñón y sus útiles comentarios sobre este trabajo.

Los procedimientos para trabajar con embriones de pez cebra que se describen en este protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Notre Dame. 1. Preparación de soluciones <ol><li> Hacer una solución 50x social de los medios de embriones E3 mezclando 73,0 g de NaCl, 3,15 g de KCl, 9,15 g de CaCl2, y 9,95 g MgSO4 en 5 litros de agua destilada, y se almacena a temperatura ambiente. </li><li> Para el cultivo de los embriones de pez cebra, se diluye la solución de 50x social de E3 del medio de impresión de embrión a una solución de trabajo 1x con agua destilada, a continuación, añadir 200 l de 0,05% de azul de metileno para cada 1 l de 1x E3 para actuar como un fungicida, y almacenar a RT. </li><li> Hacer una solución de bloqueo de los medios de pigmentación embrión E3 con 0,003% de 1-fenil-2-tiourea (PTU) mediante la combinación de 40 ml de la Bolsa de 50x E3 con 0,06 mg PTU. A continuación, llevar el volumen a un total de 2 L con agua destilada. </li><li> Se agita la O E3 / PTU / N a temperatura ambiente para obtener el polvo de PTU en la solución. A continuación, almacenar el E3 / PTU por elRT. Nota: El E3 / PTU tiene una vida útil de aproximadamente una semana, y las soluciones mayores serán menos eficaces en el bloqueo de desarrollo pigmentación en larvas de pez cebra. </li><li> Hacer una solución anestésica de 0,2% tricaína (MS-222) mediante la adición de 1 g de tricaína a 500 ml de agua destilada y ajustar el pH a 7,2 con 1 M Tris, pH 9,5. </li><li> Prepárese para hacer una solución de metilcelulosa al 2% para formación de imágenes mediante la colocación de una solución de 1x E3 (sin azul de metileno), con 1/10 volumen de 0,2% tricaína añadió a 4 ° C. Nota: La solución de metilcelulosa es una solución espesa, clara que se utiliza para estabilizar suavemente embriones vivos para la microscopía. Después se llevan a cabo las manipulaciones de los embriones se pueden lavar en 1x E3 para disolver la metilcelulosa sin herir el animal y permitiendo microscopía en las etapas posteriores en la misma muestra. </li><li> Cuando se enfría a 4 ° C, se agita la solución 1x E3 / Tricaína vigorosamente en una placa de agitación y añadir poco a poco la cantidad apropiada de metilopolvo de celulosa mientras se continúa agitando vigorosamente. Añadir poco a poco el polvo a la solución para prevenir la formación de agregados insolubles de metilcelulosa. </li><li> Después de que todo el polvo se mezcla en la solución de metilcelulosa / E3 / tricaína 2%, se agita la solución de compuesto en el 4 ° C habitación fría O / N. Nota: La temperatura fría es mejor para disolver completamente el polvo. Si la solución no es clara después de una noche, se agita durante una jornada adicional y / o un segundo O / N. </li><li> Para eliminar las burbujas de aire de la metilcelulosa 2% / solución / tricaína E3, alícuota de la mezcla en tubos de 1,5 ml y giro a alta velocidad (12.000 xg) a 4 ° C durante 30 minutos o hasta 2 horas. </li><li> Coloque la solución / E3 / tricaína metilcelulosa al 2% a 4 ° C para el almacenamiento a largo plazo. Nota: Antes de su uso, las alícuotas deben ser pre-calentado a la temperatura ambiente para trabajar con los especímenes de pez cebra. </li></ol> 2. Preparación de Herramientas <ol><li> Preparar una herramienta de embriones manipulador, que se utiliza para posicionar embriones para la microinyección, uniendo una punta de carga de gel en la punta de una aguja de disección recta 5 &quot;, y asegurar con cinta adhesiva o pegamento. </li><li> Preparar las agujas de microinyección usando un extractor de aguja, colocando primero un incendio pulido de 10 cm de vidrio de borosilicato con filamento en el instrumento y asegurar el vidrio de borosilicato apretando las asas. </li><li> Levante el vidrio de borosilicato a la moda agujas finas-cónicos. Utilice los siguientes parámetros: calor 540, tire 245, velocidad 200, 125 y la hora. </li><li> Pone las agujas dentro de una cápsula de Petri, suspenderlas en una tira de pasta de modelar para proteger las puntas de aguja, y mantener el plato cubierto para evitar la acumulación de polvo. </li><li> Para terminar la preparación de la aguja para microinyecciones, utilizar un borde de la cuchilla de afeitar o unas pinzas finas para cortar el extremo tirado de la aguja para crear una punta de inyección angular aguda con un diámetro de aproximadamente 0,05 a 0,1 mm. </li><li> Para hacer que la bandeja de microinyección, preparar una solución / E3 1,5% de agarosa en un 100 ml matraz de Erlenmeyer y disolver la agarosa por calentamiento de la E3 a ebullición en un horno de microondas, dejar enfriar a temperatura ambiente durante aproximadamente 10 min. </li><li> Verter la solución de agarosa / E3 enfriado en un plato de Petri para hacer una base con una profundidad de aproximadamente 0,5 cm. Cuando esto se ha solidificado verter una segunda capa con una profundidad de aproximadamente 0,3 cm y insertar el molde así embrión prefabricado y permitir que la agarosa solidifique a temperatura ambiente. Nota: Al insertar el molde dentro de la capa / E3 agar superior, colocando el molde en el agar en un ángulo para disminuir el número de burbujas de aire. </li><li> Cuando toda la bandeja de microinyección se ha puesto, levantar el embrión prefabricada así moldear a cabo lentamente y con cuidado utilizando un scoopula, a continuación, llenar el recipiente con solución E3 y se almacena a 4 ° C. </li></ol> 3. Preparación de embriones <ol><li> Configurar tanques de apareamiento de pez cebra mediante la colocación de separadores en las cámaras de apareamiento y se llenan de agua del sistema. </li><li> Colocar un pez en cada lado del