Funding for this work was provided by Shriners Hospitals and CIRM fellowships to AMC and AM. We would also like to acknowledge Plemel et al.7 for first designing and publishing the calibrated forceps model.

Todos los animales procedimientos y métodos de cuidado de los animales deben ser aprobados por el animal de Atención Institucional y Uso Comité de la institución (IACUC). 1. Preparación quirúrgica <ol><li> Ensamblar todas las herramientas quirúrgicas necesarias y reactivos: pinzas, tijeras vana, roungeurs, retractores, escalpelos, tijeras, suturas, grapas de piel, Q-tips, solución salina estéril, esponjas quirúrgicas y isoflurano. Preparar y esterilizar en autoclave un paquete completo de herramientas quirúrgicas antes de la cirugía. Si la realización de cirugías en más de un ratón, preparar y autoclave de un paquete de herramientas por animal, o autoclave de un paquete de instrumentos quirúrgicos y esterilizar con un esterilizador de herramienta entre cirugías. Generalmente, un paquete de herramientas esterilizadas se puede utilizar en un máximo de 5 ratones Si una herramienta terilizer de perlas de vidrio se utiliza para limpiar las herramientas en el medio cirugías (después de 5 animales las herramientas se deben volver a limpiar y esterilizar antes de su uso). Por favor, consulte con su administrador local IACUC para institutisobre las directrices específicas. </li><li> Esterilizar el campo quirúrgico con el 70% toallitas con alcohol isopropílico. Configurar campos quirúrgicos para asegurar un campo estéril se mantiene durante la cirugía. </li><li> Pesar cada ratón antes de la cirugía. Administrar una dosis de 0,05 mg / kg de peso corporal de buprenorfina, por vía subcutánea. </li><li> Anestesiar al animal mediante la administración de isoflurano a una dosis de 4% en la cámara de inducción de la máquina de isoflurano. </li><li> Una vez que el animal está anestesiado, aplique una pomada para los ojos para evitar la deshidratación, establezca el animal sobre una almohadilla térmica a 37 ° C, y asegurarse de que la cabeza del ratón se sitúa correctamente en el cono de la anestesia. (Nota: Utilice una fuente de calor que no causará quemaduras térmicas; es decir, una manta de agua circulante, bolsa de agua caliente, o equivalente..) En este punto administrar una dosis de 2% de isoflurano al animal. </li><li> Afeitarse la superficie dorsal del ratón, aproximadamente 1 cm alrededor de la localización de la incisión prevista. </li><li> Desinfectar la incisión site por lavado con 70% toallitas con alcohol isopropílico, luego con una solución de yodo (10% de povidona-yodo, 1% de yodo disponible). Repetir 3 veces. </li></ol> 2. Dorsal laminectomía <ol><li> Antes de hacer una incisión, asegúrese de que el animal está anestesiado correctamente mediante la comprobación de los reflejos utilizando el método pizca dedo del pie o de la cola. </li><li> Hacer una incisión a lo largo de la espina dorsal con bisturí y la hoja, y luego comprobar los reflejos de nuevo. Arquear la espalda para ayudar a visualizar correctamente hitos, tales como los límites entre las vértebras. </li><li> Corte a través de la piel. Inserte retractor para mantener la piel y fascia de vuelta de la médula espinal. Borrar el tejido a ambos lados de la médula espinal para exponer los músculos que cubren la columna vertebral. NOTA: El cirujano debe estar familiarizado con los puntos anatómicos. Por ejemplo, el ángulo inferior de la escápula se corresponde con T7. La parte superior de la curva natural de la columna vertebral del ratón es T12 y puede ser utilizado como un punto de referencia. </li><li> Con piluminación Roper, determinar el espacio entre las vértebras. Encuentra el extremo posterior del T10 y cortar los músculos y fascia perpendicular al espacio de disco intervertebral. Cortar sólo lo suficiente para exponer el proceso y posterior lámina espinosa de T10. </li><li> Con un par de punta fina Dumont # 5 pinzas, eliminar parte del tejido de la lámina y apófisis espinosa para exponer una pequeña porción de la médula espinal. Cuando sea necesario, el uso de fórceps del tejido para estabilizar la columna vertebral. </li><li> Realice la laminectomía mediante