Este trabajo fue apoyado por una concesión estratégica de la confianza de Wellcome para el centro para inmunidad, infección y evolución (http://ciie.bio.ed.ac.uk; grant referencia no. 095831). PFV fue apoyado por una beca de Branco Weiss (https://brancoweissfellowship.org/) y beca de un rectorado (Facultad de ciencias biológicas, Universidad de Edimburgo); JASJ fue apoyado por una beca de doctorado de NERC E3 DTP.

1. mantener moscas
<ol><li>Mantener moscas en 23 mL plástico frascos de 7 mL de medio de Lewis recién hecha (modificado de referencia31; triple 1 L agua destilada H2O, agar 6,1 g, 93,6 g de azúcar morena, 68 g de maíz, 18,7 g de levadura instantánea, agente antihongos de Tegosept 15 mL) en las incubadoras a 25 ± 1 ° C, en un h:12 12 h luz: oscuridad ciclo de ~ 60% de humedad. Enchufe los frascos con algodón no absorbente.</li>
	<li>Después de cada 14 días, transferir a adultos de 20 a 30 para un frasco de alimento nuevo, con levadura instantánea y seca agregada a la superficie, para 2-3 días permitir la puesta de huevos se produzca. Después de este período de tiempo, asegúrese de que los huevos son visibles en la superficie de los alimentos. Eliminar moscas adultas. Nota: Esto mantiene moscas en los viales como generación, población de edad comparable.</li>
	<li>Deje los huevos a desarrollar. Nota: A 25 ° C, moscas adultas comienzan a eclose de pupas en el día 11 y seguir durante días 12 – 14.</li>
</ol>2. preparar moscas Experimental
<ol><li>Recoger los huevos de la generación de los padres en una jaula de la colección de población/embrión en una placa de agar de manzana 75 mL (1 L triple destilada H2O, agar 30 g, sacarosa de 33 g, jugo de manzana 330 mL, 7 mL Tegosept anti-hongos agente) con una extensión de la pasta de levadura (mezcla de la levadura seca con agua para una consistencia como de mantequilla de maní). Añadir algodón empapado de agua a la jaula para proporcionar humedad. Nota: Para evitar confundir los efectos causados por diferencias en la densidad de cría larval, es importante que moscas experimentales en frascos diferentes son criados en densidades similares. El paso anterior se realiza para evitar la confusión de efectos.</li>
	<li>Incubar durante 24 h a 25 ° C en un 12 h:12 h ciclo luz: oscuridad hasta la puesta de huevos se ha producido. Si hay demasiado pocos huevos después de 24 h, proporcionan un más largo período de habituación. Sustituir las placas de agar de apple y permite la puesta de huevos se produzca por una 24 h más.</li>
	<li>Tomar las placas de agar de manzana cargado de huevo de la jaula de la población. Retire la pasta de levadura restante y cualquier moscas muertas de la superficie de agar.</li>
	<li>Sumerja el agar en 20 mL de 1 x de tampón fosfato salino (PBS) y desplazar suavemente los huevos del manzana-agar con un pincel fino. Suspendido en PBS, transferir los huevos a un tubo de centrífuga de 50 mL y deje por 5 min para que los huevos se hunden al fondo. Nota: La mayoría de huevos se encuentran en el borde exterior del agar.</li>
	<li>Retirar cortando la parte inferior 4 mm de una punta de pipeta filtrada de p1000 y utilice la punta de la pipeta para extraer 1 mL de solución, de la parte inferior del tubo de centrífuga de 50 mL. Transferir esto a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL y déjela resolver. Nota: Cuando uso huevos, liberación de presión el émbolo es más eficiente que un lanzamiento suave.</li>
	<li>Retirar cortando la parte inferior 4 mm de la punta de una pipeta filtrada de p20. Establece la pipeta en un volumen deseado y sacar de la parte inferior del tubo de microcentrífuga. Nota: Con la práctica, un volumen de 5 μl contiene aproximadamente 100 huevos.</li>
	<li>Servir los huevos recogidos en los alimentos y dejarlos para la cantidad de tiempo requerida.</li>
</ol>3. bacteriana cultura
<ol><li>Para crecer culturas entomophila p. y p. aeruginosa , inocular 10 mL de caldo Luria-Bertani (LB) con 100 μl de un caldo bacteriano congelado a 30 ° C (p. entomophila) y 37 ° C (p. aeruginosa), respectivamente. Agite a 150 rpm durante la noche. Asegúrese de que la cultura bacteriana alcanza la fase de saturación.</li>
	<li>Para las bacterias utilizadas para inocular las moscas están en la fase exponencial y replica rápidamente, inoculan el cultivo durante la noche en una nueva subcultura, de un volumen deseado, a la mañana siguiente. Asegúrese de que el inóculo previa es 10% del volumen total de la cultura de la subcultura. Nota: La infección Oral requiere alta. Por lo tanto es necesario cultivar un volumen importante de cultivo bacteriano para que suficiente cultura de inoculación puede ser producida por la dosis deseada y el tamaño experimental. Calcular cuánto subcultivo es necesaria para producir las dosis infecciosas requeridas usando la ecuación MsVs = MV, donde M representa una cultura de densidad óptica medida a 600 nm (OD600) valor y V representa la volumen. Letras subíndices se refieren a si la cultura se utiliza como una subcultura (s) o una dosis infecciosa (i).</li>
	<li>Crecer este subcultivo en un erlenmeyer de 2 L en un volumen tal que la superficie del subcultivo (a más) justo por encima el principio de la cuesta del frasco. No llene por encima de esta marca como que impida el crecimiento de bacterias.</li>
	<li>Asegúrese de que las bacterias en esta subcultura son en la fase de crecimiento exponencial mediante la medición de OD cada 30 minutos. Nota: Esto ocurre después de 3 a 5 h, donde la subcultura alcanza un OD600 entre 0.6 – 0.8.</li>
	<li>Verter volúmenes iguales de esta subcultura a través de 50 mL tubos de centrífuga y centrifugar el subcultivo a 2.500 x g durante 15 min a 4 ° C para que sedimenten las bacterias. Una vez peleteado, retire y luego girar el sobrenadante nuevamente en las condiciones anteriores para confirmar la eliminación de la mayoría de las bacterias. Nota: Una pelotilla del tamaño insignificante (menor de 1 mm de altura) lo confirma.</li>
	<li>Combinar los pellets bacterianos de los tubos separados por volver a los suspende en 5 mL de sobrenadante de la subcultura y recombinación de estas soluciones en un tubo único 50 mL. Esta cultura concentrada a 2.500 x g durante 15 min a 4 ° C para que sedimenten las bacterias de la vuelta.</li>
	<li>Quite el sobrenadante y Resuspenda el precipitado final de bacterias en solución de agua de 5% de sacarosa. Compruebe el OD y ajuste a la dosis infecciosa deseada (OD600 = 100 para p. entomophila8 y OD600 = 25 para p. aeruginosa16,28), al volver a suspender los pellets en 5% solución de sacarosa agua el volumen requerido. Nota: La cantidad de solución al 5% sacarosa agua a añadir se puede calcular usando la ecuación en el paso 3.2.1 (sV Ms = MV).</li>