divisor sran que cada cámara de acoplamiento contiene una hembra y un macho de pescado y cubrimos cada cámara de apareamiento. </li><li> A la mañana siguiente, quitar los separadores para permitir el desove. </li><li> Compruebe el pescado después de aproximadamente 30 minutos, y después de la devolución de los adultos al acuario, recoger sus embriones haciendo pasar el agua del tanque de apareamiento a través de una herramienta colador de alambre de malla fina. </li><li> Invertir el colador sobre una placa de Petri y enjuague con E3 para recoger los embriones. </li><li> Incubar los embriones a 28,5 ° CO / N. </li><li> Cuando los embriones han alcanzado la fase de 24 a 26 somite 26, se decanta la mayoría de los medios de comunicación E3 y luego dechorionate mediante la adición de 100 l de 50 mg / ml de pronasa a cada placa de embriones e incubando la placa a temperatura ambiente (23 ° C) durante aproximadamente 15 min. Nota: Se tarda aproximadamente 24-25 horas desde el momento de la fecundación de los embriones para llegar a la etapa 24-26 somite si se recogen en la forma descrita y se incubaron O / N a 28,5 ° C. </li><li> Llenar el recipiente conE3 y luego girar suavemente para desalojar a los chorions de los embriones. </li><li> Decantar el E3 / pronasa y enjuagar el recipiente con 25 ml de E3 fresco. Repita el paso de enjuague para eliminar toda la pronasa. </li><li> Para bloquear el desarrollo de la pigmentación, se decanta el E3 y reemplazar con 25 ml de frescas E3 / PTU cuando los embriones han llegado a las 24 horas después de la fecundación. Nota: Para los experimentos que abarca varios días, en lugar de la solución E3 / PTU por medio nuevo una vez al día para mantener el plato limpio. </li></ol> 4. La microinyección de solución nefrotoxina <ol><li> En el día de la inyección, preparar la solución nefrotoxina deseado junto con el vehículo de control apropiado. </li><li> Vortex o mezclar suavemente para asegurar el fármaco (s) es / son en solución, la comprobación de los lados del tubo y la parte superior de la columna de agua. Nota: Las soluciones nefrotoxina puedan estar preparados para contener trazas de dextrano conjugado con fluorescencia para monitorizar la eficacia de microinyección y también evaluar la depuración renal en subseqtiempo uente apunta 20,28. </li><li> Cargar una aguja de microinyección adornado con 2-3 ~ l de la nefrotoxina enroscando una punta de carga de gel fino en la parte posterior de la aguja y la suspensión de la aguja en posición vertical con un trozo de cinta para permitir que la solución para llenar la punta de la aguja recortado por la gravedad. </li><li> Una vez que la punta de la aguja está lleno, asegurar la aguja cargada en el micromanipulador. </li><li> Probar el volumen microinyección mediante la colocación de una gota de aceite mineral sobre un portaobjetos de micrómetro e inyectar en el aceite para evaluar el tamaño de gota. Un volumen de inyección de 500 pl tiene un diámetro de 0,1 mm. </li><li> Retire el plato de embriones a partir de la incubadora, y anestesiar mediante la adición de aproximadamente 5 ml de 0,2% tricaína al plato embrión. </li><li> Para asegurar la anestesia completa, toque suavemente embrión con la punta de la herramienta de embriones manipulador. La falta de movimiento indica suficiente anestesia. </li><li> Después de la anestesia con éxito, la transferencia de los embriones al molde de inyección con una transfpipeta er. </li><li> Maniobra de cada embrión en un pozo diferente del molde colocando la cabeza en la zona más profunda del pozo de tal manera que el tronco se apoya a lo largo de la depresión y la cola se pega a salir de la depresión. </li><li> Insertar la aguja se introduce en el micromanipulador y la posición de la punta de la aguja junto a un embrión. </li><li> Suavemente inserte la aguja en el recipiente de la cola moviendo el joystick hacia adelante y presione el pedal de pie para entregar la microinyección. Nota: El éxito de la inyección se puede medir observando el líquido entrar en circulación. Además, co-inyección de la nephrotoxicant con dextrano conjugado con fluorescencia permite al investigador para verificar la inyección con éxito después del procedimiento. </li><li> Tire suavemente hacia atrás en el joystick para extraer la aguja del embrión. </li><li> Después de la inyección, la transferencia de los embriones a un plato limpio y enjuague para eliminar el Tricaína y reemplazar con fresco E3 / PTU. </li><li> Incubar el embrión hasta el punto de tiempo deseado para evaluars morfología, que puede ser documentada por la fotografía en los medios de montaje metilcelulosa, o un proceso para el análisis experimental como se desee. Nota: Recuperación de embriones debe ser evaluado para determinar el porcentaje de individuos con edema, que comúnmente se indica lesión renal. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Un número diverso de agentes terapéuticos se han asociado con AKI 29. Ha habido avances en la investigación significativo en la comprensión el daño inducido por muchos compuestos individuales, tales como la gentamicina aminoglucósido 30 y el cisplatino quimioterapéutico ampliamente utilizado 31,32. Algunos cambios patológicos implicados en estas condiciones, sin embargo, siguen siendo objeto de estudio en curso. Uno de los retos emergentes sigue siendo la comprensión de cómo múltiples fármacos afectan negativamente a los pacientes, especialmente aquellos en poblaciones de alto riesgo como los de la configuración de cuidados críticos y los ancianos 29. Por lo tanto, los modelos que permiten a los nuevos estudios basados ​​celulares sobre los efectos de la lesión renal aguda inducida por drogas juegan un papel