Name: the sleep nullifying apparatus: a highly efficient method of sleep depriving drosophila
Uploaded: 2020-12-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 6 s
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Este trabajo fue apoyado por las subvenciones de los NIH 5R01NS051305-14 y 5R01NS076980-08 a PJS.

1. Preparación experimental
<ol><li>Recolecte moscas a medida que eclosión en viales, separando las moscas macho y hembra. NOTA: Los experimentos de sueño se realizan comúnmente con moscas hembras. Es importante recolectar hembras vírgenes. Las hembras apareadas pondrán huevos que eclosionan en larvas complicando el análisis de los datos.</li>
	<li>Moscas domésticas de un solo sexo en grupos de <20. NOTA: La vivienda de moscas en un entorno socialmente enriquecido (grupos de >50) modula la unidad de sueño6,13 mediciones potencialmente confusas del sueño de rebote. Además, después del enriquecimiento social, el sueño disminuirá en unos pocos días6. Por lo tanto, el sueño basal no es estable, lo que complica el análisis del sueño de rebote. Mantener las moscas en grupos de <20 evita esta posible confusión.</li>
	<li>Mantenga las moscas en viales durante 3-5 días en un ambiente ligero y con humedad controlada. NOTA: La edad y la madurez de las moscas influyen fuertemente en el sueño. El sueño es alto en las moscas de un día de edad y se estabiliza a los 3-5 días de edad4. Las moscas se mantienen típicamente en un horario oscuro de 12 h: 12 h a un 50% de humedad.</li>
</ol>2. Preparación de tubos para la grabación del sueño
NOTA: El sueño se monitorea usando monitores de actividad locomotora. Un monitor puede contener 32 moscas alojadas individualmente en tubos de 5 mm de diámetro. Típicamente, los genotipos se analizan en grupos de 16 o 32 moscas.
<ol><li>Prepare un número apropiado de tubos con comida para moscas en un extremo. NOTA: Se sabe que la dieta y el metabolismo influyen en el sueño33,34, por lo tanto, es particularmente importante colocar moscas en el mismo alimento en el que fueron criadas.</li>
	<li>Selle el extremo de los tubos con cera. NOTA: La privación del sueño y el rebote es un experimento de cinco días, y la comida puede secarse si no se sella adecuadamente. En tubos debidamente sellados, los alimentos se pueden mantener durante 10 días o más. Por lo tanto, es fundamental asegurarse de que los extremos de los tubos estén bien sellados. Sin embargo, las moscas también pueden atascarse en la comida húmeda. Por lo tanto, ayuda a hacer tubos 1-2 días antes del inicio del experimento.</li>
	<li>Coloque individualmente las moscas de estela, que se comportan en tubos de vidrio de 65 mm de largo para la grabación del sueño con un aspirador y enchufe el extremo de los tubos con un tapón de espuma. NOTA: Las moscas nunca se vuelven a exponer a la anestesia con CO2 cuando se colocan moscas en tubos para registrar el sueño. El aspirador está hecho de tubos de goma con un extremo cubierto con gasa e insertado en una punta de pipeta de 1 ml.</li>
</ol>3. Grabación del sueño
<ol><li>Cargue moscas en tubos en monitores de actividad para monitorear el sueño. NOTA: El SNAP monitorea las rocas de ida y vuelta de -60 ° a + 60 ° cada ~ 10 s. Los monitores se mantienen a -60 ° durante ~ 5.9s; se necesitan ~ 2.9 s para que la bandeja que sostiene los monitores se mueva de -60 ° a + 60 ° y ~ 1 s para retroceder de + 60 ° a -60 °. La duración del ciclo se puede alterar según sea necesario ajustando el voltaje suministrado al motor.<ol>
<li>Tenga cuidado de asegurarse de que los tubos se coloquen en los monitores de actividad en la orientación correcta. En la orientación correcta, el extremo del tubo con comida está en la parte superior del SNAP para garantizar que las moscas no se empujen hacia la comida. Además, el extremo con la comida está en el lado del monitor con el conector de grabación del sueño. Esto permite que los monitores de actividad se orienten correctamente en el SNAP para una privación eficiente del sueño mientras se monitorea simultáneamente la actividad.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque monitores de actividad en la cámara de grabación para monitorear el sueño.</li>