</ol>4. por vía oral infectando moscas
<ol><li>Para asegurar que la infección oral, mueren de hambre las moscas para 2 – 4 h antes de la exposición a las bacterias mediante la transferencia de las moscas a frascos de agar estándar (triple 1 L agua destilada H2O, agar 20 g, 84 g de azúcar morena, agente antihongos de Tegosept 7 mL).</li>
	<li>Prepare frascos de infección mientras que moscas son ser muerto de hambre. Hacer un frasco de infección por Pseudomonas por Pipetear 500 μl del agar azúcar estándar en la tapa de un tubo de muestra de 7 mL y dejar que se seque. Colocar un disco de papel de filtro en la tapa y Pipetear 100 μl de cultivo bacteriano directamente sobre el disco del filtro. Para control de infecciones causadas, reemplazar el cultivo bacteriano con el mismo volumen de solución al 5% sacarosa agua en el papel de filtro.</li>
	<li>Añadir solo vuela al tubo de muestras y deje durante 18 – 24 h.</li>
	<li>Para confirmar la infección oral, primero superficie-esterilizar las moscas inmediatamente después de la exposición bacteriana, colocándolos en 100 μl de etanol al 70% para 20-30 s. eliminar el etanol y añadir 100 μl de triple destilada agua de 20 – 30 s antes de quitar el agua. Añada 100 μl de PBS 1 x y homogeneizar la mosca.</li>
	<li>Transferir el homogeneizado a la fila superior de una placa de 96 pocillos y agregar 90 μl de 1 x PBS a cada pocillo por debajo.</li>
	<li>Diluir en serie esta muestra para distinguir los valores de un rango de UFC. Tomar 10 μl del homogeneizado en el pozo superior y añadir esto a la muy por debajo. Repita este paso con la segunda, transferir 10 μL en la tercera y así sucesivamente, para tantas diluciones seriadas según sea necesario. Nota: Es importante que se utilicen puntas de pipeta nueva para cada conjunto de diluciones.</li>
	<li>Las diluciones seriadas en una placa de agar nutritivo LB en gotas de 5 μl, para asegurar que todas las gotas permanecen discretas de la placa.</li>
	<li>Incubar las placas de LB Agar durante la noche a 30 ° C y 37 ° C para p. entomophila y p. aeruginosa, respectivamente y la cuenta de unidades formadoras de colonias visibles. Nota: Mientras que microbios del intestino de Drosophila requieren condiciones distintas del crecimiento anaerobio, puede utilizarse medio selectivo, por ejemplo Pseudomonas aislamiento mediano (PIM), para asegurarse de que se cuenta sólo UFC de Pseudomonas .</li>
	<li>Calcular el número de unidades formadoras de colonias por mosca contando el número de colonias presentes en la dilución serial donde 10 – 60 UFC es claramente visibles. Luego multiplicar por el factor de dilución para calcular el número de bacterias por mosca.</li>
	<li>Realizar el análisis estadístico. En caso necesario, transformar las unidades formadoras de colonias por volar a una distribución normal. Para ello, la transformación log. Una vez transformado, utilizar modelos lineales generalizados (GLMs)30,31,32 para comprobar qué grupos de tratamiento diferencian en unidades formadoras de colonias por mosca (usando paquetes de software estadístico comúnmente disponibles como R33). Nota: El homogeneizado mosca restante puede utilizarse para medir la expresión génica a través del análisis de cuantitativo transcripción reversa PCR (RT-qPCR). Fijar el homogeneizado en 50 μl de reactivo de aislamiento de RNA, extracto de RNA y cuantificar títulos específicos gene inmune por RT-qPCR (ver p. ej., Gupta y Vale16 para un protocolo detallado). La expresión de las transcripciones del gene inmune específica debe ser normalizada a los niveles de transcripción de un gen de la limpieza (es decir, rp49) y expresada como un pliegue de cambio en relación con el control de moscas utilizando el método de 2−ΔΔCt 31, 32,33,34.</li>
</ol>5. grabación supervivencia después de la infección
<ol><li>Infectan por vía oral como se describe en el paso 4.2 moscas.</li>
	<li>Transfiera los infectados o moscas control de sus frascos respectivos infección en norma Lewis los frascos y guardar en una incubadora a 25 ° C en un 12 h:12 h luz / oscuridad (o ciclo deseado condiciones). Mantener moscas hasta que estén muertos.</li>
	<li>Contar el número de moscas vivos o muertos en cada frasco diariamente o tan a menudo como sea necesario.</li>
	<li>Transferir las moscas a viales nuevos cada 5 días para evitar las moscas quedarse atascadas en los alimentos.</li>
	<li>Presentar estos datos como curvas de supervivencia de Kaplan-Meier (KM) o media ± SE supervivencia proporcional parcelas. Para analizar el efecto de varios factores y sus respectivas interacciones con otros utilizar un paquete estadístico (por ejemplo, el paquete de "supervivencia" en R33) para ejecutar un análisis de supervivencia como el modelo de riesgos proporcionales de Cox35.</li>
</ol>6. medición de la carga bacteriana
<ol><li>En el momento deseado, transferir una sola mosca infectada a un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL estéril.</li>
	<li>Superficie de esterilizar las moscas como se describe en el paso 4.4.</li>
	<li>Homogeneizar la mosca y cuantificar la carga bacteriana utilizando el protocolo descrito en los pasos 4,5 – 4.10.</li>
</ol>7. medida del vertimiento bacteriana
<ol><li>Medir el desprendimiento junto con la carga interna.</li>
	<li>Después de la infección, transferencia solo vuela a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL con 50 μl de medio de Lewis para 24 h.</li>
	<li>Eliminar las moscas para la medición de la carga interna (ver paso 6) y lavar los tubos con 100 μl de PBS 1 x con un vórtex pesadamente para 3 s.</li>
	<li>Medir la UFC en este lavado placas de LB agar nutritivo utilizando el mismo protocolo como se describe en pasos 4.6 – 4.8.</li>
	<li>Después de la infección, transferencia solo vuela a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL con 50 μl de medio de Lewis para 24 h.</li>
	<li>Transferir las moscas a nuevos tubos de microcentrífuga con 50 μl de medio de Lewis para un lavado más de 24 h. los tubos contaminados con 100 μl de PBS 1 x con un vórtex pesadamente para 3 s.</li>
	<li>Medir la UFC en este lavado placas de LB agar nutritivo utilizando el mismo protocolo que se describe en pasos 4.6 – 4.8.</li>
	<li>Repita los pasos 7.2 y 7.3 y registro mortalidad mosca en cada transferencia.</li>
</ol>