importante en la mejora de la detección de esta condición y apreciar las interacciones entre medicamentos dinámicos. Trabajar con modelos de mamíferos como el ratón y la rata han sido parte integral de establecer cambios celulares en el riñón siguientes AKI, but una limitación con estos sistemas es que la observación, en tiempo real directo es limitada debido a la complejidad de la arquitectura y la ubicación interna del órgano. En pocas palabras, el riñón no está disponible para la observación directa, lo que requiere que los individuos se sacrifican para analizar el riñón. Estas limitaciones pueden ser contrarrestados mediante el uso de embriones de pez cebra, que forman un riñón simple de dos nefronas que tienen una estructura segmento conservado con otros vertebrados, incluyendo seres humanos 33. El desarrollo del pez cebra se produce fuera del útero y con la pigmentación de menor importancia, lo que permite la observación directa de la organogénesis y el seguimiento de las respuestas a las señales externas renal 34. Herramientas para el análisis molecular, tales como la expresión de genes 35-37, se han utilizado con alta resolución para determinar las características de la nefrogénesis 38-40. manipulaciones experimentales para pruebas de pequeñas moléculas a través de la genética química están bien establecidos en el pez cebra y aplicable a la kidney 41-43. De hecho, en los últimos años, el pez cebra se han aplicado para modelar la nefrotoxicidad de agentes que van de acetaminofeno a las micotoxinas y ácido aristolóquico 44-48. Es importante tener en cuenta que también existen limitaciones significativas a modelado AKI en el embrión de pez cebra, debido a la simplicidad de la estructura renal en esta etapa en el desarrollo. Por ejemplo, el pez cebra no son adecuados para hacer frente a las interacciones multifactoriales dentro del tejido renal que está densamente llena de nefronas que están rodeados por un estroma compleja que contiene varios tipos de células intersticiales, como es el caso en el roedor o metanefros humanos. De este modo, el pez cebra son los más adecuados para la visualización de los cambios celulares y moleculares autónomas en la nefrona durante AKI. El método de microinyección descrito aquí, que tiene una curva de aprendizaje muy pronunciada, es muy útil para el estudio de los dos estados de desarrollo y de enfermedad incluyendo nefrotóxicos. Esta técnica se puede utilizar a TeST drogas por separado o en combinación. Además, las inyecciones se pueden realizar durante una amplia gama de puntos de tiempo de desarrollo. Un método similar, igualmente viable para realizar microinyecciones intravenosos en larvas de pez cebra se ha descrito previamente por Cosentino, et al. 21. Una distinción significativa en su metodología, en comparación con los métodos descritos aquí, es que el embrión a inyectar se inmoviliza utilizando una pipeta de sujeción 21. El uso de una pipeta de sujeción es una alternativa viable para el molde de inyección. Los investigadores que buscan implementar la microinyección como un método de entrega de agentes nephrotoxicant debe ser consciente de esta alternativa y tal vez desee comparar los métodos para identificar qué es personalmente preferible, como aprender a manipular la pipeta de sujeción a fin de no dañar el embrión implicará la práctica tal como lo exige la práctica de maniobrar con éxito y microinyectar uso de un simple molde de inyección con una cavidad para la depresión EMBRyos. Al realizar este procedimiento, es fundamental para preparar agujas de inyección de tamaño adecuado, y para cortar el ángulo en la punta de la aguja para optimizar entrada suave y salida en la circulación embrionaria. Durante el procedimiento de inyección, es crítico para controlar el volumen de inyección para evaluar la consistencia de la entrega nefrotoxina entre muestras. La evaluación periódica del volumen de inyección con un micrómetro se puede realizar si el investigador tiene incertidumbre acerca de los cambios de volumen mientras se realiza un experimento. Por ejemplo, debido a la naturaleza de la técnica, la punta de la aguja puede obstruir parcial o totalmente con los restos celulares. Esta complicación puede ser contrarrestado por la limpieza de la aguja periódicamente para asegurar la consistencia del fluido eyectado. Además, un colorante vital como rojo de fenol se puede añadir a la mezcla para actuar como un marcador visual de la inyección y ayudar en el control de la dispersión de fluido 49,50. Además, las inyecciones de moléculas trazadoras pueden ayudar enla visualización de las poblaciones de células específicas, después de la inyección. Para co-inyección de restos dextrano fluorescentes, específicamente de 10 kDa conjugados de dextrano, tiene un número de aplicaciones 16,17. En este caso, la evaluación de la intensidad de fluorescencia se puede realizar inmediatamente después del procedimiento para confirmar la microinyección éxito con fuga mínima. La intensidad se puede medir usando la fotografía captura de imagen apropiado y luego reexaminado en puntos de tiempo posteriores para medir el cambio en la intensidad fluorescente a fin de medir el aclaramiento renal 51. Además, la reabsorción del dextrano en el túbulo proximal proporciona un proxy para la funcionalidad de este segmento de la nefrona 16,17. En conjunto, hay muchas maneras de que la microinyección se puede utilizar para investigar AKI con el pez cebra, en particular ya que este modelo proporciona la oportunidad de hacer frente a la farmacocinética in vivo. Por lo tanto, una vez dominado, la microinyección de nefrotoxinasen el embrión de pez cebra ofrece un paradigma útil para los estudios renales.

