Estamos muy agradecidos a Annika Engbers y Frank Kurth por su excelente apoyo técnico y el Dr. Markus Schäfer (nanoAnalytics GmbH) útil para los debates en relación con las mediciones de TEER. Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), SFB1009 proyecto A03 a HW y LK, CRC TR128, proyecta A08; Z1 y B01 en LK y HW, y el Centro Interdisciplinario de Investigación Clínica (Facultad de Medicina de Münster) el número de concesión KL2 / 2015/14 en LK.

Para todos los experimentos, los ratones fueron criados y mantenidos en condiciones libres de patógenos específicos en la instalación central de los animales en la Universidad de Münster, de acuerdo con las directrices alemanas para el cuidado de animales. Todos los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices del comité de ética de los animales experimentales y aprobados por las autoridades locales de Renania del Norte-Westfalia, Alemania (LANUV, AZ 84-02.05.20.12.217). 1. MBMEC Aislamiento y cultivo NOTA: Aislar MBMECs como se ha descrito anteriormente en detalle 14 con las siguientes modificaciones: <ol><li> Sacrificar 20 adultos ratones C57BL / 6 (6-8 semanas de edad) mediante inhalación de CO2 y confirmar su muerte mediante la determinación de un paro cardíaco y respiratorio. </li><li> Enjuague el ratón con un 70% de etanol y decapitar a ella con unas tijeras; quitar el cuero cabelludo con pinzas y tijeras. Hacer incisiones en el lado izquierdo y derecho del cráneo, a partir del foramen magnum. Levantar el cráneo de su lado caudal y take el cerebro con fórceps. </li><li> Bajo una campana de flujo laminar, el uso de fórceps estériles para colocar el cerebro en una placa de Petri y quitar el tallo cerebral, el cerebelo y tálamo, manteniendo sólo la corteza. NOTA: El uso de un microscopio no es necesaria para cualquiera de estos pasos. </li><li> Coloque la corteza en un pedazo de papel de Western Blot estéril y rodar suavemente con unas pinzas hasta las meninges ya no son visibles. </li><li> Después de la digestión mecánica y enzimática (siguiendo el protocolo 14), recoger las células endoteliales de la gradiente de densidad mediante el uso de una aguja estéril de largo y un émbolo 5 ml. Las células endoteliales aparecen como una capa turbia por encima del anillo rojo con eritrocitos. Transferencia de 20 a 25 ml de esta capa en un nuevo tubo de 50 ml de la centrifugación; llenar el tubo con DMEM. </li><li> Después de dos rondas de lavado 14, volver a suspender las células en 6 ml de medio MBMEC que contiene puromicina (4 mg / ml) y sembrarlos en seis pocillos recubiertos de una placa de 24 pocillos; dejarlos en un tejidoincubadora de cultivo a 37 ° C y 5% de CO 2 (referido como &#39;incubadora&#39; de aquí en adelante) durante tres días. NOTA: Para obtener información detallada de solución de revestimiento MBMEC, ver Tabla de Materiales. </li><li> Cambiar el medio mediante la adición de 1 ml a cada pocillo de medio fresco sin MBMEC puromicina; poner la placa posterior a 37 ° C y 5% de CO2 durante dos días más. </li></ol> 2. La recolección MBMECs <ol><li> En el quinto día después del aislamiento MBMEC, pre-capa insertos permeables con MBMEC solución de revestimiento: añaden 80 l de solución por cada inserto y se dejan a 37 ° C y 5% de CO 2 durante 3 horas. </li><li> pipetear con cuidado de la solución de revestimiento y dejar que el aire seco insertos durante 30 minutos. Añadir 2 ml de la temperatura ambiente (RT) PBS a cada pocillo de la placa, utilizando MBMECs para lavar el medio; repita este paso. Añadir 0,05% de tripsina-EDTA (300 l por pocillo) y se deja la placa en la incubadora durante 5 a 10 min. </li><li> Añadir 2 ml de medio MBMEC a cada pocillo para detenertripsinización. Transferencia de las células recogidas a un tubo de 15 ml centrifugación y centrifugar a 700 xg ellos durante 8 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y resuspender las células en 1 ml de medio MBMEC sin puromicina. </li><li> Contar las células; mezclar 10 l de suspensión de células con 90 l de 0,04% de azul de tripano (10X de dilución de las células). Pipeta de 10 l de esta mezcla entre la cubierta de vidrio y la cámara de recuento de células (hemocitómetro). Contar las células Trypan Blue-libres en los cuatro cuadrantes de la cámara (N) y determinar el número medio de células contadas (N &#39;) de la siguiente manera: N&#39; = N / 4. </li><li> Calcular la concentración de células (en 10 6 células / ml) usando la siguiente fórmula: C = N &#39;x 10 4 x 10, donde 10 4 está dado por las dimensiones del hemocitómetro y 10 es el factor de dilución de la etapa 2.4. </li><li> Seed 2 x 10 4 células en un volumen de 260 l por inserción. Añadir 810 l de medio MBMEC al compartimiento inferior de cada pocillo. Coloque la placa con inserciones en la incubadora hasta que esté listo para proceder con la sección 4. NOTA: Los volúmenes para el compartimiento superior e inferior son de inserción-específica y no funcionan para todos los formatos de 24 pocillos. </li></ol> 3. T CD4 + aislamiento de células y Estimulación <ol><li> Aislamiento de células T CD4 + <ol><li> Sacrificar a un ratón adulto (6-8 semanas de edad) mediante inhalación de CO2 y confirme su muerte mediante la determinación de un paro cardíaco y respiratorio. </li><li> Coloca el ratón sobre su espalda en una tabla de disección limpia y enjuague con etanol al 70%; utilizar tijeras y pinzas estériles para abrir el peritoneo y quitar el bazo y los ganglios inguinales (, axilar, braquial y cervicales); finalmente, transferir el tejido en un tubo de 15 ml de la centrifugación que contiene 5 ml de PBS en hielo. </li><li> Bajo la campana de flujo laminar, transferir el tejido por decantación PBS con el tejido en un tubo de centrifugación de 50 ml con un filtro de 70 micras de células en la parte superior; homogenizarel tejido presionando con un émbolo de 1 ml a través del filtro. </li><li> Añadir 30 ml de tampón de FACS y se centrifuga que a 500 xg durante 5 min a 4 ° C. Desechar el sobrenadante y resuspender las células en 10 ml de tampón de FACS. Se filtra la suspensión a través de un filtro de células de 40 m, añadir otros 20 ml de tampón FACS para el tubo. </li><li> Centrifugar que a 500 xg durante 5 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante y resuspender las células en 500 l de tampón de FACS. </li><li> Añadir 20 l de microperlas magnéticas ratón CD4, mezclar bien e incubar durante 15 minutos a 4 ° C. Añadir 25 ml de tampón de FACS y se centrifuga que a 500 xg durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Mientras tanto, colocar una columna de separación de LS en el imán y enjuagarlo con 3 ml de tampón FACS. Eliminar el sobrenadante y resuspender las células en 3 ml de tampón de FACS. </li><li> Añadir células a la columna. Lavar la columna con 3 ml de tampón FACS tres veces. Retirar la columna del imán y colocarlo en un nuevo 15 ml centrifugation tubo. Añadir 5 ml de tampón FACS, eliminar las células marcadas con el émbolo de la columna y centrifugar a 500 xg durante 5 min 4 ° C. </li><li> Eliminar el sobrenadante y resuspender las células en 3 ml de medio de células T. Contar las células como se describe en 2.4 y semilla de 1 x 10 5 células en 100 l de medio por pocillo. </li></ol></li><li> Estimulación de células T CD4 + <ol><li> La estimulación de células T policlonales CD4 + <ol><li> Pre-recubrir una placa de 96 pocillos de fondo redondo con purificada anticuerpo anti-CD3 de ratón (clon 145-2C11) en PBS, a una concentración final deseada. Por ejemplo, para pre-capa de la placa llena con α-CD3 a 1 g / ml, mezclar 10 l de anticuerpo (concentración stock = 0,5 mg / ml) con 5 ml de PBS, vórtice y añadir 50 l de la mezcla de cada pocillo con una pipeta multicanal. </li><li> Deja la placa en la incubadora durante 3 horas. Después de aislar las células T, se lava la placa