la inserción de un lado de un par de tijeras pequeñas vana a lo largo de la parte dorsolateral de la vértebra y justo debajo de la lámina. <ol><li> Hacer pequeñas tijeras, cuidado de cortar a través de la cara lateral de la lámina vertebral. Asegúrese de que no se aplica presión a la médula espinal. </li><li> Repita en el otro lado. </li><li> Aplique una leve presión para detener el sangrado en caso necesario con un Q-tip o esponja quirúrgica, teniendo cuidado de no aplicar presión sobre la médula espinal. NOTA: Preparar espuma de gelempapada en solución salina estéril en el caso de que las necesidades de sangrado a controlar. </li><li> Una vez realizadas las incisiones, levante la cara dorsal de la vértebra y borrar suavemente los archivos adjuntos de los tejidos. Use los medios adecuados para controlar el sangrado si es necesario. </li></ol></li></ol> 3. La compresión de la médula espinal <ol><li> Usando roungeurs o fórceps laminectomía, asegúrese de que los lados laterales de la médula espinal están libres de hueso vertebral para que las pinzas calibradas para la lesión por compresión pueden situar en cualquier lado de la médula espinal. Los brazos de las pinzas deben ser capaces de ser colocado dentro del espacio epidural en lados adyacentes de la médula espinal y las puntas de las pinzas debe ser capaz de alcanzar el piso del conducto vertebral. <ol><li> Asegúrese de que la visibilidad de la médula espinal es bueno. </li></ol></li><li> Situar el calibrado Dumont # 5 fórceps aproximadamente en el centro del segmento expuesta de la médula espinal. Recordemos que los brazos de la fuerzaps debe ser colocado dentro del espacio epidural en lados adyacentes y las puntas debe tocar el piso del canal vertebral para generar lesiones reproducibles. </li><li> Comprimir con cuidado la médula espinal hasta los separadores se conectan. Mantenga en su lugar durante 15 segundos. </li><li> Liberar suavemente la fuerza de compresión y quitar las pinzas calibradas de la médula espinal. La solución salina estéril se debe utilizar para recuperar la homeostasis antes de la herida se cierra. </li></ol> 4. Cierre de la herida <ol><li> Suturar cuidadosamente la capa muscular sobre la médula espinal, teniendo cuidado de no perturbar o aplicar presión a la médula espinal. </li><li> Utilice sutura o grapas para cerrar la piel sobre la herida. </li><li> Si se utiliza anestesia gas, comenzará a disminuir / apagar el anestésico. </li><li> Administrar 0,1 ml de Ringer lactato por 10 g de peso corporal para ayudar a explicar la deshidratación durante la cirugía y después de la cirugía cuando el animal está letárgico y recuperándose de la lesión. La solución debe ser Warmed a la temperatura corporal antes de la inyección. </li><li> Coloca el ratón en una jaula-cama libre. La jaula debe descansar en la parte superior de una almohadilla de calentamiento (como se describe en 1.1.5) de una manera que permite que la mitad de la superficie de la jaula para estar en la almohadilla, mientras que la otra mitad está en reposo en un contador de RT, para dar el Opciones clima ratón una vez que es ambulatoria. Tenga cuidado de asegurarse de que la &quot;jaula de recuperación&quot; se encuentra en un entorno tranquilo. Supervisar de cerca el animal hasta que se haya recuperado la consciencia, momento en el que el ratón se puede transferir a una jaula regular con ropa de cama. </li></ol> Cuidado 5. Post-operatorio <ol><li> Después de la cirugía, administrar una dosis de 0,05 mg / kg de peso corporal buprenorfina por vía subcutánea cada 12 h durante los primeros 3 días después de la cirugía, y luego según sea necesario para controlar los síntomas de dolor. </li><li> Administrar una dosis de Ringer lactato (0,1 ml por 10 g de peso corporal por vía subcutánea) durante los primeros 3 a 5 días después de la cirugía. Dé esta dosis si / cuando la unaimal comienza a mostrar signos de deshidratación fuera de este período de tiempo inicial. </li><li> Expresar manualmente la vejiga de los animales utilizando la maniobra de Crede dos veces al día. Palpar suavemente el abdomen del animal para ubicar la vejiga, y luego aplicar una presión suave hacia abajo hasta que la