AKI es una pérdida abrupta de la función renal que puede conducir a consecuencias devastadoras para la salud 1. AKI es un problema importante de la salud en todo el mundo debido a su alta incidencia de aproximadamente el 20% de los pacientes hospitalizados, con tasas aún mayores de 30-50% en los casos de cuidados críticos y los ancianos, y las tasas de mortalidad de 50-70% 1-3. Desafortunadamente, la prevalencia de la LRA ha ido en aumento y se prevé que agravar más durante la próxima década, debido en parte a la diversidad de factores que pueden inducir lesión renal aguda, que incluyen el estrés post-operatorio, la isquemia, y la exposición a nefrotoxinas tales como antibióticos y fármacos quimioterapéuticos 4. AKI implica daño celular súbita en el riñón, que se producen comúnmente en las nefronas, que son las unidades funcionales esenciales, y se componen de un filtro de sangre y un túbulo segmentado que drena la orina en los conductos colectores centrales 1. Cuando un número significativo de nefronas sondañado durante AKI, los efectos inmediatos incluyen una interrupción en el aclaramiento de residuos de la circulación, y el flujo de fluido reducida o abrogada través de nefronas debido a la obstrucción de las células muertas y moribundas 1. Con el tiempo, la obstrucción tubular puede conducir a la degeneración de las nefronas enteras, lo que reduce de forma permanente de la función renal 1. Alteraciones fisiológicas en el riñón siguientes AKI también implican complejos eventos inflamatorios que pueden conducir a la cicatrización crónica 1. A pesar de estos resultados, las nefronas tienen cierta capacidad para someterse a la regeneración después de la IRA que reconstituye el 5,6 epitelio tubular. Si bien ha habido una comprensión cada vez mayor de la regeneración molecular nefrona, los mecanismos sigue siendo difícil en muchos aspectos y fuese necesario prolongar la investigación 7. El grado en que los resultados de AKI en el daño renal permanente También se desconoce. La investigación actual sugiere el potencial regenerativo para el riñón es elmás alta después de los casos menos graves de AKI, mientras que los episodios más pronunciados o repetidas conducen a la enfermedad renal crónica (ERC) y culminar en la enfermedad renal en etapa terminal (ESRD) que requiere el trasplante o diálisis 8,9 para salvar vidas. Además, las personas que ya sufren de enfermedad renal crónica corren un riesgo aún mayor de contraer un episodio grave de lesión renal aguda 8,9. Tomados en conjunto, está claro que continuó la investigación básica y clínica es vital para entender, tratar y prevenir la IRA. La investigación con modelos animales ha sido fundamental en la apreciación de la progresión de las alteraciones locales y ambientales que se producen durante AKI 10. Para ampliar esta comprensión, así como desarrollar nuevas terapias, el modelo animal de pez cebra se ha empleado en una variedad de maneras 11,12. Las nefronas del riñón pez cebra, tanto en el embrión y de adultos, muestran un alto grado de conservación con mamíferos 13-16. Además, la lesión epitelial nefrona en zebrafish se asemeja al proceso en los vertebrados superiores, por lo que la destrucción local de células tubulares es seguida por la proliferación intratubular y el restablecimiento de la arquitectura de nefronas 17-19. En el embrión, sin embargo, grandes daños túbulo de las nefrotoxinas tales como cisplatino está asociada con letalidad 20,21. En comparación, el pez cebra adultos sobreviven AKI y exhiben capacidades regenerativas de fondo en el riñón. Por ejemplo, tras la exposición a la gentamicina antibiótico aminoglucósido, pez cebra regenerar daño epitelial túbulo y crecer nuevas unidades de nefrones, así 22-24. Si bien estos estudios AKI gentamicina inducida han proporcionado valiosa información, la comprensión de daño renal de diversas nefrotoxinas sigue siendo fundamental para apreciar los efectos y la respuesta a los diferentes tipos de daños 25. El embrión de pez cebra, debido a su tamaño, la transparencia y la trazabilidad genética, tiene muchos beneficios para los estudios nefrotoxina &lt;sup&gt; 25, donde se utiliza el método de microinyección 20,21 para administrar la molécula (s) para su investigación. Nefronas están formados por 24 h después de la fecundación (HPF) y empiezan a filtrar la sangre en aproximadamente un 48 HPF 26,27. Por lo tanto, la rápida formación y la función del riñón embrionario facilita el análisis experimental. Sin embargo, el proceso de microinyección tiene desafíos técnicos y no puede haber una curva de aprendizaje para el dominio de la técnica. En este artículo de vídeo, se describe cómo realizar microinyecciones y proporcionar sugerencias para solucionar problemas con el fin de mejorar la tasa de éxito de las inyecciones.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="801">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:355px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:229px;">American Bioanalytical</td>
			<td style="width:129px;">AB01915</td>
			<td style="width:88px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Potassium Chloride</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB01652</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Calcium Chloride</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB00366</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">N-Phenylthiourea (PTU)</td>
			<td>Aldrich Chemistry</td>
			<td>P7629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethyl 3-aminobenzoate (Tricaine)</td>
			<td>Fluka Analytical</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Borosilicate glass</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>BF100-50-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Flaming/Brown Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments Co.</td>
			<td>Mo. P097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">UltraPure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15510-027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Magnesium Sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Methylene Blue</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M9140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Falcon Diposable Petri Dishes, Sterile, Corning:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-085</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;(microinjection tray) 150mm x 15mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25373-187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Low Temperature Incubator</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>11 690 516DQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro Dissecting Tweezer</td>
			<td>Roboz Surgical Instruments Co.</td>
			<td>RS-5010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Micrometer</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>2280-24</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