<ol>
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Presentamos un protocolo para infectar confiablemente oral D. melanogaster con bacterias patógenas. Nos centramos en p. aeruginosa y p. entomophila, pero este protocolo puede ser fácilmente adaptado para permitir la infección de otras especies bacterianas, por ejemplo, Serratia marcescens7. Aspectos claves del presente Protocolo varían entre especies bacterianas. En consecuencia, la más eficiente dosis infectiva, virulencia correspondiente y host genotipo deben todos ser considerados e idealmente a prueba en estudios piloto. Exponiendo moscas a cultivos bacterianos de una gama de densidades ópticas y medir sus dosis infecciosa y la supervivencia es un punto de partida apropiado cuando se trabaja con nuevas especies bacterianas o líneas de mosca.
Pasos de protocolo tales como volar hambre antes de la alimentación y vuelva a suspensión bacteriana en solución de sacarosa al 5% son comunes en la infección oral y aumentar la confiabilidad de una infección bacteriana durante la exposición7,8, 9 , 10. sin embargo, es importante señalar que durante la exposición, moscas esencialmente viven en una superficie de cultivo bacteriano. En el proceso de caminar en esta cultura, bacterias que se metieran en la superficie de la mosca, sobre todo en la cutícula o alrededor de las cerdas24. Estas bacterias epicuticular, no reflejan una infección entérica éxito pero todavía se detectaría por la mosca de la homogeneización y el. Para reducir el riesgo de falsos positivos, es esencial a la superficie esterilizar moscas mediante inmersión en etanol al 70% para hasta 1 minuto.
Al considerar tasas de vertimiento bacterianas, la infección oral es esencial. El número de patógenos de que un host libera en el medio ambiente es a menudo difícil de medir y la carga interna se toma a menudo como un indicador de la severidad de la infección y por lo tanto transmisión26,27. Medición carga bacteriana junto con desprendimiento bacteriano permite un examen de la relación entre estos dos importantes componentes de gravedad y la propagación de la enfermedad38. Una limitación del método presentado es que ensayando la carga bacteriana interna de moscas requiere muestreo destructivo. Esto hace difícil investigar las tendencias longitudinales de crecimiento patógeno y la separación en el mismo individuo. Sin embargo, es posible superar esta limitación por cohortes de muestreo destructivo de los individuos en diferentes etapas de la infección, bajo el supuesto de que la carga microbio promedio en cada cohorte refleja la dinámica longitudinal del patógeno dentro de cualquier dado individuales. Bacteriana del vertimiento no padecen las mismas limitaciones, y ofrecemos ejemplos de cómo vertimiento se puede cuantificar en una muestra transversal y longitudinalmente para investigar cómo arrojar cambios dentro de un individuo en el tiempo.
Muchos rasgos del anfitrión y el patógeno conjuntamente determinan la propensión de un individuo para transmitir enfermedad25,26,39. Mientras que la significación de estos rasgos probablemente varía entre sistemas huésped-patógeno, vertimiento es probablemente un determinante de transmisión feco-oral. La capacidad para medir el desprendimiento bacteriano abre la oportunidad de probar esta hipótesis. Haber caracterizado dinámica huésped-patógeno en un panel deseado de líneas de mosca, experimentadores podrían oral infectar a individuos y colocarlos junto a los anfitriones no infectados, susceptibles durante sus períodos infecciosos. Estas moscas 'destinatarios' podrían ensayarse entonces para carga bacteriana interna en varios puntos del tiempo como una forma de medir directamente la transmisión.