vejiga está vacía. <ol><li> Si la vejiga no se vacía o la orina es turbia o con sangre, administrar 50 mg / kg en peso corporal de Baytril al animal a través de la inyección intraperitoneal de 10 días. </li></ol></li><li> Observar a los animales en busca de signos de autofagia, deshidratación y pérdida de peso excesiva (mayor de 20% del peso corporal). Si un animal experimenta cualquiera de estos síntomas consulte a un veterinario de inmediato con respecto a las opciones de tratamiento, o la eutanasia del animal de una manera humana siguiendo las directrices del IACUC. <ol><li> Teniendo en cuenta que la movilidad puede ser limitado después de la cirugía, tome las medidas necesarias para asegurarse de que los animales tengan acceso a los alimentos y el agua. Pre-envasados ​​comida húmeda, así como unas hidrogel, puede ponerse a disposición de los animales en estos casos. </li></ol></li></ol> 6. Evaluar el daño tisular resultante de lesión Compresión <ol><li> Anestesiar a los animales como se describe en los pasos 1.4 y 1.5. Comprobar la profundidad de la anestesia por pizca dedo del pie y monitoreo reflejo de parpadeo de la córnea. Cuando el animal es insensible a los estímulos, continúe con el paso 6.2. </li><li> Realizar una perfusión intracardiaca 10. <ol><li> Exponer la cavidad torácica e insertar una aguja en el ventrículo izquierdo. Enjuague fluidos existentes con 20 - 30 ml de fosfato enfriada con hielo de solución salina tamponada (PBS), seguido de 15 - 25 ml de helado 4% de paraformaldehído (PFA). </li></ol></li><li> Retire la médula espinal. <ol><li> Cortar la piel dorsal de la médula espinal y despejar cualquier exceso de tejido que rodea la longitud de la columna vertebral. </li><li> Impuestos Especiales columna vertebral y cortar cualquier tejido restante. El nivel real de la laminectomía y injury puede ser confirmado contando las costillas. </li><li> Con unas tijeras y fórceps vanna para desplazar pequeñas secciones de la columna vertebral en una dirección-caudal a rostral. Continuar a cortar hasta que el cordón se expone lo suficiente para permitir una extracción segura. La visualización de la ubicación de corte y proceso puede facilitarse mediante el uso de un estereoscopio. </li></ol></li><li> Coloque el tejido de la médula espinal en el 4% PFA. Permitir que el tejido post-fix en esta solución durante 24 horas a 4 ° C. </li><li> Tejido Cryoprotect incubando en el 30% de sacarosa durante 24 horas a 4 ° C. </li><li> Poner un tejido en octubre En pocas palabras, tomar tejido de la incubación de sacarosa al 30% y eliminar el exceso de solución. Coloque el tejido en un criomolde lleno de octubre y se incuba durante 1 hora a 4 ° C. <ol><li> Eliminar el moho de 4 ° C, confirmar la orientación direccional de los tejidos, poner el molde en un plato poco profundo de 2-metilbutano (pre-refrigerada durante 1 h en hielo seco) y se deja solidificar OCT para completamente. Mantener en hielo seco si se utiliza inmediatamente o stovolver a -80 ° C. </li></ol></li><li> Cortar el tejido en 20 micras sagital secciones usando un criostato. Monte tejido directamente sobre portaobjetos. Almacenar a -20 ° C hasta su uso. </li><li> Realizar hematoxilina y eosina (H &amp; E) tinción. <ol><li> Brevemente, rehidratar el tejido (5 min, 2 veces), mancha con hematoxilina (2,5 min), y lavar con agua (1 min, 2 veces). </li><li> Incubar el tejido en 50% y luego 70% de etanol (3 min cada uno), tinción con eosina (45 seg), y deshidratar por incubación en 90% (5 seg), 95% (5 seg), etanol al 100% (2 min) , e isopropanol (2 min). </li><li> Claro con xileno (5 min, 3 veces). NOTA: tinción H &amp; E variará con el espesor y condiciones tejido específico. Por lo tanto, es necesaria una normalización antes de proceder con las muestras de tejidos experimentales. </li></ol></li><li> Cubrir el tejido con una tira delgada de Permount (~ 100 micras) y cubreobjetos. Presione hacia abajo en todos los lados de cubreobjetos para asegurar una distribución adecuada de líquido. Deje secar los portaobjetos O / N. </li><li> Visualize secciones de tejido utilizando un microscopio y captura de imágenes digitales utilizando el software que lo acompaña. </li></ol>