nephrotoxin microinjection in zebrafish to model acute kidney injury

Los riñones son susceptibles al daño causado por la exposición a los productos químicos que se filtran desde el torrente sanguíneo. Esto puede conducir a una lesión de órganos asociada con una rápida disminución de la función y el desarrollo del síndrome clínico conocido como lesión renal aguda (IRA) renal. Los agentes farmacológicos utilizados para tratar las circunstancias médicas que van desde la infección bacteriana con el cáncer, cuando se administra individualmente o en combinación con otros fármacos, pueden iniciar AKI. El pez cebra son un modelo animal útil para estudiar los efectos químicos sobre la función renal in vivo, ya que forman un riñón embrionario compuesta de unidades funcionales de nefrones que se conservan con los vertebrados superiores, incluidos los humanos. Además, el pez cebra puede utilizarse para realizar cribados genéticos y químicos, que proporcionan oportunidades para dilucidar los aspectos celulares y moleculares de AKI y desarrollar estrategias terapéuticas tales como la identificación de moléculas nefroprotectores. Aquí, demostramos como la microinyección en elembrión de pez cebra puede ser utilizado como un paradigma para estudios nefrotoxina.

Una estación de microinyección configurar incluye un estereomicroscopio, micromanipulador y regulador de presión (Figura 1A). La transiluminación de la placa de inyección es preferible para ver las muestras durante este procedimiento (Figura 1B). Preparación de la aguja de inyección consiste en tirar el vidrio de borosilicato apropiado, seguido de la preparación del borde con el corte y finalmente de vuelta a cargar la aguja. De manera óptima, la punta de la aguja está biselada en vez de romos (Figura 1C), un corte que se hace inclinando fuertemente el borde del instrumento de corte, tal como las pinzas finas, durante el procedimiento de corte (Figura 1D). Este borde biselado es crítica y afectará en gran medida la capacidad de insertar suavemente la aguja en el pez cebra. En el día de la inyección, los embriones se colocaron utilizando robusto pero flexible embriónHerramientas de manipulación (Figura 1E). Para la inyección, los embriones fueron maniobrar, de manera que el torso descansaba a lo largo del lado de la bandeja de inyección para proporcionar apalancamiento para la etapa de inyección subsiguiente (Figura 1F). Mientras se inyecta, uno debe centrarse el plano de vista en el torso embrionario para visualizar el destino vascular para la inserción de la aguja y luego observar el material inyectado entrar en la circulación (Figura 1G). La transparencia del embrión de pez cebra facilita el procedimiento de microinyección, y puede mejorarse aún más mediante tratamiento químico PTU en 24 HPF para disminuir el desarrollo de la pigmentación durante un transcurso de tiempo experimental típico (Figura 2A). Aquí, las muestras de embriones se les permitió desarrollarse a través de la etapa 72 hpf, a continuación, eran o mock inyectado, microinyección con vehículo de solución salina, o microinyección con 2,5 mg / ml de gentamicina (Figura 2A).La observación en vivo subsiguiente se llevó a cabo en uno y dos días después de la inyección, el uso de la iluminación transiluminación con un microscopio estereoscópico (Figura 2B). En comparación con los embriones inyectados simulados o de solución salina, sólo los individuos gentamicina inyectada mostraron el desarrollo de edema (Figura 2B), en este caso edema pericárdico, lo que sugiere una abrogación de la funcionalidad normal del riñón consistentes con las observaciones previamente publicadas 11,20,21. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54241/54241fig1.jpg" /> Figura 1. aparatos y herramientas de microinyección. (A) Estación de inyección configurado con microscopio estereoscópico (izquierda), y el soporte de la aguja micromanipulador (centro) y el regulador de presión (derecha). (B) La transiluminación de la placa de inyección. (C) A la izquierda: aguja de sección Blunt. Derecha: corte biselado de la aguja. (D) Mfórceps ine utilizan para cortar puntas de las agujas. (E) herramientas de manipulación utilizados para insertar y colocar los especímenes en el molde de inyección. (F) Los embriones vistió en el molde microinyección. Barra de escala = 0,5 mm. (G) de posicionamiento de la aguja al lado del embrión para la inyección. Barra de escala = 0,15 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54241/54241fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54241/54241fig2.jpg" /> Figura 2. línea de tiempo y edema después de la inyección de ensayo experimental. (A) Ejemplo experimental nefrotoxina línea de tiempo en el pez cebra, aquí aplica a un estudio de gentamicina. Los embriones fueron dechorionated y tratados con solución PTU a 24 h después de la fecundación (HPF). Cada día, la solución PTU se decantó y se reemplazó con medio fresco como lo indica el smaller flechas verdes. A las 72 hpf, los embriones fueron anestesiados, se transfirió a un molde de inyección y después se trató como sigue: mock inyecta o se inyecta solución salina (control vehículo) o gentamicina. Después de la reactivación de los embriones en medio fresco, se observaron los embriones a 1 y 2 días después de la inyección (96 y 120 hpf, respectivamente) para el análisis y adquisición de imágenes. (B) Inicio: embrión de pez cebra no inyectada. Medio: embriones inyectados a las 72 HPF con solución salina. En pocas palabras: embrión inyectado con gentamicina 2,5 mg / ml. Barra de escala = 0,5 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54241/54241fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