La mosca de la fruta (también conocido como la mosca del vinagre), D. melanogaster, se ha utilizado extensivamente como un organismo modelo para la infección y la inmunidad contra una variedad de patógenos1,2. Este trabajo ha ofrecido ideas fundamentales sobre las consecuencias fisiológicas de la infección y también fue pionera en desentrañar las vías moleculares que subyacen la inmunorespuesta del anfitrión contra las infecciones bacterianas, micóticas y virales de parasitoide. Este conocimiento no sólo es útil para entender la respuesta inmune innata de insectos y otros invertebrados, pero porque muchos de los mecanismos inmunes están conservadas evolutivamente entre insectos y mamíferos, Drosophila ha estimulado también el descubrimiento principales mecanismos inmunes en los mamíferos, incluyendo seres humanos3.
Mayor parte del trabajo en Drosophila la infección y la inmunidad se ha centrado en las infecciones sistémicas, utilizando métodos de inoculación que patógenos directamente en el cuerpo del insecto por pinchazo o inyección4,5,6. La ventaja de estos métodos para permitir la entrega de una dosis infecciosa controlada es claro y apoyado por un gran cuerpo de trabajo sobre infecciones sistémicas. Sin embargo, muchos patógenos bacterianos naturales de D. melanogaster se adquieren a través de la alimentación en la descomposición de materia orgánica donde inmunocompetencia intestinal juega un papel importante en el host defensa7,8, 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15. experimentos que emplean infecciones sistémicas omitir estas defensas y, por lo tanto, proporcionan una imagen completamente diferente de cómo insectos montar defensas contra patógenos naturales. Esto es especialmente relevante si el objetivo del trabajo es poner a prueba predicciones acerca de la ecología y evolución de la infección, donde el uso de patógenos naturales y rutas de infección importante16,17. Trabajo reciente ha puesto de relieve cómo la ruta tomada por patógenos significativamente afecta enfermedad resultado18,19, provoca distintas vías inmune20,21, puede determinar el efecto protector de heredado de endosimbiontes16y puede incluso jugar un papel importante en la evolución de host defensas17.
Otra razón para emplear rutas orales de la infección es que permite la investigación de la variación en la transmisión de patógenos mediante la medición del vertimiento bacteriana durante la excreción fecal después de la infección oral22,23, 24. comprensión de las fuentes de heterogeneidad de host en la transmisión de la enfermedad es difícil en las poblaciones naturales25,26, pero componentes de transmisión, tales como patógeno del vertimiento, en laboratorio de control de medición condiciones ofrece una alternativa útil27. Bacterias alimentación de moscas y bacterias medición del vertimiento bajo una variedad de contextos genéticos y ambientales en condiciones experimentales controladas, es posible identificar fuentes de variación en la transmisión entre hosts.
Aquí, describimos un protocolo para la infección por vía oral de D. melanogaster con bacterias patógenas, y para cuantificar el crecimiento bacteriano y vertimiento sigue (figura 1). Describimos este protocolo en dos bacterias Pseudomonas : una cepa virulenta de lo patógeno oportunista p. aeruginosa (PA14) y una tensión menos virulenta de lo natural volar patógeno p. entomophila. Pseudomonas son bacterias Gram negativas comunes con un rango de hospederos amplio, infectar insectos, nematodos, plantas y vertebrados y se encuentran en entornos más4,6. Infección entérica de Drosophila por p. aeruginosa y p. entomophila resultados en patología a epitelio intestinal12,13,14,15, 28. Mientras nos centramos en estos dos patógenos bacterianos, los métodos descritos aquí pueden en principio aplicarse a cualquier patógeno bacteriano de interés con modificaciones menores. Después de la exposición oral, medimos supervivencia post-infección y medir la carga de microbios dentro de los moscas y microbios viables arrojan sobre el medio ambiente, expresado en colonias formando unidades (UFC). Por último, porque gut inmunocompetencia resulta de una combinación de la barrera epitelial y las respuestas humorales, medimos también la supervivencia de líneas de mosca donde se interrumpen estas defensas. En concreto, Drosocrystallin (Dcy) mutantes han demostrado anteriormente ser más susceptibles a la infección bacteriana oral debido a una matriz peritrophic empobrecido en la tripa29. También medimos la supervivencia en un mutante de Relish (Rel) que se ve impedida de producir péptidos antimicrobianos contra bacterias Gram-negativas por el IMD camino30.

<table><tbody><tr><td>Vials</td><td>Sarstedt Ltd.</td><td>58.490</td><td>Polystyrene flat base tube 75mm x 23.5mm, 23ml</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7002</td><td>Agar, ash 2.0-4.5%</td></tr><tr><td>Brown sugar</td><td>Bidvest</td><td>66032</td><td>Light brown soft sugar</td></tr><tr><td>Maize</td><td>Dove&#039;s Farm</td><td></td><td>Organic maize flour</td></tr><tr><td>Fermipan yeast</td><td>Bidvest</td><td>96360</td><td>Dry, instant yeast</td></tr><tr><td>Methyl-4-hydroxybenzoate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H5501</td><td>&gt;=99.0%, crystalline</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>84097</td><td>Sucrose BioUltra, for molecular biology, &gt;=99.5% (HPLC)</td></tr><tr><td>Petri dishes</td><td>Fisher Scientific UK Ltd.</td><td>15788517</td><td>X600 Petri Dish 90 X 16.2MM Sterile Triple Vent</td></tr><tr><td>Falcon tubes (50ml)</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>210261</td><td>Centrifuge tube, 50ml, skirted, bagged, sterile</td></tr><tr><td>Eppendorf tube (0.5ml)</td><td>Sarstedt Ltd.</td><td>72.699</td><td>Sarstedt Micro Tube Conical Base Push Cap 0.5ml Standard Neutral</td></tr><tr><td>Eppendorf tube (1.5ml)</td><td>Sarstedt Ltd.</td><td>72.690.001</td><td>Sarstedt Micro Tube Conical Base Push Cap 1.5ml Standard Neutral</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>VWR International Ltd.</td><td>20821.33</td><td>ETHANOL ABSOLUTE ANALAR NP ACS/R.PE - Analytical Grade</td></tr><tr><td>2 L Conical Flask</td><td>VWR International Ltd.</td><td>214-0038</td><td>Narrow neck, 2 L Erlenmeyer flask</td></tr><tr><td>Sterile filter paper</td><td>Fisher Scientific UK Ltd.</td><td>1001-020</td><td>Plain circle and sheets; Particle Retention: greater than11um; Filtration speed: 150 herzberg; Air flow: 10.5s/100mL/in2; Medium porosity; Smooth surface; Grade 1; Type: circle; Dia: 20mm</td></tr><tr><td>Bijou sample container</td><td>Fisher Scientific UK Ltd.</td><td>129A</td><td>7ml polystyrene sample container</td></tr><tr><td>Pseudomonas isolation agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>17208</td><td>Contains agar 13.6 g/L, magnesium chloride 1.4 g/L, peptic digest of animal tissue 20g/L, potassium sulfate 10g/L, triclosan 0.025g/L</td></tr><tr><td>LB broth, Miller</td><td>Fisher Scientific UK Ltd.</td><td>BP1426</td><td>Contains 10g tryptone, 5g yeast extract, 10g sodium chloride per litre</td></tr><tr><td>Large Embryo Collection Cages</td><td>Scientific Laboratory Supplies Ltd.</td><td>59-101</td><td>Flystuff- fits 100mm petri dish</td></tr><tr><td>TRI reagent solution</td><td>Life Technologies</td><td>AM9738</td><td></td></tr><tr><td>96-well microplate</td><td>Scientific Laboratory Supplies Ltd.</td><td>353072</td><td>Falcon 96 Well Clear Flat Bottom TC-Treated Polystyrene Cell Culture Microplate with Lid Sterile</td></tr><tr><td>Pestle</td><td>Fisher Scientific UK Ltd</td><td>12649595</td><td>Pestle, Presterilized; Axygen; Tissue grinder; Blue; Inert polypropylene construction; Fits 1.5 and 2.0mL centrifuge tubes; Individually wrapped; 100/Pk</td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Scientific Laboratory Supplies Ltd.</td><td>CHE2068</td><td>Glycerol A.R. 99.5% 2.5 L</td></tr><tr><td>Cotton wool- non absorbent</td><td>Cowens Ltd</td><td>ABL</td><td>Non Absorbent Large quantity 20 bags x 500</td></tr><tr><td>Cotton wool- absorbent</td><td>Cowens Ltd</td><td>ABS</td><td>BP small quantity 20 bags x 500</td></tr><tr><td>Vortex</td><td>Fisherbrand</td><td></td><td>Whirlimixer 75W 50-6-Hz 220-240V</td></tr><tr><td>Orbital incubator</td><td>Gallenkamp</td><td>INR-200-010V</td><td>220 V, 50 Hz, 5 A. Nominal temperature: 70&amp;ordm;C. Shaking frequency: 0...400 rpm.</td></tr><tr><td>Absorbance Microplate Reader</td><td>Biotek Instruments Ltd</td><td></td><td>ELx808&amp;trade; Absorbance Microplate Reader</td></tr><tr><td>Gen 5 Microplate Reader and Imager Software</td><td>Biotek Instruments Ltd</td><td></td><td>For Absorbance Microplate Reader</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td>392304</td><td>Allegra X-12R Benchtop Centrifuge, refridgerated 50Hz 230V</td></tr><tr><td>Step One Plus Real Time qPCR System</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>4376600</td><td>Applied biosystems Step One Plus real time qPCR system</td></tr><tr><td>Step One Software 2.3</td><td>Thermofisher Scientific</td><td></td><td>For Stepone and SteponePlus real time qPCR systems</td></tr><tr><td>R Statistical Software</td><td>https://cran.r-project.org/</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;micro;L pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>741015</td><td>Easlyload gilson-style. Graduated, clear, refill, 960 pcs</td></tr><tr><td>200 &amp;micro;L pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>741065</td><td>Easlyload gilson-style. Graduated, clear, refill, 960 pcs</td></tr><tr><td>1000 &amp;micro;L pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>741045</td><td>Easlyload gilson-style. Graduated, clear, refill, 960 pcs</td></tr><tr><td>20 &amp;micro;L filtered pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>774288</td><td>Filter tip gilson-style. Clear, rack blue, single packed, R/Dnase free, 10 racks of 96pcs</td></tr><tr><td>200 &amp;micro;L filtered pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>739288</td><td>Filter tip gilson-style. Clear, rack blue, single packed, R/Dnase free, 10 racks of 96pcs</td></tr><tr><td>1000 &amp;micro;L filtered pipette tips</td><td>Greiner Bio-one Inc</td><td>740288</td><td>Filter tip gilson-style. Clear, rack blue, single packed, R/Dnase free, 10 racks of 60pcs</td></tr></tbody></table>