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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+graded+forceps+crush+SCI+model+in+mice.">A graded forceps crush SCI model in mice.</a> J Neurotrauma. 25 (4), 350-370 (2008).</li><li>Wu, D., Shibuya, S., Miyamoto, O., Itano, T., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increase+of+NG2-positive+cells+associated+with+radial+glia+following+traumatic+SCI+in+adult+rats.">Increase of NG2-positive cells associated with radial glia following traumatic SCI in adult rats.</a> J Neurocytol. 34 (6), 459-469 (2005).</li><li>Namiki, J., Tator, C. 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R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J Neurosci Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

La elección de un modelo de SCI es importante en el diseño de experimentos para determinar la eficacia de los tratamientos para los casos humanos de SCI. Tales experimentos requieren un modelo animal que es altamente reproducible para limitar la variabilidad que puede resultar en datos no concluyentes. También deben ser de relevancia clínica para evaluar con precisión la condición humana que están modelando. Para ello, la elección de una lesión de compresión o contundente sobre una transección es más clínicamente relevante 3. Sin embargo, impactadores y aparatos caída de peso para las lesiones de contusión requieren el uso de maquinaria costosa y complicada. En contraste, el fórceps modelo calibrado de SCI utiliza fórceps que son fáciles de montar a partir de materiales comunes de laboratorio modificado, y la cirugía requiere sólo un paso adicional después de una laminectomía dorsal estándar para exponer la médula espinal. Sin embargo, un inconveniente de la utilización de este método es que la fuerza de compresión se aplica siempre lateralmente en lugar de dorsalmente, comomás a menudo se ve en los casos clínicos humanos de SCI 9, y las lesiones de compresión generados utilizando el método afecta en mayor medida rostral caudal de tejido que los modelos contusión 1,2. Este modelo ha sido demostrado por los creadores de la técnica, y nosotros, para generar reproducible SCI 7,11, y es muy adecuado para el tamaño de los ratones. Además, este modelo de lesión permite que los animales sean evaluados después de tratamientos de cirugía y terapéuticos utilizando una multitud de pruebas de comportamiento, como el ratón Escala Basso para la locomoción y la prueba de pelo de Von Frey, para verificar que una cohorte de animales comparten la misma gravedad de la lesión y déficits neurológicos 7,11-13. Estas mismas técnicas también pueden utilizarse para evaluar la eficacia de los tratamientos administrados a los animales durante los estudios de investigación, el cumplimiento de los criterios generales para modelos animales utilizados para evaluar las terapias para SCI 2,7. El método de producción de la pinza calibradas para el modelo de lesión es simple y se puede lograr con una variedad de métodos diferentes. Hemos utilizado el método de espaciador 11, según lo publicado por Plemel 7, y también han modificado fórceps utilizando un pequeño tornillo, que no sólo proporciona un método más fácil para crear el dispositivo de compresión, sino que también permite versatilidad en el ajuste de la anchura de compresión final, de beneficiarse de los estudios comparativos. La gama de opciones en la creación de las pinzas es casi ilimitado, siempre que el espaciador (s) proporciona un medio estable de siempre el cierre de las pinzas a la misma distancia y puede resistir la esterilización en autoclave y de esterilización. Los métodos quirúrgicos descritos en este vídeo son altamente reproducibles en todos los usuarios, sin embargo, es necesario que tenerse cuidado al realizar la laminectomía y suturar el animal después de que el procedimiento se ha realizado de manera que la médula espinal no sufre ningún fuerzas de compresión adicionales que pueden aumentar la gravedad de la lesión y confundir futuros experimentos. </p&gt; Con el entrenamiento y la práctica adecuada, el fórceps modelo calibrado de lesión de compresión es muy adecuado para la realización de SCI en ratones que imitan los casos clínicos observados en los seres humanos 2,3,7. Debido a la facilidad de crear fórceps, producir ratones de diferentes grados de gravedad de la lesión se puede hacer fácilmente. Esto será de gran beneficio para la observación de los efectos genéticos sobre SCI de diferentes grados de severidad en ratones transgénicos, así como la evaluación de la eficacia de los trasplantes de células madre en ratones. La mayoría de los estudios en la literatura se han realizado en ratas debido a su tamaño, que generalmente hace que las cirugías más fácil de realizar. Sin embargo, el método publicado por Plemel et al. 7 y descrito por nosotros en este vídeo debería permitir SCI a realizar en ratones con gran facilidad y reproducibilidad.