Las lesiones renales efectuados desde nefrotóxicos, que incluyen medicamentos que van desde antibióticos a los agentes quimioterapéuticos, pueden dar lugar a trastornos complejos cuya patogénesis se conoce por completo. Este protocolo se muestra cómo el pez cebra se puede utilizar para el modelado de la enfermedad de estas condiciones, que se pueden aplicar a la identificación de medidas renoprotective.

Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

nephrotoxin-microinjection-in-zebrafish-to-model-acute-kidney-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.8K vistas.  University of Notre Dame.  Las lesiones renales efectuados desde nefrotóxicos, que incluyen medicamentos que van desde antibióticos a los agentes quimioterapéuticos, pueden dar lugar a trastornos complejos cuya patogénesis se conoce por completo. Este protocolo se muestra cómo el pez cebra se puede utilizar para el modelado de la enfermedad de estas condiciones, que se pueden aplicar a la identificación de medidas renoprotective. 

Video: Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

Transplantation of Whole Kidney Marrow in Adult Zebrafish

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an organism. The functional definition of a HSC is a transplanted cell that has the ability to reconstitute all the blood lineages of an irradiated recipient long term. This designation was established by decades of seminal work in mammalian systems. Using hematopoietic cell transplantation (HCT) and reverse genetic manipulations in the mouse, the underlying regulatory factors of HSC biology are beginning to be unveiled, but are still largely under-explored. Recently, the zebrafish has emerged as a powerful genetic model to study vertebrate hematopoiesis. Establishing HCT in zebrafish will allow scientists to utilize the large-scale genetic and chemical screening methodologies available in zebrafish to reveal novel mechanisms underlying HSC regulation. In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish. We show the dissection and preparation of zebrafish whole kidney marrow, the site of adult hematopoiesis in the zebrafish, and the introduction of these donor cells into the circulation of irradiated recipient fish via intracardiac injection. Additionally, we describe the post-transplant care of fish in an "ICU" to increase their long-term health. In general, gentle care of the fish before, during, and after the transplant is critical to increase the number of fish that will survive more than one month following the procedure, which is essential for assessment of long term (&lt;3 month) engraftment. The experimental data used to establish this protocol will be published elsewhere. The establishment of this protocol will allow for the merger of large-scale zebrafish genetics and transplant biology.

In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish.

El trasplante de médula del riñón entero en adultos de pez cebra

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an ...

Investigación

Biología

Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression studies. In zebrafish (Danio rerio), microinjection of RNA, DNA, proteins, antisense oligonucleotides and other small molecules into the developing embryo provides researchers a quick and robust assay for exploring gene function in vivo. In this video-article, we will demonstrate how to prepare and microinject in vitro synthesized EGFP mRNA and a translational-blocking morpholino oligo against pkd2, a gene associated with autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD), into 1-cell stage zebrafish embryos. We will then analyze the success of the mRNA and morpholino microinjections by verifying GFP expression and phenotype analysis. Broad applications of this technique include generating transgenic animals and germ-line chimeras, cell-fate mapping and gene screening. Herein we describe a protocol for overexpression of EGFP and knockdown of pkd2 by mRNA and morpholino oligonucleotide injection.