oral bacterial infection and shedding in drosophila melanogaster

La mosca de la fruta Drosophila melanogaster es uno de los mejores sistemas de modelo desarrollado de infección e inmunidad innata. Mientras que la mayor parte del trabajo se ha centrado en las infecciones sistémicas, ha habido un reciente aumento de interés en los mecanismos de la inmunocompetencia del intestino a los patógenos, que requieren métodos para infectar por vía oral a moscas. Aquí presentamos un protocolo para exponer oralmente moscas individuales a un oportunista patógeno bacteriano (Pseudomonas aeruginosa) y un patógeno bacteriano natural de D. melanogaster (entomophila Pseudomonas). El objetivo de este protocolo es proporcionar un método robusto para exponer las moscas machos y hembras a estos patógenos. Proporcionamos resultados representativos que muestran fenotipos de supervivencia, cargas de microbio y bacterias del vertimiento, que es relevante para el estudio de la heterogeneidad en la transmisión de patógeno. Por último, confirmamos que Dcy mutantes (falta de la matriz de protección peritrophic en el epitelio intestinal) y salsa de mutantes (falta de una vía funcional de la deficiencia inmune (IMD)), muestran mayor susceptibilidad a infección bacteriana oral. Este protocolo, por lo tanto, describe un método robusto para infectar moscas utilizando la vía de infección, que puede ser extendida al estudio de una variedad genética y medio ambiente las fuentes de variación en los resultados de infección intestinal y transmisión bacteriana oral.