	<li>Controle el sueño durante al menos dos días completos para estimar el sueño inicial. NOTA: El día en que las moscas se cargan en monitores de actividad generalmente se excluye como un día de adaptación para permitir que las moscas se adapten a ser alojadas en tubos. El sueño basal se registra durante al menos dos días completos (48 horas) a partir de la mañana siguiente al día en que se cargan las moscas.</li>
	<li>Guarde los recuentos de actividad locomotora de las moscas en contenedores de 1 minuto desde el momento de las luces en un día determinado hasta las luces del día anterior utilizando un software de registro de actividad (por ejemplo, de 8 AM a 8 AM).</li>
	<li>Calcule el sueño a partir de los datos de actividad locomotora con macros personalizadas utilizando 5 minutos de inactividad como umbral para un episodio de sueño35. NOTA: Una serie de métricas de sueño se calculan a partir de los recuentos de actividad locomotora. Estos incluyen el sueño en min/h durante 24 h, el tiempo total de sueño en 24 h, la duración media y máxima del sueño diurno y nocturno36.</li>
</ol>4. Privación del sueño y recuperación
<ol><li>Como las moscas pueden estar privadas de sueño durante períodos de tiempo variables (por ejemplo, 12 h, 24 h y 36 h) y el sueño de recuperación también se puede evaluar a varios intervalos (por ejemplo, 6 h, 12 h, 24 h y 48 h), determine la duración de la recuperación por necesidad experimental. La recuperación del sueño se puede visualizar utilizando una gráfica de ganancia/pérdida de sueño o examinando el porcentaje de sueño recuperado durante un intervalo predeterminado (por ejemplo, 6 h).</li>
	<li>Si el sueño es estable durante los dos días de referencia, en el tercer día, coloque monitores de actividad en el SNAP para la privación del sueño durante la noche. NOTA: Las moscas exhibirán un rebote de sueño robusto en un rango de tiempos de sueño8,32,37,38,pero el sueño debe ser estable para evaluar de manera confiable el sueño de rebote. El sueño es estable cuando la diferencia en el sueño entre los días basales es de ± 100 min.</li>
	<li>Asegúrese de que los monitores de actividad estén asegurados en su lugar con pines de soporte para monitores, cables de monitor enchufados y monitores orientados correctamente con el extremo con alimentos en la parte posterior y barreras de plástico en la parte delantera(Figura 1). NOTA: El SNAP está diseñado para que la leva gire una vez cada 10 s (Figura 1). El inserto de plástico restablece los tubos empujando los tubos hacia atrás cuando el aparato está en la posición "hacia arriba". El restablecimiento de los tubos es importante para garantizar que todos los tubos tengan el rango completo de movimiento al comienzo de cada ciclo.</li>
	<li>Desconecte los monitores de actividad y saque los monitores del SNAP inmediatamente después de encender las luces después de la privación del sueño durante la noche. NOTA: Es fundamental que se ponga fin a la privación del sueño, y las moscas se colocan en recuperación inmediatamente después de las luces encendidas después de 12 h de privación del sueño durante la noche. Incluso un retraso de 20-30 minutos en la colocación de moscas en la recuperación puede interferir con la extensión del sueño de rebote.</li>
	<li>Coloque las moscas en una cámara de grabación donde no serán molestadas durante dos días (48 h) para monitorear el sueño de recuperación. NOTA: Si la cámara de grabación se está utilizando para otros experimentos, se debe tener especial cuidado para evitar estimular las moscas en recuperación.</li>
	<li>Calcule la cantidad de sueño perdido. Para cada mosca individual, calcule la diferencia horaria entre el sueño obtenido durante la privación del sueño y la hora correspondiente durante la línea de base; sumar las diferencias horarias para calcular el sueño total perdido.</li>
	<li>Calcula la cantidad de sueño recuperado. Para cada mosca individual, calcule la diferencia horaria entre el sueño obtenido durante la recuperación y la hora correspondiente durante la línea de base; sumar las diferencias horarias para calcular el sueño total ganado. NOTA: Si una mosca está realmente privada de sueño es empírico. Por lo tanto, el experimentador debe examinar el porcentaje de sueño perdido. Si la mosca no ha perdido una cantidad suficiente de sueño, puede excluirse del análisis. Aunque esto podría ser necesario para otros enfoques de privación del sueño, rara vez o nunca se requiere para el SNAP. Más comúnmente, el sueño puede no ser