Microinjection is a well-established and effective method for introducing foreign substances into fertilized zebrafish embryos. Here, we demonstrate a robust microinjection technique for performing mRNA overexpression, and morpholino oligonucleotide gene knockdown studies in zebrafish.

Microinyección de ARNm y oligonucleótidos antisentido Morpholino en embriones de pez cebra.

An essential tool for investigating the role of a gene during development is the ability to perform gene knockdown, overexpression, and misexpression ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microinyección de embriones de pez cebra para analizar la función génica

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Intravenous Microinjections of Zebrafish Larvae to Study Acute Kidney Injury

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections on 2 dpf zebrafish. This technique represents an efficient and rapid method to deliver soluble substances into the bloodstream of zebrafish larvae, allowing for the injection of 15-20 fish per hour. In addition to AKI studies, this microinjection technique can also be used for other types of experimental studies such as angiography.  We provide a detailed protocol of the technique from equipment required to visual measures of decreased kidney function. In addition, we also demonstrate the process of fixation, whole mount immunohistochemistry with a kidney tubule marker, plastic embedding and sectioning of the larval zebrafish. We demonstrate that zebrafish larvae injected with gentamicin show morphological features consistent with AKI: edema, loss of cell polarity in proximal tubular epithelial cells, and morphological disruption of the tubule.

We describe a technique of microinjecting the aminoglycoside, gentamicin, into 2 days post-fetilization (dpf) zebrafish larvae to induce acute kidney injury (AKI). We also describe a method for whole mount immunohistochemistry, plastic embedding and sectioning of zebrafish larvae to visualize the AKI mediated damage.

Microinyecciones intravenosa de larvas de pez cebra para el Estudio de la lesión renal aguda

In this video article we describe a zebrafish model of AKI using gentamicin as the nephrotoxicant.  The technique consists of intravenous microinjections ...

Transplantation of Cells Directly into the Kidney of Adult Zebrafish

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic diseases1. However, most organs are not easily accessible, necessitating the need to develop surgical methods to gain access to these structures. In this video article, we describe a method for transplanting cells directly into the kidney of adult zebrafish, a popular model to study regeneration and disease2. Recipient fish are pre-conditioned by irradiation to suppress the immune rejection of the injected cells3. We demonstrate how the head kidney can be exposed by a lateral incision in the flank of the fish, followed by the injection of cells directly in to the organ. Using fluorescently labeled whole kidney marrow cells comprising a mixed population of renal and hematopoietic precursors, we show that nephron progenitors can engraft and differentiate into new renal tissue - the gold standard of any cell-based regenerative therapy. This technique can be adapted to deliver purified stem or progenitor cells and/or small molecules to the kidney as well as other internal organs and further enhances the zebrafish as a versatile model to study regenerative medicine.

Cell transplantation is an essential technique for studying tissue regeneration and for developing cell-based therapies of disease. We demonstrate here a microsurgical technique that permits the transplantation of genetically labeled cells directly into the kidney of adult zebrafish fish.

El trasplante de células directamente en el riñón de adultos de pez cebra

Regenerative medicine based on the transplantation of stem or progenitor cells into damaged tissues has the potential to treat a wide range of chronic ...

Activation of Apoptosis by Cytoplasmic Microinjection of Cytochrome c

Apoptosis, or programmed cell death, is a conserved and highly regulated pathway by which cells die1. Apoptosis can be triggered when cells encounter a wide range of cytotoxic stresses. These insults initiate signaling cascades that ultimately cause the release of cytochrome c from the mitochondrial intermembrane space to the cytoplasm2. The release of cytochrome c from mitochondria is a key event that triggers the rapid activation of caspases, the key cellular proteases which ultimately execute cell death3-4.
The pathway of apoptosis is regulated at points upstream and downstream of cytochrome c release from mitochondria5. In order to study the post-mitochondrial regulation of caspase activation, many investigators have turned to direct cytoplasmic microinjection of holocytochrome c (heme-attached) protein into cells6-9. Cytochrome c is normally localized to the mitochondria where attachment of a heme group is necessary to enable it to activate apoptosis10-11. Therefore, to directly activate caspases, it is necessary to inject the holocytochrome c protein instead of its cDNA, because while the expression of cytochrome c from cDNA constructs will result in mitochondrial targeting and heme attachment, it will be sequestered from cytosolic caspases. Thus, the direct cytosolic microinjection of purified heme-attached cytochrome c protein is a useful tool to mimic mitochondrial cytochrome c release and apoptosis without the use of toxic insults which cause cellular and mitochondrial damage.
In this article, we describe a method for the microinjection of cytochrome c protein into cells, using mouse embryonic fibroblasts (MEFs) and primary sympathetic neurons as examples. While this protocol focuses on the injection of cytochrome c for investigations of apoptosis, the techniques shown here can also be easily adapted for microinjection of other proteins of interest.

Activation of Apoptosis by Cytoplasmic Microinjection of Cytochrome c

In this protocol, we describe the direct cytoplasmic microinjection of cytochrome c protein into fibroblasts and primary sympathetic neurons. This technique allows for the introduction of cytochrome c protein into the cytoplasm of cells and mimics the release of cytochrome c from mitochondria, which occurs during apoptosis.