Aquí, presentamos resultados ilustrativos de experimentos donde D. melanogaster oral fue infectado con p. aeruginosa o p. entomophila. Figura 2 muestra la infección oral exitosa de moscas después de un período de exposición de 12 h o 24 h a cultivos bacterianos de OD600 = 25 y 100 para p. aeruginosa (figura 2A) y p. entomophila (figura 2B C), respectivamente. Figura 2B ilustra la importancia de una cultura más concentrada de p. entomophila, demostrado por el aumento en la carga bacteriana cuando moscas están expuestas a cultivos bacterianos de mayor densidad óptica. Moscas de Oregon R (OreR) masculinos y femeninos claro de infección de p. aeruginosa en la misma proporción (figura 3) y arrojan el mismo número de UFC de p. aeruginosa (Figura 4A). Cuando infectados con p. entomophila , sin embargo, moscas OreR de hombres y mujeres difieren en el número de caseta de bacterias, de manera que cambia con el tiempo (Figura 4B). Los machos y las hembras mueren por p. aeruginosa (figura 5A) y p. entomophila (figura 5B) a diferentes velocidades. También vemos que las mutantes de condimento (que carecen de una vía inmune funcional de IMD), de Dcy mutantes (que carecen de la matriz de protección peritrophic en el epitelio intestinal) muestran supervivencia disminuida después de p. aeruginosa p. entomophila y infección oral (figura 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57676/57676fig1.jpg"> Figura 1: Descripción esquemática de los protocolos para medir supervivencia, vertimiento y carga bacteriana interna después de la infección oral de Drosophila melanogasterde. Una ilustración de 3 experimentos posibles después de la infección oral de D. melanogaster. Medir la 'supervivencia' por transferencia solo vuela a frascos y registrando su vida infectado. Mida 'derramamiento' transfiriendo solo vuela a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL con 50 μl de medio de Lewis en la tapa. Después de 24 h en el tubo, quite el fly y vórtice del tubo con 100 μl de 1 x PBS. Retire y esta solución en agar nutritivo LB para calcular el desprendimiento bacteriano de la placa. Medir el derramamiento en la marcha misma longitudinalmente, por transferencia de moscas a frescos tubos con medio de Lewis en la tapa después de 24 h y lavado y galjanoplastia del tubo ahora contaminado. 'Carga interna' de la mosca puede medirse tomando un infectado mosca, superficie de esterilización lo y homogeneización antes finalmente de la galjanoplastia el homogeneizado en agar nutritivo LB. Esto puede realizarse después del vertimiento se ha medido para calcular cómo la 'carga interna' y correlato de vertimiento. La ilustración mosca utilizada en esta figura fue dibujada originalmente por B. Nuhanen36. Los autores han modificado para acompañar la curva de Kaplan-Meier de ejemplo que es tomada de Wikimedia Commons37. Otras ilustraciones son originales. <a href="/files/ftp_upload/57676/57676fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57676/57676fig2.jpg"> Figura 2: dosis infectiva de las bacterias después de la infección oral. (A) dosis infecciosas de macho y hembra Oregon-R vuela después de la exposición a una cultura de p. aeruginosa (OD600 = 25) de 12 h. Se calcularon la media y SE de 3 machos y 3 hembras. (B) dosis infecciosas de cruzada tipo salvaje las hembras después de la exposición a uno de cuatro culturas p. entomophila (OD600 = 100, 75, 50 y 25) o control solución sacarosa al 5% durante 24 h. La diferencia estadística de (F3,76 = 18.567, p < 0.001) en la dosis infecciosa entre los tratamientos de exposición se denota por letras diferentes sobre las barras. Los medios se calcularon a partir 5 moscas para el OD600 = 0 dosis y 18-20 para todas las otras dosis. (C) la dosis infecciosa de macho y hembra Oregon-R vuela después de la exposición a la cultura de p. entomophila (OD600 = 100) durante 24 h. Se calcularon la media y SE de 20 machos y 20 hembras. <a href="/files/ftp_upload/57676/57676fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57676/57676fig3.jpg"> Figura 3: Carga interna de p. aeruginosa en moscas después de la infección oral. Media ± SE carga bacteriana de macho y hembra Oregon-R vuela después de la infección oral con p. aeruginosa (OD600 = 25) hasta la infección después de 168 h. De 3 individuos se calculan la media y SE de cada momento. Carga bacteriana interna de la mosca cambia significativamente con el tiempo (p < 0,001). <a href="/files/ftp_upload/57676/57676fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57676/57676fig4.jpg"> Figura 4: desprendimiento después de la infección bucal bacteriana. (A) p. aeruginosa arrojar por las moscas mismo utilizadas en la figura 3, hasta a la infección después de 120 h. Se calcularon la media y SE de 3 machos y 3 hembras. (B) p. entomophila derramada por hombre y mujer Oregon-R vuela después de la infección oral con p. entomophila (OD600 = 100) hasta la post-infección 120 h. Se calcularon la media y SE de 34 machos y 38 hembras. Para p. aeruginosa y p. entomophila, el número de unidades formadoras de colonias galpón por una mosca cambia significativamente con el tiempo (p < 0,001). <a href="/files/ftp_upload/57676/57676fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57676/57676fig5.jpg"> Figura 5: supervivencia de moscas después de la infección bucal bacteriana. Las curvas de supervivencia de Kaplan-Meier (KM) de (A) Oregon-R macho y la hembra vuela después de la infección oral con p. aeruginosa (OD600 = 25) o solución de sacarosa al 5%. Se calculó la curva de supervivencia KM 4 frascos de 20 moscas por grupo de tratamiento. (B) vuela OreR masculino y femenino después de la infección oral con p. entomophila (OD600 = 100). La curva de supervivencia de KM se calculó a partir 4 de solo control de moscas y moscas infectadas 34 para machos y hembras. (C) mutantes inmunes: Dcy (peritrophic Drosocrystallin mutante de matriz) y Rel (mutante de condimento-IMD), expuestos a p. entomophila (Pe), p. aeruginosa (Pa14) o una solución de sacarosa 5% de control. Todos los grupos infectados mueren mucho más rápido que el control de moscas (p < 0,001). <a href="/files/ftp_upload/57676/57676fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

Este protocolo describe métodos para exponer oralmente e infectar a la mosca de la fruta Drosophila melanogaster con bacterias patógenas y para medir el número de bacterias infecciosas caseta después de la infección intestinal. Además, describimos el efecto de mutantes inmunes mosca supervivencia después de la infección bacteriana oral.

Oral infección bacteriana y vertimiento en Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...

oral-bacterial-infection-and-shedding-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

11.5K vistas.  University of Edinburgh. Este protocolo describe métodos para exponer oralmente e infectar a la mosca de la fruta Drosophila melanogaster con bacterias patógenas y para medir el número de bacterias infecciosas caseta después de la infección intestinal. Además, describimos el efecto de mutantes inmunes mosca supervivencia después de la infección bacteriana oral.