pre-recubierto dos veces con PBS. Añadir anticuerpo anti-CD28 purificado (clon37,51) a células aisladas T a una concentración final deseada (por ejemplo, en 1 mg / ml); mezclar bien. Sembrar las células T y los dejan en la incubadora durante dos o tres días. </li></ol></li><li> La estimulación de las células T CD4 + específicas de antígeno con las células dendríticas (DC) NOTA: Si se utilizan los DC como células presentadoras de antígeno (APC), siga el Protocolo para el aislamiento de células T, con las siguientes excepciones: <ol><li> Antes de la homogeneización del bazo, inyectar con 1 ml de colagenasa tipo IA en PBS a 0,5 mg / ml y la transfiere a un tubo de centrifugación de 15 ml. </li><li> Incubar en baño de agua a 37 ° C durante 15 minutos. Después de lavar con PBS, resuspender el precipitado en tampón FACS y se añaden 20 l de microperlas magnéticas CD11c ratón, en lugar de las microperlas de CD4. </li><li> Utilice una columna de separación de la EM y los volúmenes apropiados: lavar la columna con 1 ml de tampón de FACS; Resuspender las células en 1 ml de tampón de FACS y se lava la columna con 1 ml de tampón FACS tres veces. </li><li> Anunciod antígeno de elección a los DC (por ejemplo, glicoproteína de mielina de oligodendrocitos (MOG) aa 35 a 55 a 20 g / ml), mezclar bien y semillas 5 x 10 4 células en 100 l de medio de cultivo de células T por 96-round-bottom bien. </li><li> Añadir 1 x 10 5 T células en 100 l de medio de cultivo de células T por 96-de fondo redondo de pocillos al final, como se describe en el Protocolo para el aislamiento de células T. </li></ol></li><li> La estimulación de células T CD4 + específicas de antígeno con las células B NOTA: Si se utilizan las células B como APC, seguir el Protocolo para el aislamiento de células T, con las siguientes excepciones: <ol><li> Utilice el bazo de los ratones transgénicos cuyas células B son antígeno-específica (por ejemplo, ratones, CIB MOG (Th), cuyas células B reconocen específicamente MOG 35-55). </li><li> Utilizar las células T específicas de antígeno (por ejemplo, a partir de TCR MOG (2D2) ratones). Añadir 20 l de microperlas magnéticas CD19 de ratón en lugar de microesferas de CD4. </li><li> Añadir el antígeno de elección para el cel Bls (por ejemplo, MOG 35-55 a 20 mg / ml), se mezclan bien y la semilla 5 x 10 4 células en 100 l de medio de cultivo de células B por 96-de fondo redondo de pocillos. </li><li> Añadir 1 x 10 5 células T en 100 l de medio de cultivo de células T por 96 de fondo redondo, bueno, tal como se describe en el Protocolo para el aislamiento de células T. </li></ol></li></ol></li></ol> 4. Configuración y realización de Medición TEER <ol><li> Coloque el módulo de 24 pocillos del instrumento TEER bajo la campana de flujo laminar. Retire las tapas y colocar insertos con MBMECs en el instrumento utilizando fórceps. </li><li> Pipetear 810 l de medio fresco para el compartimiento inferior de los pozos del módulo: añadir con cuidado entre la inserción y la pared del módulo también. </li><li> Cierre las tapas y colocar el instrumento en la incubadora. Conectar el instrumento a su equipo; encienda el controlador del instrumento y abrir el software. </li><li> Seleccione &#39;nueva medición &quot;en la ventana emergente. Check &#39;mostrar TEER &quot;y cajas&quot; mostrar Ccl&#39;; a continuación, pulse &#39;start&#39;. Después de completar la primera medición, seleccione &#39;comprobar todos los pozos &quot;en la pestaña&quot; resultados &quot;para ver todos los valores de TEER y CCL. </li><li> Guarde el archivo: Archivo&gt; Guardar como&gt; &#39;el nombre de su archivo&#39;. NOTA: Como TEER y CCL se miden continuamente de forma automatizada, monitorear sus valores durante un período de tres a cinco días. Cambiar el medio no es necesario, a menos que la viabilidad celular no es óptima, como se visualiza por una falta de aumento de la TEER. </li><li> Elija el punto de tiempo para co-cultivo con células T MBMECs cuando Ccl es estable y menor que 1 mF / cm 2 y TEER ha alcanzado su nivel máximo. </li><li> Inspeccione cuidadosamente los valores absolutos de TEER y CCL y excluir a los pocillos en los que no se han desarrollado MBMECs confluentes suficientes monocapas desactivando dichos pozos. </li><li> Grupo el resto de los pozos: haga clic derecho en un pozo y seleccione &#39;poner así al nuevo pozo promedio &quot;. Name en la ventana emergente; hacer lo mismo para todos los pozos individuales a agruparse. </li><li> Compruebe todos los pozos promedio confirmar que todos ellos tienen las mismas condiciones iniciales antes de la co-cultivo. Si algunos tienen significativamente diferentes valores absolutos de TEER o TEER pistas, o los errores estándar son demasiado grandes, rehacer la agrupación. NOTA: La agrupación óptima de pozos proporciona una mínima variación en los valores de TEER, tanto dentro como entre los grupos experimentales. </li><li> En la pestaña &quot;experimento&quot;, presione &quot;pausa&quot;, desconecte el instrumento y lo saca de la incubadora. Retire las tapas bajo la campana de flujo laminar. </li><li> Preparar pre-activado y / o células T ingenuas, con o sin citoquinas, anticuerpos específicos u otras sustancias, según se desee: Por ejemplo: Mezcla purificada de rata NA / LE anticuerpo anti-ratón de IFN-γ (XGM1.2 clon) con preparados T células, en 20 mg / ml por pocillo de la TEER instrumento. NOTA: Si se utilizan sustancias como el inhibidor de la granzima B, que son unadded para el cultivo de células T al comienzo de la estimulación de células T: por ejemplo, granzima B Inhibitor II (Calbiochem) se mezcla con las células T aisladas a una concentración final de 10 mM en DMSO. Ver Materiales y Equipos para más detalles. </li><li> Eliminar parte del medio de la inserción (el compartimiento del pozo superior): por ejemplo, cuidado de la pipeta 150 l (quitar todo el medio debe evitarse, como puede perturbar la monocapa MBMEC). </li><li> Añadir las células T para MBMECs pipeteando cuidadosamente 150 ml de medio que contenía 2 x 10 5 células / inserto. NOTA: En la cosecha de células T pre-activadas, contar sólo la voladura, células de azul de tripano-libres. </li><li> Cierre las tapas y colocar el instrumento de vuelta a la incubadora. Vuelva a conectar el instrumento y pulse &#39;reanudar mediciones&#39;. Después de 24 horas, pulse &quot;stop&quot; en la pestaña &quot;experimento&quot; y guardar el archivo (Archivo&gt; Guardar). </li></ol> 5. Exportación de datos y análisis estadístico <ol><li>Exportar los resultados seleccionando Archivo&gt; Exportar. </li><li> En la pestaña &quot;Configuración&quot; de la ventana emergente, seleccione &quot;.dot&quot; en la opción &quot;separador decimal&quot; y &quot;tabulador&quot; en la opción &quot;delimitador de campo&quot;. </li><li> En la pestaña &quot;resultados de exportación&quot;, nombre del archivo, comprobar todos los pozos destinados a la exportación, y comprobar el &quot;TEER&quot; y cajas &quot;Ccl&quot; en la opción &quot;elegir de datos&quot;. </li><li> Pulse &quot;exportar datos&quot;, abra el archivo exportado, y copiar los datos a una hoja de cálculo. </li><li> Normalizar los datos exportados (ordenados por cada réplica, con valores de TEER y CCL dadas para cada ejecución (medición)): los valores Conjunto de TEER y CCL del último punto de tiempo antes de que el co-cultivo de 100% y modificar en consecuencia los valores de todos los demás carreras, con relación a la carrera &#39;100%&#39;. </li><li> Copiar los datos normalizados a un software de elección para generar un gráfico, utilizando pozos individuales y mostrar el error estándar de la media para cada grupo de tratamiento. </li><li> PAGealice de dos vías prueba estadística ANOVA con la corrección de Bonferroni para comparaciones múltiples, usando el software estadístico de elección. </li></ol>