La activación de la apoptosis mediante microinyección citoplasmática del citocromo C</em

Apoptosis, or programmed cell death, is a conserved and highly regulated pathway by which cells die1.  Apoptosis can be triggered when cells encounter a ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

La disección del riñón adultos de pez cebra

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...

Laser-inflicted Injury of Zebrafish Embryonic Skeletal Muscle

Various experimental approaches have been used in mouse to induce muscle injury with the aim to study muscle regeneration, including myotoxin injections (bupivacaine, cardiotoxin or notexin), muscle transplantations (denervation-devascularization induced regeneration), intensive exercise, but also murine muscular dystrophy models such as the mdx mouse (for a review of these approaches see 1). In zebrafish, genetic approaches include mutants that exhibit muscular dystrophy phenotypes (such as runzel2 or sapje3) and antisense oligonucleotide morpholinos that block the expression of dystrophy-associated genes4. Besides, chemical approaches are also possible, e.g. with Galanthamine, a chemical compound inhibiting acetylcholinesterase, thereby resulting in hypercontraction, which eventually leads to muscular dystrophy5. However, genetic and pharmacological approaches generally affect all muscles within an individual, whereas the extent of physically inflicted injuries are more easily controlled spatially and temporally1. Localized physical injury allows the assessment of contralateral muscle as an internal control. Indeed, we recently used laser-mediated cell ablation to study skeletal muscle regeneration in the zebrafish embryo6, while another group recently reported the use of a two-photon laser (822 nm) to damage very locally the plasma membrane of individual embryonic zebrafish muscle cells7.
Here, we report a method for using the micropoint laser (Andor Technology) for skeletal muscle cell injury in the zebrafish embryo. The micropoint laser is a high energy laser which is suitable for targeted cell ablation at a wavelength of 435 nm. The laser is connected to a microscope (in our setup, an optical microscope from Zeiss) in such a way that the microscope can be used at the same time for focusing the laser light onto the sample and for visualizing the effects of the wounding (brightfield or fluorescence). The parameters for controlling laser pulses include wavelength, intensity, and number of pulses.
Due to its transparency and external embryonic development, the zebrafish embryo is highly amenable for both laser-induced injury and for studying the subsequent recovery. Between 1 and 2 days post-fertilization, somitic skeletal muscle cells progressively undergo maturation from anterior to posterior due to the progression of somitogenesis from the trunk to the tail8, 9. At these stages, embryos spontaneously twitch and initiate swimming. The zebrafish has recently been recognized as an important vertebrate model organism for the study of tissue regeneration, as many types of tissues (cardiac, neuronal, vascular etc.) can be regenerated after injury in the adult zebrafish10, 11.

The method presented here comprises the precise injury of live zebrafish embryos with high-energy laser pulses and the subsequent analysis of these injuries and their recovery with time. We also show how genetically labeled single or groups of skeletal muscle cells can be tracked during and after laser light induced damage.

Laser-infligido lesiones de músculo esquelético embrionario de pez cebra

Various experimental approaches have been used in mouse to induce muscle injury with the aim to study muscle regeneration, including myotoxin injections ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavage adultos de pez cebra

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Analysis of Nephron Composition and Function in the Adult Zebrafish Kidney

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys are composed of functional units known as nephrons, which are highly conserved with other vertebrates, including mammals. Research in zebrafish has recently demonstrated that two distinctive phenomena transpire after adult nephrons incur damage: first, there is robust regeneration within existing nephrons that replaces the destroyed tubule epithelial cells; second, entirely new nephrons are produced from renal progenitors in a process known as neonephrogenesis. In contrast, humans and other mammals seem to have only a limited ability for nephron epithelial regeneration. To date, the mechanisms responsible for these kidney regeneration phenomena remain poorly understood. Since adult zebrafish kidneys undergo both nephron epithelial regeneration and neonephrogenesis, they provide an outstanding experimental paradigm to study these events. Further, there is a wide range of genetic and pharmacological tools available in the zebrafish model that can be used to delineate the cellular and molecular mechanisms that regulate renal regeneration. One essential aspect of such research is the evaluation of nephron structure and function. This protocol describes a set of labeling techniques that can be used to gauge renal composition and test nephron functionality in the adult zebrafish kidney. Thus, these methods are widely applicable to the future phenotypic characterization of adult zebrafish kidney injury paradigms, which include but are not limited to, nephrotoxicant exposure regimes or genetic methods of targeted cell death such as the nitroreductase mediated cell ablation technique. Further, these methods could be used to study genetic perturbations in adult kidney formation and could also be applied to assess renal status during chronic disease modeling.

The zebrafish adult kidney is an excellent system for renal regeneration and disease studies. An essential aspect of such research is the assessment of nephron structure and function. This protocol describes several methodologies that can be implemented to assess nephron tubule composition and to evaluate renal reabsorption.

Análisis de Composición Nephron y función en el riñón adultos de pez cebra

The zebrafish model has emerged as a relevant system to study kidney development, regeneration and disease. Both the embryonic and adult zebrafish kidneys ...