Los modelos animales de SCI son herramientas valiosas para evaluar la eficacia de paradigmas terapéuticos diseñados para mitigar los daños como consecuencia de un traumatismo en la médula espinal. Fuera de la necesidad experimental, estos modelos deben proporcionar déficits reproducibles en locomotora y los comportamientos sensoriales, ser ajustable para producir lesiones de diferente gravedad, y demuestran que la gravedad de la lesión se correlaciona con el grado de déficit neurológico observado. Hay tres tipos principales de SCI con distintas características de la lesión: transección, contusión, compresión y 1. Brevemente, una lesión en la transección es una laceración en la médula espinal, una lesión por contusión surge de una breve vigor, focal aplicada a la médula espinal dorsal, y una lesión de compresión se produce cuando se aplica una fuerza perjudicial a la médula espinal, y puede ser también referido como una lesión por aplastamiento 2. Las lesiones completas transección son clínicamente poco común en los seres humanos 3, mientras que una contusiónd lesiones de compresión son más comunes. La lesión de compresión produce un resultado similar a lo que se encuentra en SCI humana causada por, por ejemplo, compresión del tumor u otras fuerzas de compresión perjudiciales, y se puede realizar utilizando un simple conjunto de herramientas. Contusiones y compresión son similares en que ambas son una fuerza de compresión y ambos tienen características patológicas similares, tales como la desorganización cytoarchitectonic, y evocan respuestas endógenas similares a las lesiones 1,4. El modelo de lesión por contusión por lo general se aplica esta fuerza a la médula espinal dorsal usando un aparato especial de una manera similar a los casos humanos de SCI resultantes de una impactación de la columna vertebral 2,5,6. En contraste, las lesiones de compresión pueden ser generados por una variedad de métodos de aplicación de la fuerza dorsalmente o lateralmente. Métodos de una lesión de compresión incluyen pinzas 7, clips de aneurisma calibrados 2, o la colocación de un peso directamente en la médula espinal 8. Una ventaja de laclips de aneurisma es que son capaces de proporcionar diferentes cantidades de fuerza 9. El método de la adición de pesos a la superficie dorsal de la médula espinal directamente 8 requiere que el peso a estar en su lugar durante 10 min, aumentando drásticamente la duración de la cirugía y que resulta en inconsistencias debido a la colocación del peso y el movimiento debido a la respiración de la animal. Debido al pequeño tamaño de los ratones, situando los animales en aparatos especializados diseñados para el uso en ratas, como impactadores para las lesiones de contusión, puede ser difícil o resultar en lesiones inconsistentes 7. Sin embargo, los ratones están disponibles en una amplia gama de cepas transgénicas, a diferencia de los animales más grandes tales como ratas o conejos que son muy útiles para la investigación SCI. El método Plemel de utilizar fórceps calibrados para comprimir la médula espinal genera un SCI reproducible con un alto grado de correlación entre la gravedad de la lesión y el déficit neurológico 7. Este modelo SCI quirúrgico esgenerado usando un par de fórceps No. 5 Dumont modificados que tendrá lugar aparte a una distancia definida por cualquiera de epoxi de metal o de alguna otra obstrucción para impedir el cierre completo. Esta separación de ingeniería asegura que el fórceps será siempre cerca de una cierta anchura en múltiples cirugías y por diferentes usuarios. La ventaja del método Plemel es que los materiales para producir los fórceps calibrados se pueden comprar y ensamblados en el laboratorio sin necesidad de equipo especializado fácilmente. Estas pinzas pueden soportar múltiples rondas de tratamiento en autoclave y de esterilización, y la falta de un aparato separado, voluminosos agiliza cirugías. En este vídeo se demuestra el uso quirúrgico de un par de fórceps calibrados en la médula espinal de ratón para generar una lesión de compresión. También abordamos preocupaciones únicas relacionadas con el cuidado de los animales de la médula espinal lesionada de laboratorio para mejorar su calidad de vida después de la operación y reducir la mortalidad.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="350">