I. Kuzmanov, A. M. Herrmann, S.G. Meuth, H. Wiendl and L. Klotz have nothing to disclose. H.-J. Galla is a scientific advisor of nanoAnalytics GmbH, the manufacturer of the automated cell monitor.

Varios pasos del protocolo descrito son esenciales para un experimento exitoso. Durante el aislamiento MBMEC inicial y la cultura, es crucial que el trabajo se realiza en condiciones estériles tanto como sea posible, para evitar la contaminación del cultivo celular con esporas de hongos o bacterias. Con el fin de obtener un cultivo puro de ECs, se recomienda el uso de un medio que contiene puromicina durante los tres primeros días, lo que permite la supervivencia de ECs, pero no otros tipos de células (especialmente...

La barrera sangre-cerebro separa la circulación sistémica desde el sistema nervioso central (CNS) 1-3. Proporciona una barrera física que impide la libre circulación de las células y la difusión de las moléculas solubles en agua y protege al cerebro de los agentes patógenos y sustancias potencialmente dañinas. Además de su función de barrera, la acreditación permite la entrega de oxígeno y nutrientes a la parénquima cerebral, lo que garantiza el correcto funcionamiento del tejido neuronal. Propiedades funcionales de la BHE son altamente reguladas por sus componentes celulares y acelulares, con muy especializado EC siendo su principal elemento estructural. ECs de la BBB se caracterizan por la presencia de uniones estrechas (TJ) complejos, la falta de fenestraciones, extremadamente baja actividad de pinocitosis, y los mecanismos de transporte permanentemente activos. Otros componentes de la acreditación de la membrana basal CE, pericitos incrustar el endotelio, pies terminales astrocíticos y = par asociadoenchymal membrana basal también contribuir al desarrollo, el mantenimiento y la función de la BBB 2,4 - 6 y, junto con las neuronas y la microglia, forman la unidad neurovascular (NVU), que permite buen funcionamiento del CNS 7-9. En una variedad de enfermedades neurológicas, tales como enfermedades neurodegenerativas, inflamatorias o infecciosas, la función de la BBB se ve comprometida 2,5,10. La desregulación de TJ complejos y mecanismos de transporte molecular conduce a una mayor permeabilidad de la BHE, la extravasación de leucocitos, la inflamación y el daño neuronal. Con el fin de estudiar BBB propiedades bajo tales condiciones fisiopatológicas, varios modelos de BBB in vitro han establecido 9,11,12. Juntos han proporcionado información valiosa sobre los cambios de la integridad de la barrera, permeabilidad, así como mecanismos de transporte. Estos modelos emplean células endoteliales de los humanos, de ratón, rata, porcino o b13 de origen ovino - 18; células endoteliales primarias o líneas de células son cultivadas, ya sea como un monocultivo o junto con los pericitos y / o los astrocitos en el fin de imitar más de cerca la BBB in vivo 19-25. En los últimos años, la medición de la resistencia eléctrica transendotelial (TEER) se ha convertido en una herramienta ampliamente aceptada para evaluar las propiedades de barrera endotelial 26,27. TEER refleja la impedancia al flujo de iones a través de la monocapa celular y su disminución proporciona una medida sensible de la integridad de la barrera endotelial en peligro y, por consiguiente aumento de la permeabilidad. Varios sistemas de medida de TEER se han desarrollado, incluyendo epitelial Voltohmmeter (Evom), eléctrica de la célula-sustrato Impedance Sensing (IEM), y el análisis de células en tiempo real 15,28 - 30. TEER refleja la resistencia al flujo de iones entre ECs adyacentes (ruta paracelular) y es directamente proporcional a laintegridad de la barrera. En espectroscopía de impedancia 27,31, se mide la impedancia total del complejo (Z), que proporciona información adicional acerca de la integridad de la barrera midiendo CCL. Ccl se refiere a la corriente capacitiva a través de la membrana celular (ruta transcelular): la capa de células actúa como un condensador en el circuito eléctrico equivalente, la separación de las cargas en ambos lados de la membrana y es inversamente proporcional a la integridad de la barrera. Cuando se cultiva en insertos permeables, EC se adhieren, proliferan y se extiende sobre la membrana microporosa. Esto se opone a la corriente capacitiva de fondo del inserto (que a su vez actúa como un condensador) y conduce a una disminución de la capacitancia hasta que alcanza su nivel mínimo. Esto es seguido por el establecimiento de TJ complejos que sellar el espacio entre ECs adyacentes. Esto restringe el flujo de iones a través de la ruta paracelular, y TEER aumenta hasta que alcanza su meseta. Bajo condiciones inflamatorias, sin embargo, el endothelial barrera se ve comprometida: TEER disminuye como complejos de conseguir interrumpido TJ y Ccl aumenta a medida que el componente capacitivo de la pieza de inserción se eleva de nuevo. Nuestra medición TEER utiliza el sistema automatizado de monitoreo de células 32: se sigue el principio de la espectroscopia de impedancia y se extiende sus aplicaciones anteriores. Aquí, se describe un modelo in vitro en la acreditación que permite el estudio de las propiedades de barrera, incluyendo la interacción de endotelio cerebral con células inmunes; en las células T activadas específicas. Tales condiciones fisiopatológicas se observan en las enfermedades autoinmunes del sistema nervioso central, tales como la esclerosis múltiple y su modelo animal experimental la encefalomielitis autoinmune 33-37. Aquí, un paso crucial es la transmigración de las células T encefalitogénicas, específicas para la mielina a través de la barrera hematoencefálica. Esto es seguido por su reactivación en el espacio perivascular y entrada en el parénquima cerebral, donde se reclutan otras células inmunes y mela inflamación y la posterior desmielinización inme- 1,35,38. Sin embargo, los mecanismos moleculares de la interacción entre tales células T y las células endoteliales, los principales constituyentes de la BBB, no están bien comprendidos. Nuestro protocolo pretende llenar este vacío y dar nuevos conocimientos sobre las consecuencias sobre las células endoteliales (es decir, integridad de la barrera y permeabilidad) tras su contacto directo y compleja interacción con células T activadas. El protocolo descrito aquí hace uso de células endoteliales microvasculares de cerebro de ratón primario, cultivadas como una monocapa en insertos permeables con membranas microporosas. Las células endoteliales son co-cultivadas con células T CD4 +, que se pueden pre-activadas policlonal o de una manera específica de antígeno. Co-cultivo de MBMECs con células T pre-activadas, pero no ingenua induce una disminución de la TEER y un aumento en Ccl, que proporciona una medida cuantitativa de la disfunción y la perturbación de la barrera MBMEC. La técnicaes no invasiva: utiliza una función de lugar de electrodos palillos, que impiden importante perturbación de la monocapa CE; que puede ser utilizado para controlar la función de barrera sin el uso de marcadores de células. Se realiza mediciones continuas de forma automatizada y permite una evaluación independiente de los dos parámetros de barrera (TEER y CCL) de forma simultánea en el tiempo. El método también es lo suficientemente sensible para distinguir entre diferentes niveles de activación de las células T y los efectos de tales células T en ECs. Se puede utilizar en una amplia gama de ensayos funcionales: diferentes citocinas y / o quimiocinas implicadas en los procesos inflamatorios se pueden añadir a la co-cultivo de MBMECs y las células T; bloquea anticuerpos contra moléculas de adhesión celular ya sea en el lado de la CE o de células T se pueden utilizar; e inhibidores de los marcadores de activación de células T o de sus propiedades citolíticas se pueden añadir durante el cebado de células T o de su co-cultivo con ECs. El ensayo también es útil para la transmigración de las células Tensayos, ya que puede servir como un control de calidad de la integridad de la monocapa MBMEC antes de la adición de las células T. Todo esto hace que este método una herramienta versátil y fiable para estudiar la acreditación in vitro, con un enfoque en el efecto de las células T activadas en la integridad de la monocapa CE. Esto es de particular importancia para la comprensión de los mecanismos de la disrupción de la BHE en la patogénesis de las enfermedades autoinmunes, como la esclerosis múltiple y su modelo animal de EAE, donde las células autorreactivas, encefalitogénicas T cruzan la barrera hematoencefálica y causan inflamación y daño neuronal.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>cellZscope</td>