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Wolbachia Bacterial Infection in Drosophila

My name is Voia Friedman. I am associate researcher at Princeton University. And today I'm going to tell you about a few protocols that I developed to trans infect, to I initially to isolate, to go back from the heli of infected flies, and later on help to inject the heli feed to unaffected flights.So basically, this is a very simple protocol to isolate him oly for basics. And you will use this device from, from mepo that contains a filter that goes on top of an E.So you basically needs to put you, we start from around a hundred flies. You anize the flies, you put them into the filter device, you can just use a funnel and that will add our other fit very easily on this device and wash it with 70%ethanol.You just take the, take the future away, you can throw away the ethanol, and then after three times your last wash you do with molecule water because you don't want have the bacteria from the, with traces of ethanol. Well, and then you just go to a new weapon door and, and then you spin down on a micro, real micro for two minutes And later on how you can inject that. He only feed do unaffected flies.So basically take a double stick tape and usually these double stick tapes have two side, one side is a sticker than the other. So leave the sticker side up because that's the side that you're gonna glue that flies on top of it. And basically you'll, the gas apparatus, if you have this light on top of it, you'll be no gas flow and the flies you wake up if they're on top of the slide.So you can just direct the flow, making a little hood, a little chamber using tape. Then you direct the gas over the flies. So then you put your, this light here with the tape and you, you have your flies.Stick the flies on the top of the tape, all of them the same orientation, and put their head towards the direction that you'll be bringing the needle from. Because then you can just over the, the wing, you make sure since they fly, you don't want to fly. If they woke up during the procedure, don't want them to go away.So make sure that you take a little tip and pressure against the, the, the wings of the fly on the tail. And it's okay if they wings get damaged. And when you get rid, when you take the flies up the injection, most likely they'll lose their wings anyway, so they'll survive.That can, that can be useful because you're not gonna lose the flies that, so he puts a mineral oil on the micrometer for the back of the needle, then the needle injection polar, and then the, you can just adjust the pressure to bring the material up to the tip of the needle. I, I did to inject Somewhere between 10 to 15 nanoliters, but as, as long, as long as I'm consistents. Okay, so one important detail there is a cushion of this experiment is that the, the fly, once the apply is being injected when you saw the needle needs to come as far as you can through the upper part of the abdomen.Because here, basically when the needle penetrates, you have a, a, a, a, a bigger space to go up and down. And basically if it's close, closer to the cuticle, it's less likely they're gonna penetrate vital organs in the flight. You, it is very likely unlikely that you're gonna punch a hole in your gut, for instance, if that is gonna kill the flight that you are performing the surgery.My name is Voia Friedman. I am associate researcher at Princeton University in the lab of Eric Hels. And today I would like to tell you about this protocol that you just saw, the demonstration.So this protocol was done because we wanted to prove that UBA is capable of crossing tissues. So UBA is one of the most successful intracellular paras on the face of the earth. Infects from 20 to 70%of insects and many particles.And also is, is very important in terms of human diseases because also infect nematodes that transmit diseases like river blindness or s and ssis. And so, and CCA is our obligatory endo in, in these worms. And there's a great, a very big interest in using CCA also as means to control parasitic diseases transmitter by mosquito and Danny and this and by mosquito such as malaria and dengue.So this, this, this protocol basically was developed to show that once CCA inside the abdominal cavity of a fly, they can cross tissues and reach the germ. So basically what you can see here is the oph of the drosophila ovary and go back once present in the he leaf it, it can cross a pink peronial. She that is around the ovary.And then they cross a muscle layer. And actually one of the first places that they, they go inside the ovary is the somatic stem cell image. And then they can reach the germline.And this bacteria is transmitted the same way that mitochondria is transmitted is through, is through the mother transmitted, through the mother cyop plants present in the egg. So of course they needs to be present into the germline. So that's why this protocol is developed.And this protocol is, can be very useful to basically traditionally the way that people would try to trans infect wbaa basically take wbaa and introduce a new insect species. It would be through doing micro injections into the, into the embryo. But those are much more complicated.And basically here we are just taking advantage of the o biology since they are capable to cross tissues and moving into the stem cell tissues from, they can pass to the, through to the germline. So that's make easier taking UBA from certain, from, from certain species of insects that are infected and they can be transmitted to uninfected species. Prob I think it's the injection itself.Basically you need to be careful to mobilize the fly as well as you can. We are using double sided stick tape and you need to penetrate the needle basically as close to the, as parallel to the fly as possible so you don't go to deep. And it's less likely that we're gonna kill the fly after they're performing the surgery.

Wolbachia Infección bacteriana en Drosophila

Investigación

Biología

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

La cría de la mosca de la fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Bajo axénicos y Condiciones gnotobióticos

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Biología del Desarrollo

Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the premier model organisms for studying the function and evolution of immune defense. Many aspects of innate immunity are conserved between insects and mammals, and since Drosophila can readily be genetically and experimentally manipulated, they are powerful for studying immune system function and the physiological consequences of disease. The procedure demonstrated here allows infection of flies by introduction of bacteria directly into the body cavity, bypassing epithelial barriers and more passive forms of defense and allowing focus on systemic infection. The procedure includes protocols for the measuring rates of host mortality, systemic pathogen load, and degree of induction of the host immune system. This infection procedure is inexpensive, robust and quantitatively repeatable, and can be used in studies of functional genetics, evolutionary life history, and physiology.

Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster

Drosophila melanogaster is an outstanding model organism for studying innate immune systems and the physiological consequences of infection and disease. This protocol describes how to deliver robust and quantitatively repeatable bacterial infections to D. melanogaster, and how to subsequently measure infection severity and quantify the host immune response.

La infección bacteriana sistémica y Defensa Inmune fenotipos en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the premier model organisms for studying the function and evolution of immune defense. Many aspects of ...

Inmunología e Infección

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the goal of this protocol is to develop a method to visualize the pathogen invasion in a specific immune compartment of flies, namely hemocytes. Using the method presented here, up to 3 &#215; 106 live hemocytes can be obtained from 200 Drosophila 3rd instar larvae in 30 min for ex vivo infection. Alternatively, hemocytes can be infected in vivo through injection of 3rd instar larvae followed by hemocyte extraction up to 24 h post-infection. These infected primary cells were fixed, stained, and imaged using confocal microscopy. Then, 3D representations were generated from the images to definitively show pathogen invasion. Additionally, high-quality RNA for qRT-PCR can be obtained for the detection of pathogen mRNA following infection, and sufficient protein can be extracted from these cells for Western blot analysis. Taken together, we present a method for definite reconciliation of pathogen invasion and confirmation of infection using bacterial and viral pathogen types and an efficient method for hemocyte extraction to obtain enough live hemocytes from Drosophila larvae for ex vivo and in vivo infection experiments.

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

This method demonstrates how to visualize pathogen invasion into insect cells with three-dimensional (3D) models. Hemocytes from Drosophila larvae were infected with viral or bacterial pathogens, either ex vivo or in vivo. Infected hemocytes were then fixed and stained for imaging with a confocal microscope and subsequent 3D cellular reconstruction.