	<tbody>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Name</td>
			<td style="width:127px;">Company</td>
			<td style="width:123px;">Catalog No.</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane Machine</td>
			<td style="width:127px;">Smiths Medical PM, Inc</td>
			<td style="width:123px;">VCT302</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:127px;">Phoenix Pharmaceutical</td>
			<td style="width:123px;">NDC: 66794-013-25</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dissecting Scope</td>
			<td style="width:127px;">Seiler Precision Microscopes</td>
			<td style="width:123px;">SSI 202/402</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Germinator-500 (tool sterilizer)</td>
			<td style="width:127px;">Thomas Scientific</td>
			<td style="width:123px;">3885A20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Puralube (Eye Ointment)</td>
			<td style="width:127px;">Dechra</td>
			<td style="width:123px;">NDC 17033-211-38</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Handle (#3)</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">10003-12</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Scalpel Blade (#11)</td>
			<td style="width:127px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:123px;">&#160;08-914B</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Retractor (Colibri )</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">17000-03</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Friedman Pearson Roungeur</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">16021-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Vanna (Castroviejo) Scissors</td>
			<td style="width:127px;">Roboz</td>
			<td style="width:123px;">RS-5658</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11029-14</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Laminectomy Forceps (Dumont #2)&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11223-20</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Dumont #5 Forceps</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">11252-20</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Stapler</td>
			<td style="width:127px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:123px;">12031-07</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Staples&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; (wound clips)</td>
			<td style="width:127px;">Reflex7</td>
			<td style="width:123px;">203-1000</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Sutures</td>
			<td style="width:127px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:123px;">101-2636</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Needles (30 G x &#189;)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">305106</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:101px;">Syringe (1 ml)</td>
			<td style="width:127px;">BD Biomedical</td>
			<td style="width:123px;">309659</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:101px;">Baytril (enrofloxacin)</td>
			<td style="width:127px;">Bayer</td>
			<td style="width:123px;">NADA 140-913</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:101px;">Buprenex (buprenorphine)</td>
			<td style="width:127px;">Cardinal Health</td>
			<td style="width:123px;">NDC 12496-0757-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