			<td>nanoAnalytics GmbH</td>
			<td>www.nanoanalytics.com</td>
			<td>including: 24-well Cell Module, Controller, PC with cellZscope software v2.2.2&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultracentrifuge</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>www.thermoscientific.com</td>
			<td>SORVALL RC 6+; rotor F21S-8x50y; for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flow cytometer</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>www.beckmancoulter.com</td>
			<td>for analysis of T cell transmigration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlowJo7.6.5 software</td>
			<td>Tree Star</td>
			<td>www.flowjo.com</td>
			<td>for analysis of T cell transmigration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oak Ridge centrifuge tubes, PC</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>3118-0050</td>
			<td>50 ml; for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transwell membrane inserts - pore size 0.4 &#181;m</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3470</td>
			<td>for TEER measurement as the main readout</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transwell membrane inserts - pore size 3 &#181;m</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3472</td>
			<td>for TEER measurement as the quality control prior to T-cell transmigration assay</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24-well cell culture plate</td>
			<td>Greiner</td>
			<td>650 180</td>
			<td>flat-bottom; for MBMEC culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well cell culture plate</td>
			<td>Costar</td>
			<td>3526</td>
			<td>round-bottom; for immune cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>QuadroMACS Separator</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-090-976</td>
			<td>for T cell and B cell isolation; supports MACS LS columns</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OctoMACS Separator</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-109</td>
			<td>for dendritic cell isolation; supports MACS MS columns</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neubauer counting chamber</td>
			<td>Marienfeld</td>
			<td>MF-0640010</td>
			<td>for cell counting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer, 70 &#181;m</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352350</td>
			<td>for immune cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell strainer, 40 &#181;m</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352340</td>
			<td>for immune cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS MultiStand</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-303</td>
			<td>for immune cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS LS separation columns</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-401</td>
			<td>for T cell and B cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MACS MS separation columns</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-042-201</td>
			<td>for dendritic cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse CD4 MicroBeads</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-049-201</td>
			<td>for CD4+ T cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse CD19 MicroBeads</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-052-201</td>
			<td>for B cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse CD11c MicroBeads</td>
			<td>Miltenyi Biotec</td>
			<td>130-052-001</td>
			<td>for dendritic cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen type IV from human placenta</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C5533</td>
			<td>for MBMEC coating solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin from bovine plasma</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F1141-5MG</td>
			<td>for MBMEC coating solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase 2 (CSL2)</td>
			<td>Worthington</td>
			<td>LS004176</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase/Dispase (C/D)</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11097113001</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNase I</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>DN25</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7524</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td>Amresco</td>
			<td>0332-100G</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Percoll</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P1644-1L</td>
			<td>for MBMEC isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM (+ GlutaMAX)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31966-021</td>
			<td>for MBMEC isolation and MBMEC culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4333</td>
			<td>for MBMEC isolation and MBMEC culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate-Buffered Saline (PBS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8537</td>
			<td>for MBMEC and immune cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H3393</td>
			<td>for MBMEC culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Basic Fibroblast Growth Factor (bFGF)</td>
			<td>PeproTech</td>
			<td>100-18B</td>
			<td>for MBMEC culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puromycin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P8833</td>
			<td>for MBMEC culture medium; only for the first three days</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.05% Trypsin-EDTA</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>25300-054</td>
			<td>for harvesting MBMECs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagenase Type IA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C9891</td>
			<td>for dendritic cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan Blue solution, 0.4%</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15250061</td>
			<td>for cell counting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E5134</td>
			<td>for immune cell isolation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMDM + 1% L-Glutamin</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>21980-032</td>
			<td>for T cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-VIVO 15</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>BE04-418Q</td>
			<td>protect from light; for B cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-mercaptoethanol</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31350-010</td>
			<td>for B cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutamine (100x Glutamax)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>35050-061</td>
			<td>for B cell culture medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mouse MOG35&#8212;55 peptide</td>
			<td>Biotrend</td>
			<td>BP0328</td>
			<td>for antigen-specific T cell activation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>purified anti-mouse CD3 Ab</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>100302</td>
			<td>clone 145-2C11; for polyclonal T cell activation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>purified NA/LE anti-mouse CD28 Ab</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>553294</td>
			<td>clone 37.51; for polyclonal T cell activation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Murine IFN-&#947;</td>
			<td>PeproTech</td>
			<td>315-05</td>
			<td>for T-cell transmigration assays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant Murine TNF-&#945;</td>
			<td>PeproTech</td>
			<td>315-01A</td>
			<td>for T-cell transmigration assays</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NA/LE purified anti-mouse IFN-&#947; antibody</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>554408</td>
			<td>clone XMG1.2; recommended final concentration: 20 &#181;g/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Granzyme B Inhibitor II</td>
			<td>Calbiochem</td>
			<td>368055</td>
			<td>recommended final concentration: 10 &#181;M</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE anti-mouse CD4 antibody</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>116005</td>
			<td>clone RM4-4; for analysis of T cell transmigration</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an in vitro model of the blood-brain barrier using impedance spectroscopy: a focus on t cell-endothelial cell interaction