estable en una mosca dada antes del inicio de la privación del sueño. Si el sueño no es estable, no se puede calcular la homeostasis. Aceptamos una diferencia máxima de ± 100 min de sueño calculada antes del inicio de la privación del sueño como candidatos para la inclusión. En ocasiones, el sueño de una mosca individual se distribuye de manera desigual a lo largo del día de 24 horas (por ejemplo, algunos individuos pueden obtener el 60-70% de su cuota de sueño durante el día y, por lo tanto, solo pierden una pequeña proporción de su cuota de sueño de 24 horas cuando se les priva durante 12 horas por la noche). Estas moscas se pueden evaluar por separado.</li>
	<li>Calcular el porcentaje medio de sueño recuperado (en relación con el valor basal) durante 12 h, 24 h y 48 h del período de recuperación para cada genotipo.</li>
	<li>A partir de los datos de sueño, calcule la duración promedio y máxima del sueño diurno en la línea de base y los días de recuperación para cada genotipo. NOTA: El sueño de rebote en las moscas se caracteriza por un aumento de la cantidad de sueño y una mayor profundidad del sueño en los días de recuperación. La consolidación del sueño se utiliza como medida de la profundidad del sueño. Los umbrales de excitación también podrían usarse como una medida de la profundidad del sueño.</li>
</ol>

<ol>
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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essentials+of+sleep+recordings+in+Drosophila:+moving+beyond+sleep+time.">Essentials of sleep recordings in Drosophila: moving beyond sleep time.</a> Methods Enzymol. 393, 759-772 (2005).</li><li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+sleep+regulatory+genes+using+a+Drosophila+model+of+insomnia.">Identifying sleep regulatory genes using a Drosophila model of insomnia.</a> Journal of Neuroscience. 29 (22), 7148-7157 (2009).</li><li>Bushey, D., Huber, R., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Hyperkinetic+mutants+have+reduced+sleep+and+impaired+memory.">Drosophila Hyperkinetic mutants have reduced sleep and impaired memory.</a> Journal of Neuroscience. 27 (20), 5384-5393 (2007).</li><li>Geissmann, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethoscopes:+An+open+platform+for+high-throughput+ethomics.">Ethoscopes: An open platform for high-throughput ethomics.</a> PLOS Biology. 15 (10), 2003026 (2017).</li><li>Faville, R., Kottler, B., Goodhill, G. J., Shaw, P. J., van Swinderen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+deeply+does+your+mutant+sleep?+Probing+arousal+to+better+understand+sleep+defects+in+Drosophila.">How deeply does your mutant sleep? Probing arousal to better understand sleep defects in Drosophila.</a> Scientific Reports. 5, 8454 (2015).</li><li>Huber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+homeostasis+in+Drosophila+melanogaster.">Sleep homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Sleep. 27 (4), 628-639 (2004).</li><li>Klose, M., Shaw, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-drive+reprograms+clock+neuronal+identity+through+CREB-binding+protein+induced+PDFR+expression.">Sleep-drive reprograms clock neuronal identity through CREB-binding protein induced PDFR expression.</a> bioRxiv. , (2019).</li><li>Dissel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+restores+behavioral+plasticity+to+Drosophila+mutants.">Sleep restores behavioral plasticity to Drosophila mutants.</a> Current Biology. 25 (10), 1270-1281 (2015).</li><li>Gerstner, J. R., Vanderheyden, W. M., Shaw, P. J., Landry, C. F., Yin, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty-acid+binding+proteins+modulate+sleep+and+enhance+long-term+memory+consolidation+in+Drosophila.">Fatty-acid binding proteins modulate sleep and enhance long-term memory consolidation in Drosophila.</a> PLoS One. 6 (1), 15890 (2011).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El sueño en Drosophila se caracterizó de forma independiente en 2000, por dos grupos4,5. En estos estudios pioneros, las moscas se vieron privadas del sueño por un manejo suave (es decir, privación de la mano) y se demostró que exhiben una respuesta homeostática robusta a la privación del sueño durante la noche. Es importante destacar que con cualquier experimento de privación del sueño es crucial controlar los posibles efectos de confusión de...