calibrated forceps model of spinal cord compression injury

Lesiones por compresión de la médula espinal murino son modelos animales valiosos para el estudio de la lesión de la médula espinal (SCI) y la terapia regenerativa vertebral. El fórceps modelo calibrado de lesión de compresión es un cómodo, de bajo costo, y el modelo animal muy reproducible para SCI. Se utilizó un par de fórceps modificados de acuerdo con el método publicado por Plemel et al. (2008) para comprimir lateralmente la médula espinal hasta una distancia de 0,35 mm. En este video, vamos a demostrar una laminectomía dorsal para exponer la médula espinal, seguido de compresión de la médula espinal con las pinzas modificados. En el video, también vamos a tratar temas relacionados con el cuidado de los animales de laboratorio parapléjicos. Este modelo de lesión produce ratones que exhiben deterioro en la sensación, así como deterioro de la función del miembro posterior del aparato locomotor. Además, este método de lesión produce aberraciones consistentes en la patología de la SCI, como se determina por métodos inmunohistoquímicos. Después de ver este videoeo, los espectadores deben ser capaces de determinar los suministros y métodos necesarios para la producción de SCI de diversos niveles de gravedad en el ratón para los estudios sobre SCI y / o tratamientos diseñados para mitigar el deterioro después de la lesión.

Se realizó una laminectomía en 12 ratones (de 25 - 30 gramos) tal como se describe anteriormente, seguido de compresiones de la médula espinal a 0,25 mm (n = 4), 0,35 mm (n = 4) y 0,55 mm (n = 4). Sacrificamos animales en tres (n = 6) y siete (n = 6) días después de la lesión por perfusión intracardiaca. La médula espinal fue retirado de la columna vertebral, y el tejido se preparó y se procesó como se ha descrito anteriormente. Imágenes de toda la médula espinal fueron tomadas con un microscopio digital Leica EZ4 y el software que lo acompaña. Imágenes de la médula espinal secciones fueron tomadas con una ampliación de 2X usando un microscopio digital Olympus y el software que lo acompaña. Encontramos que la compresión de la médula espinal produce una lesión con el epicentro en el sitio de la compresión (Figura 1). Los efectos de la lesión se extienden varios milímetros en las direcciones rostral y caudal. La gravedad de la lesión aumentó a medida que la distancia entre los espaciadores disminuyó (0,25 mm&gt; 0,35 mm&gt;0,55 mm, la Figura 2). Tres días después de la compresión había sangre en el epicentro de la lesión y las regiones circundantes que no se presentan 7 días después de la lesión. Las compresiones 0,25 mm y 0,35 mm producen una cavidad, pero no el modelo de 0,55 mm. Después de 7 días, el dorsal y ventral de la sustancia blanca disminuyeron en gran medida de tamaño en el epicentro, la organización de la materia gris fue muy distorsionado, y la cavitación era persistente. Estas alteraciones cytoarchitectonical se traducen a motor y alteraciones sensoriales en el comportamiento de los animales evaluados mediante pruebas adecuadas, tales como el ratón Escala Basso para la función locomotora y las pruebas para el cabello y el cloruro de etilo von Frey de la función sensorial como lo demostramos en publicaciones anteriores 8. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Imágenes representativas de la médula espinal intacta tanto antes como aflesiones ter. (A) Intacto médula espinal. (B) de la médula espinal después de 0,35 mm de compresión. Las flechas indican la frontera de la lesión. Asterisk indentifies epicentro de la lesión. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 0.50 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" width="650" /> Figura 2. Imágenes representativas de médula espinal de ratón antes y después de la lesión por compresión a diferentes anchos de compresión. (A) Corte sagital de control de la médula espinal. (B) Corte coronal en epicentro de un 0,35 mm SCI 7 días lesión de compresión post (dpi). (C, E, G) Sagital secciones de la médula espinal 3 dpi a una anchura de 0,25 , 0,35 o 0,55 mm. (D, F, H) sagital secciones de H &amp; E manchadas de la médula espinals 7 dpi a una anchura de 0,25, 0,35 o 0,55 mm. Asterisk indentifies epicentro de la lesión. Todas las secciones teñidas con H &amp; E. D = Dorsal, L = Lateral. Barra de escala:. 1.25 mm <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52318/52318fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Pinzas Modelo de Lesión Medular Compresión