Breakdown of the blood-brain barrier (BBB) is a critical step in the development of autoimmune diseases such as multiple sclerosis (MS) and its animal model experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This process is characterized by the transmigration of activated T cells across brain endothelial cells (ECs), the main constituents of the BBB. However, the consequences on brain EC function upon interaction with such T cells are largely unknown. Here we describe an assay that allows for the evaluation of primary mouse brain microvascular EC (MBMEC) function and barrier integrity during the interaction with T cells over time. The assay makes use of impedance cell spectroscopy, a powerful tool for studying EC monolayer integrity and permeability, by measuring changes in transendothelial electrical resistance (TEER) and cell layer capacitance (Ccl). In direct contact with ECs, stimulated but not na&#239;ve T cells are capable of inducing EC monolayer dysfunction, as visualized by a decrease in TEER and an increase in Ccl. The assay records changes in EC monolayer integrity in a continuous and automated fashion. It is sensitive enough to distinguish between different strengths of stimuli and levels of T cell activation and it enables the investigation of the consequences of a targeted modulation of T cell-EC interaction using a wide range of substances such as antibodies, pharmacological reagents and cytokines. The technique can also be used as a quality control for EC integrity in in vitro T-cell transmigration assays. These applications make it a versatile tool for studying BBB properties under physiological and pathophysiological conditions.

La Figura 1 proporciona una visión general del modelo in vitro acreditación utilizado para estudiar la interacción entre las células T y las células endoteliales. El experimento consiste en tres pasos principales. El primer paso es el aislamiento de MBMECs primarios a partir de cortezas cerebrales y su cultura durante cinco días. Cuando alcanzan la confluencia en la placa de cultivo celular, MBMECs se tratan con tripsina y se sembraron de nuevo en insertos...