Extracción de hemocitos de larvas de Drosophila melanogaster para infección microbiana y análisis

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the ...

Establishment of Viral Infection and Analysis of Host-Virus Interaction in Drosophila Melanogaster

Virus spreading is a major cause of epidemic diseases. Thus, understanding the interaction between the virus and the host is very important to extend our knowledge of prevention and treatment of viral infection. The fruit fly Drosophila melanogaster has proven to be one of the most efficient and productive model organisms to screen for antiviral factors and investigate virus-host interaction, due to powerful genetic tools and highly conserved innate immune signaling pathways. The procedure described here demonstrates a nano-injection method to establish viral infection and induce systemic antiviral responses in adult flies. The precise control of the viral injection dose in this method enables high experimental reproducibility. Protocols described in this study include the preparation of flies and the virus, the injection method, survival rate analysis, the virus load measurement, and an antiviral pathway assessment. The influence effects of viral infection by the flies' background were mentioned here. This infection method is easy to perform and quantitatively repeatable; it can be applied to screen for host/viral factors involved in virus-host interaction and to dissect the crosstalk between innate immune signaling and other biological pathways in response to viral infection.

Establishment of Viral Infection and Analysis of Host-Virus Interaction in Drosophila Melanogaster

This protocol describes how to establish viral infection in vivo in Drosophila melanogaster using the nano-injection method and basic techniques to analyze virus-host interaction.

Establecimiento de la infección Viral y análisis de la interacción huésped-Virus en Drosophila Melanogaster

Virus spreading is a major cause of epidemic diseases. Thus, understanding the interaction between the virus and the host is very important to extend our ...

Assessing the Cellular Immune Response of the Fruit Fly, Drosophila melanogaster, Using an In Vivo Phagocytosis Assay

In all animals, innate immunity provides an immediate and robust defense against a broad spectrum of pathogens. Humoral and cellular immune responses are the main branches of innate immunity, and many of the factors regulating these responses are evolutionarily conserved between invertebrates and mammals. Phagocytosis, the central component of cellular innate immunity, is carried out by specialized blood cells of the immune system. The fruit fly, Drosophila melanogaster, has emerged as a powerful genetic model to investigate the molecular mechanisms and physiological impacts of phagocytosis in whole animals. Here we demonstrate an injection-based in vivo phagocytosis assay to quantify the particle uptake and destruction by Drosophila blood cells, hemocytes. The procedure allows researchers to precisely control the particle concentration and dose, making it possible to obtain highly reproducible results in a short amount of time. The experiment is quantitative, easy to perform, and can be applied to screen for host factors that influence pathogen recognition, uptake, and clearance.

Assessing the Cellular Immune Response of the Fruit Fly, Drosophila melanogaster, Using an In Vivo Phagocytosis Assay

This protocol describes an in vivo phagocytosis assay in adult Drosophila melanogaster to quantify phagocyte recognition and clearance of microbial infections.

Evaluar el Cellular la respuesta inmune de la mosca de la fruta, Drosophila melanogasterutilizando un ensayo de fagocitosis en Vivo

In all animals, innate immunity provides an immediate and robust defense against a broad spectrum of pathogens. Humoral and cellular immune responses are ...

Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol

The use of unconventional models to study innate immunity and pathogen virulence provides a valuable alternative to mammalian models, which can be costly and raise ethical issues. Unconventional models are notoriously cheap, easy to handle and culture, and do not take much space. They are genetically amenable and possess complete genome sequences, and their use presents no ethical considerations. The fruit fly Drosophila melanogaster, for instance, has provided great insights into a variety of behavior, development, metabolism, and immunity research. More specifically, D. melanogaster adult flies and larvae possess several innate defense reactions that are shared with vertebrate animals. The mechanisms regulating immune responses have been mostly revealed through genetic and molecular studies in the D. melanogaster model. Here a novel larval injection technique is provided, which will further promote investigations of innate immune processes in D. melanogaster larvae and explore the pathogenesis of a wide range of microbial infections.

Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol

Drosophila melanogaster adult flies have been extensively utilized as model organisms to investigate the molecular mechanisms underlying host antimicrobial innate immune responses and microbial infection strategies. To promote the D. melanogaster larva stage as an additional or alternative model system, a larval injection technique is described.

Drosophila melanogaster Protocolo de inyección de larvas

The use of unconventional models to study innate immunity and pathogen virulence provides a valuable alternative to mammalian models, which can be costly ...

Infecting Flies with Bacterial Suspension Using a Nanoinjector

Source: Khalil, S. et al., <a href="https://app.jove.com/v/52613">Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160; (2015)
This video demonstrates the nano-injection of bacterial suspension into the fly body cavity, resulting in bacterial multiplication and infection. The fly&#39;s immune response clears some bacteria, while others escape immune clearance and survive within the host causing an infection.

Infección de moscas con suspensión bacteriana mediante un nanoinyector

Source: Khalil, S. et al., Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster.&#160;J. Vis. Exp.&#160; (2015)
This ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Immunology

Immune Response

Host-Pathogen Interaction

A Septic Pinprick Technique to Introduce Systemic Bacterial Infection in Flies

Source: Khalil, S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52613">Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster.</a> J. Vis. Exp. (2015)
This video demonstrates a technique to infect Drosophila by introducing a pathogenic bacteria directly into their body cavity. This method bypasses epithelial barriers and other passive defense mechanisms, allowing for the induction of systemic infection. Upon infection, the resulting immune response is assessed by monitoring fly mortality and performing downstream assays.

Una técnica de punción séptica para introducir una infección bacteriana sistémica en moscas

Source: Khalil, S., et al. Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (2015)
This video ...

Measuring E. coli Bacterial Load in Drosophila melanogaster following E. coli Infection

Source: Khalil, S., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52613">Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster.</a> J. Vis. Exp. &#160;(2015)
In this video, we demonstrate a technique for measuring the E. coli bacterial load after injecting E. coli into the thorax of Drosophila melanogaster.

Medición de la carga bacteriana de E. coli en Drosophila melanogaster después de una infección por E. coli

Source: Khalil, S., et al. Systemic Bacterial Infection and Immune Defense Phenotypes in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. &#160;(2015)
In this video, ...

Oral infección bacteriana y vertimiento en Drosophila melanogaster

Resumen

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