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

calibrated-forceps-model-of-spinal-cord-compression-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

18.3K vistas.  University of California, Davis. Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Video: Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda y crónica Prueba sensorial táctil después de la lesión de la médula espinal en ratas

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Investigación

Medicina

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modelo de la contundente unilateral Lesión Medular Cervical Uso del Impactador Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modelo Contusión de la lesión de la médula espinal severa en ratas

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluación de activación muscular respiratoria Utilizar evaluaciones de control de motores respiratoria (RMCA) en personas con lesión de la médula espinal crónica

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed to improve/ameliorate the respiratory failure following high cervical spinal cord injury (SCI). Here we propose a murine pre-clinical model of high SCI at the cervical 2 (C2) metameric level to study diverse post-lesional respiratory neuroplasticity. The technique consists of a surgical partial injury at the C2 level, which will induce a hemiparalysis of the diaphragm due to a deafferentation of the phrenic motoneurons from the respiratory centers located in the brainstem. The contralateral side of the injury remains intact and allows the animal recovery. Unlike other SCIs which affect the locomotor function (at the thoracic and lumbar level), the respiratory function does not require animal motivation and the quantification of the deficit/recovery can be easily performed (diaphragm and phrenic nerve recordings, whole body ventilation). This pre-clinical C2 SCI model is a powerful, useful, and reliable pre-clinical model to study various respiratory and non-respiratory neuroplasticity events at different levels (molecular to physiology) and to test diverse putative therapeutic strategies which might improve the respiration in SCI patients.

Respiratory failure is the leading cause of death following a cervical spinal cord injury. Having a reproducible, quantifiable, and reliable pre-clinical animal model of respiratory failure induced by a partial cervical injury will help to understand the subsequent respiratory and non-respiratory neuroplasticity and allow testing putative repair strategies.

Un modelo murino de la médula espinal cervical Lesión en estudio post-lesional Respiratorio Neuroplasticidad

A cervical spinal cord injury induces permanent paralysis, and often leads to respiratory distress. To date, no efficient therapeutics have been developed ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo de Impacto cortical de la lesión cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema de radio-telemetría para monitorizar la función cardiovascular en ratas con la médula espinal y transección Embryonic Stem Neural injertos de células

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an important target for neuroprotective therapies. Although several techniques have been described to assess SCBF, they all have significant limitations. To overcome the latter, we propose the use of real-time contrast enhanced ultrasound imaging (CEU). Here we describe the application of this technique in a rat contusion model of SCI. A jugular catheter is first implanted for the repeated injection of contrast agent, a sodium chloride solution of sulphur hexafluoride encapsulated microbubbles. The spine is then stabilized with a custom-made 3D-frame and the spinal cord dura mater is exposed by a laminectomy at ThIX-ThXII. The ultrasound probe is then positioned at the posterior aspect of the dura mater (coated with ultrasound gel). To assess baseline SCBF, a single intravenous injection (400 &#181;l) of contrast agent is applied to record its passage through the intact spinal cord microvasculature. A weight-drop device is subsequently used to generate a reproducible experimental contusion model of SCI. Contrast agent is re-injected 15 min following the injury to assess post-SCI SCBF changes. CEU allows for real time and in-vivo assessment of SCBF changes following SCI. In the uninjured animal, ultrasound imaging showed uneven blood flow along the intact spinal cord. Furthermore, 15 min post-SCI, there was critical ischemia at the level of the epicenter while SCBF remained preserved in the more remote intact areas. In the regions adjacent to the epicenter (both rostral and caudal), SCBF was significantly reduced. This corresponds to the previously described &#8220;ischemic penumbra zone&#8221;. This tool is of major interest for assessing the effects of therapies aimed at limiting ischemia and the resulting tissue necrosis subsequent to SCI.

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste mejorado las imágenes por ultrasonido para la Evaluación de la Médula Espinal flujo sanguíneo en Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis inducida por isquemia focal como un modelo de lesión de médula espinal en ratones

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...