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An In Vitro Model of the Blood-brain Barrier Using Impedance Spectroscopy: A Focus on T Cell-endothelial Cell Interaction

Here, we describe an in vitro murine model of the blood-brain barrier that makes use of impedance cell spectroscopy, with a focus on the consequences on endothelial cell integrity and permeability upon interaction with activated T cells.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo de la barrera sangre-cerebro mediante Espectroscopia de Impedancia: Un enfoque en la interacción de células T de la célula endotelial

Breakdown of the blood-brain barrier (BBB) is a critical step in the development of autoimmune diseases such as multiple sclerosis (MS) and its animal ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

An In Vitro Model of the Blood-brain Barrier Using Impedance Spectroscopy: A Focus on T Cell-endothelial Cell Interaction

11.2K vistas.  University Hospital Münster. Here, we describe an in vitro murine model of the blood-brain barrier that makes use of impedance cell spectroscopy, with a focus on the consequences on endothelial cell integrity and permeability upon interaction with activated T cells.

Video: An In Vitro Model of the Blood-brain Barrier Using Impedance Spectroscopy: A Focus on T Cell-endothelial Cell Interaction

Retroviral Transduction of T-cell Receptors in Mouse T-cells

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen presenting cells (APCs)1. This recognition leads to the activation of T-cells and a series of functional outcomes (e.g. cytokine production, killing of the target cells). Understanding the functional role of TCRs is critical to harness the power of the immune system to treat a variety of immunology related diseases (e.g. cancer or autoimmunity).
It is convenient to study TCRs in mouse models, which can be accomplished in several ways. Making TCR transgenic mouse models is costly and time-consuming and currently there are only a limited number of them available2-4. Alternatively, mice with antigen-specific T-cells can be generated by bone marrow chimera. This method also takes several weeks and requires expertise5. Retroviral transduction of TCRs into in vitro activated mouse T-cells is a quick and relatively easy method to obtain T-cells of desired peptide-MHC specificity. Antigen-specific T-cells can be generated in one week and used in any downstream applications. Studying transduced T-cells also has direct application to human immunotherapy, as adoptive transfer of human T-cells transduced with antigen-specific TCRs is an emerging strategy for cancer treatment6.
Here we present a protocol to retrovirally transduce TCRs into in vitro activated mouse T-cells. Both human and mouse TCR genes can be used. Retroviruses carrying specific TCR genes are generated and used to infect mouse T-cells activated with anti-CD3 and anti-CD28 antibodies. After in vitro expansion, transduced T-cells are analyzed by flow cytometry.

We present a protocol to produce antigen-specific mouse T-cells using retroviral transduction

Transducción retroviral de receptores de células T en ratones las células T

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen ...

Investigación

Inmunología e Infección

In vitro Biofilm Formation in an 8-well Chamber Slide

The chronic nature of many diseases is attributed to the formation of bacterial biofilms which are recalcitrant to traditional antibiotic therapy. Biofilms are community-associated bacteria attached to a surface and encased in a matrix. The role of the extracellular matrix is multifaceted, including facilitating nutrient acquisition, and offers significant protection against environmental stresses (e.g. host immune responses). In an effort to acquire a better understanding as to how the bacteria within a biofilm respond to environmental stresses we have used a protocol wherein we visualize bacterial biofilms which have formed in an 8-well chamber slide. The biofilms were stained with the BacLight Live/Dead stain and examined using a confocal microscope to characterize the relative biofilm size, and structure under varying incubation conditions. Z-stack images were collected via confocal microscopy and analyzed by COMSTAT. This protocol can be used to help elucidate the mechanism and kinetics by which biofilms form, as well as identify components that are important to biofilm structure and stability.

In vitro Biofilm Formation in an 8-well Chamber Slide

This article describes the procedure for the formation and visualization of a bacterial biofilm grown within an 8-well chamber slide

En la formación de biofilm in vitro en una diapositiva Cámara de 8 pocillos

The chronic nature of many diseases is attributed to the formation of bacterial biofilms which are recalcitrant to traditional antibiotic therapy. ...

Induction of Graft-versus-host Disease and In Vivo T Cell Monitoring Using an MHC-matched Murine Model

Graft-versus-host disease (GVHD) is the limiting barrier to the broad use of bone marrow transplant as a curative therapy for a variety of hematological deficiencies. GVHD is caused by mature alloreactive T cells present in the bone marrow graft that are infused into the recipient and cause damage to host organs. However, in mice, T cells must be added to the bone marrow inoculum to cause GVHD. Although extensive work has been done to characterize T cell responses post transplant, bioluminescent imaging technology is a non-invasive method to monitor T cell trafficking patterns in vivo. 
Following lethal irradiation, recipient mice are transplanted with bone marrow cells and splenocytes from donor mice. T cell subsets from L2G85.B6 (transgenic mice that constitutively express luciferase) are included in the transplant. By only transplanting certain T cell subsets, one is able to track specific T cell subsets in vivo, and based on their location, develop hypotheses regarding the role of specific T cell subsets in promoting GVHD at various time points. At predetermined intervals post transplant, recipient mice are imaged using a Xenogen IVIS CCD camera. Light intensity can be quantified using Living Image software to generate a pseudo-color image based on photon intensity (red = high intensity, violet = low intensity). 
Between 4-7 days post transplant, recipient mice begin to show clinical signs of GVHD. Cooke et al.1 developed a scoring system to quantitate disease progression based on the recipient mice fur texture, skin integrity, activity, weight loss, and posture. Mice are scored daily, and euthanized when they become moribund. Recipient mice generally become moribund 20-30 days post transplant. 
Murine models are valuable tools for studying the immunology of GVHD. Selectively transplanting particular T cell subsets allows for careful identification of the roles each subset plays. Non-invasively tracking T cell responses in vivo adds another layer of value to murine GVHD models.

Induction of Graft-versus-host Disease and In Vivo T Cell Monitoring Using an MHC-matched Murine Model

Murine bone marrow transplantation is a widely used technique to study immunological mechanisms governing graft-versus-host disease in humans. The ability to monitor T cell trafficking patterns in vivo allows for detailed analysis of the development and perpetuation of T cell responses during graft-versus-host disease.

La inducción de la enfermedad de injerto contra huésped y<em&gt; En Vivo</em&gt; T Monitoreo Celular Utilizando un modelo murino MHC de concordancia

Graft-versus-host disease (GVHD) is the limiting barrier to the broad use of bone marrow transplant as a curative therapy for a variety of hematological ...

In Vitro Assay to Evaluate the Impact of Immunoregulatory Pathways on HIV-specific CD4 T Cell Effector Function

T cell exhaustion is a major factor in failed pathogen clearance during chronic viral infections. Immunoregulatory pathways, such as PD-1 and IL-10, are upregulated upon this ongoing antigen exposure and contribute to loss of proliferation, reduced cytolytic function, and impaired cytokine production by CD4 and CD8 T cells. In the murine model of LCMV infection, administration of blocking antibodies against these two pathways augmented T cell responses. However, there is currently no in vitro assay to measure the impact of such blockade on cytokine secretion in cells from human samples. Our protocol and experimental approach enable us to accurately and efficiently quantify the restoration of cytokine production by HIV-specific CD4 T cells from HIV infected subjects.
Here, we depict an in vitro experimental design that enables measurements of cytokine secretion by HIV-specific CD4 T cells and their impact on other cell subsets. CD8 T cells were depleted from whole blood and remaining PBMCs were isolated via Ficoll separation method. CD8-depleted PBMCs were then incubated with blocking antibodies against PD-L1 and/or IL-10R&#945; and, after stimulation with an HIV-1 Gag peptide pool, cells were incubated at 37 &#176;C, 5% CO2. After 48 hr, supernatant was collected for cytokine analysis by beads arrays and cell pellets were collected for either phenotypic analysis using flow cytometry or transcriptional analysis using qRT-PCR. For more detailed analysis, different cell populations were obtained by selective subset depletion from PBMCs or by sorting using flow cytometry before being assessed in the same assays. These methods provide a highly sensitive and specific approach to determine the modulation of cytokine production by antigen-specific T-helper cells and to determine functional interactions between different populations of immune cells.

In Vitro Assay to Evaluate the Impact of Immunoregulatory Pathways on HIV-specific CD4 T Cell Effector Function

We developed an in vitro assay to investigate the role of immunoregulatory pathways in the regulation of cytokine secretion by HIV-specific CD4 T cells.

Ensayo in vitro para evaluar el impacto de inmunoreguladoras Caminos de CD4 T función específica para el VIH efector celular

T cell exhaustion is a major factor in failed pathogen clearance during chronic viral infections. Immunoregulatory pathways, such as PD-1 and IL-10, are ...

Investigating the Effects of Probiotics on Pneumococcal Colonization Using an In Vitro Adherence Assay

Adherence of Streptococcus pneumoniae (the pneumococcus) to the epithelial lining of the nasopharynx can result in colonization and is considered a prerequisite for pneumococcal infections such as pneumonia and otitis media. In vitro adherence assays can be used to study the attachment of pneumococci to epithelial cell monolayers and to investigate potential interventions, such as the use of probiotics, to inhibit pneumococcal&#160;colonization.&#160;The protocol described here is used to investigate the effects of the probiotic Streptococcus salivarius on the adherence of pneumococci to the human epithelial cell line CCL-23 (sometimes referred to as HEp-2 cells). The assay involves three main steps: 1) preparation of epithelial and bacterial cells, 2) addition of bacteria to epithelial cell monolayers, and 3) detection of adherent pneumococci by viable counts (serial dilution and plating) or quantitative real-time PCR (qPCR). This technique is relatively straightforward and does not require specialized equipment other than a tissue culture setup. The assay can be used to test other probiotic species and/or potential inhibitors of pneumococcal colonization and can be easily modified to address other scientific questions regarding pneumococcal adherence and invasion.

Investigating the Effects of Probiotics on Pneumococcal Colonization Using an In Vitro Adherence Assay

In vitro adherence assays can be used to study the attachment of Streptococcus pneumoniae to epithelial cell monolayers and to investigate potential interventions such as the use of probiotics for inhibiting pneumococcal colonization.

La investigación de los efectos de los probióticos en antineumocócica Colonización El uso de un<em&gt; In Vitro</em&gt; Ensayo de adherencia

Adherence of Streptococcus pneumoniae (the pneumococcus) to the epithelial lining of the nasopharynx can result in colonization and is considered a ...

An Ex vivo Model of an Oligodendrocyte-directed T-Cell Attack in Acute Brain Slices

Death of oligodendrocytes accompanied by destruction of neurons and axons are typical histopathological findings in cortical and subcortical grey matter lesions in inflammatory demyelinating disorders like multiple sclerosis (MS). In these disorders, mainly CD8+ T-cells of putative specificity for myelin- and oligodendrocyte-related antigens are found, so that neuronal apoptosis in grey matter lesions may be a collateral effect of these cells. Different types of animal models are established to study the underlying mechanisms of the mentioned pathophysiological processes. However, although they mimic some aspects of MS, it is impossible to dissect the exact mechanism and time course of &#8216;&#8216;collateral&#8217;&#8217; neuronal cell death. To address this course, here we show a protocol to study the mechanisms and time response of neuronal damage following an oligodendrocyte-directed CD8+ T cell attack. To target only the myelin sheath and the oligodendrocytes, in vitro activated oligodendrocyte-specific CD8+ T-cells are transferred into acutely isolated brain slices. After a defined incubation period, myelin and neuronal damage can be analysed in different regions of interest. Potential applications and limitations of this model will be discussed.

An Ex vivo Model of an Oligodendrocyte-directed T-Cell Attack in Acute Brain Slices

To address mechanisms of demyelination and neuronal apoptosis in cortical lesions of inflammatory demyelinating disorders, different animal models are used. We here describe an ex vivo approach by using oligodendrocyte-specific CD8+ T-cells on brain slices, resulting in oligodendroglial and neuronal death. Potential applications and limitations of the model are discussed.

Una<em&gt; Ex vivo</em&gt; Modelo de un ataque de células T Oligodendrocyte dirigida en Rebanadas cerebral agudo

Death of oligodendrocytes accompanied by destruction of neurons and axons are typical histopathological findings in cortical and subcortical grey matter ...

Development of an in vitro model system for studying the interaction of Equus caballus IgE with its high-affinity receptor Fc&#949;RI

The interaction of IgE with its high-affinity Fc receptor (Fc&#949;RI) followed by an antigenic challenge is the principal pathway in IgE mediated allergic reactions. As a consequence of the high affinity binding between IgE and Fc&#949;RI, along with the continuous production of IgE by B cells, allergies usually persist throughout life, with currently no permanent cure available. Horses, especially race horses, which are commonly inbred, are a species of mammals that are very prone to the development of hypersensitivity responses, which can seriously affect their performance. Physiological responses to allergic sensitization in horses mirror that observed in humans and dogs. In this paper we describe the development of an in situ assay system for the quantitative assessment of the release of mediators of the allergic response pertaining to the equine system. To this end, the gene encoding equine Fc&#949;RI&#945; was transfected into and expressed onto the surface of parental Rat Basophil Leukemia (RBL-2H3.1) cells. The gene product of the transfected equine &#945;-chain formed a functional receptor complex with the endogenous rat &#946;- and &#947;-chains 1. The resultant assay system facilitated an assessment of the quantity of mediator secreted from equine Fc&#949;RI&#945; transfected RBL-2H3.1 cells following sensitization with equine IgE and antigenic challenge using &#946;-hexosaminidase release as a readout 2, 3. Mediator release peaked at 36.68% &#177; 4.88% at 100 ng ml-1 of antigen. This assay was modified from previous assays used to study human and canine allergic responses 4, 5. We have also shown that this type of assay system has multiple applications for the development of diagnostic tools and the safety assessment of potential therapeutic intervention strategies in allergic disease 6, 2, 3.

The current study describes the development and applications of a genetically engineered assay system based on the transfection of rat basophilic leukemia cells with the equine Fc&#949;RI&#945; gene. Transfected cells express a functional receptor where the release of mediators of the allergic response can be activated by IgE and antigen.

Desarrollo de una<em&gt; In vitro</em&gt; Sistema modelo para estudiar la interacción de<em&gt; Equus</em&gt;<em&gt; Caballus</em&gt; IgE con su receptor de alta afinidad Fc RI

The interaction of IgE with its high-affinity Fc receptor (Fc&#949;RI) followed by an antigenic challenge is the principal pathway in IgE mediated ...

Mouse Na&#239;ve CD4+ T Cell Isolation and In vitro Differentiation into T Cell Subsets

Antigen inexperienced (na&#239;ve) CD4+ T cells undergo expansion and differentiation to effector subsets at the time of T cell receptor (TCR) recognition of cognate antigen presented on MHC class II. The cytokine signals present in the environment at the time of TCR activation are a major factor in determining the effector fate of a na&#239;ve CD4+ T cell. Although the cytokine environment during na&#239;ve T cell activation may be complex and involve both redundant and opposing signals in vivo, the addition of various cytokine combinations during naive CD4+ T cell activation in vitro can readily promote the establishment of effector T helper lineages with hallmark cytokine and transcription factor expression. Such differentiation experiments are commonly used as a first step for the evaluation of targets believed to promote or inhibit the development of certain CD4+ T helper subsets. The addition of mediators, such as signaling agonists, antagonists, or other cytokines, during the differentiation process can also be used to study the influence of a particular target on T cell differentiation. Here, we describe a basic protocol for the isolation of na&#239;ve T cells from mouse and the subsequent steps necessary for polarizing na&#239;ve cells to various T helper effector lineages in vitro.

Mouse Na&#239;ve CD4+ T Cell Isolation and In vitro Differentiation into T Cell Subsets

Na&#239;ve CD4+ T cells polarize to various subsets depending on the environment at the time of activation. The differentiation of na&#239;ve CD4+ T cells to various effector subsets can be achieved in vitro through the addition of T cell receptor stimuli and specific cytokine signals.

Ratón Naïve CD4<sup&gt; +</sup&gt; Aislamiento de células T y<em&gt; In vitro</em&gt; Diferenciación en subconjuntos de células T

Antigen inexperienced (na&#239;ve) CD4+ T cells undergo expansion and differentiation to effector subsets at the time of T cell receptor (TCR) recognition ...

Visualizing the Effects of Sputum on Biofilm Development Using a Chambered Coverglass Model

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the development and persistence of many health related infections. One of the most well described and studied biofilms in human disease occurs in chronic pulmonary infection of cystic fibrosis patients. When studying biofilms in the context of the host, many factors can impact biofilm formation and development. In order to identify how host factors may affect biofilm formation and development, we used a static chambered coverglass method to grow biofilms in the presence of host-derived factors in the form of sputum supernatants. Bacteria are seeded into chambers and exposed to sputum filtrates. Following 48 hr of growth, biofilms are stained with a commercial biofilm viability kit prior to confocal microscopy and analysis. Following image acquisition, biofilm properties can be assessed using different software platforms. This method allows us to visualize key properties of biofilm growth in presence of different substances including antibiotics.

This protocol describes the visualization of biofilm development following exposure to host-factors using a slide chamber model. This model allows for direct visualization of biofilm development as well as analysis of biofilm parameters using computer software programs.

La visualización de los Efectos de esputo en el desarrollo del biofilm mediante un modelo de Septadas cubreobjetos

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the ...

Analysis of Lymphocyte Extravasation Using an In Vitro Model of the Human Blood-brain Barrier

Lymphocyte extravasation into the central nervous system (CNS) is critical for immune surveillance. Disease-related alterations of lymphocyte extravasation might result in pathophysiological changes in the CNS. Thus, investigation of lymphocyte migration into the CNS is important to understand inflammatory CNS diseases and to develop new therapy approaches. Here we present an in vitro model of the human blood-brain barrier to study lymphocyte extravasation. Human brain microvascular endothelial cells (HBMEC) are confluently grown on a porous polyethylene terephthalate transwell insert to mimic the endothelium of the blood-brain barrier. Barrier function is validated by zonula occludens immunohistochemistry, transendothelial electrical resistance (TEER) measurements as well as analysis of evans blue permeation. This model allows investigation of the diapedesis of rare lymphocyte subsets such as CD56brightCD16dim/- NK cells. Furthermore, the effects of other cells, cytokines and chemokines, disease-related alterations, and distinct treatment regimens on the migratory capacity of lymphocytes can be studied. Finally, the impact of inflammatory stimuli as well as different treatment regimens on the endothelial barrier can be analyzed.

Analysis of Lymphocyte Extravasation Using an In Vitro Model of the Human Blood-brain Barrier

Here, we describe a human blood-brain barrier model enabling to investigate lymphocyte transmigration into the central nervous system in vitro.

Un

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Una

Desarrollo de una

Ratón Naïve CD4

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Análisis de linfocitos extravasación El uso de una