El sueño es casi universal en los animales, sin embargo, su función sigue sin estar clara. La homeostasis del sueño, el aumento compensatorio del sueño después de la privación del sueño, es una propiedad definitoria del sueño, que se ha utilizado para caracterizar los estados de sueño en un número de animales1,2,3,4,5.
El sueño en la mosca tiene muchas similitudes con el sueño humano, incluida una respuesta homeostática robusta a la pérdida de sueño4,5. Numerosos estudios sobre el sueño en la mosca han utilizado la privación del sueño tanto para inferir la función del sueño al examinar las consecuencias adversas que se derivan de la vigilia prolongada, como para comprender la regulación del sueño mediante la determinación de los mecanismos neurobiológicos que controlan la regulación homeostática del sueño. Así, se demostró que las moscas privadas de sueño exhiben deficiencias en el aprendizaje y la memoria6,7,8,9,10,11, 12,plasticidad estructural13,14,15,atención visual16,recuperación de una lesión neuronal17,18,apareamiento y comportamientos agresivos19, 20, proliferación celular21, y respuestas al estrés oxidativo22,23 por nombrar algunos. Además, las investigaciones sobre los mecanismos neurobiológicos que controlan el sueño de rebote han arrojado información crítica sobre la maquinaria neuronal que constituye el homeostato del sueño8,9,23,24,25,26,27,28,29 . Finalmente, además de revelar información fundamental sobre la función del sueño en animales sanos, los estudios de privación del sueño también han informado sobre la función del sueño en estados enfermos30,31.
Si bien la privación del sueño es innegablemente una herramienta poderosa, con cualquier experimento de privación del sueño, es importante distinguir los fenotipos que resultan de la vigilia prolongada, de los inducidos por el estímulo utilizado para mantener al animal despierto. La privación del sueño por privación de la mano o manejo suave, generalmente se considera que establece el estándar para la privación del sueño mínimamente perturbadora. Aquí describimos un protocolo para privar del sueño a las moscas utilizando el Aparato de Anulación del Sueño (SNAP). El SNAP es un dispositivo que entrega un estímulo mecánico a las moscas cada 10 s, manteniendo a las moscas despiertas mediante la inducción de geotaxis negativas(Figura 1). El SNAP priva eficientemente a las moscas del >98% del sueño nocturno, incluso en moscas con alto nivel de sueño8,32. El SNAP ha sido calibrado en moscas sensibles a la explosión, la agitación de las moscas en el SNAP no daña a las moscas; la privación del sueño con el SNAP induce un rebote comparable al obtenido por la privación de la mano7. El SNAP es, por lo tanto, un método robusto para privar del sueño a las moscas mientras controla los efectos del estímulo excitante.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Locomotor activity tubes&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fisher Tissue Prep Wax</td><td>Thermo Fisher</td><td>13404-122</td><td>Wax used for sealing tubes</td></tr><tr><td>Glass tubes</td><td>Wale Apparatus</td><td>244050</td><td>We cut 5mm diameter Pyrex glass&amp;nbsp;tubes into 65mm long tubes&amp;nbsp;to record sleep. Pre-cut tubes&amp;nbsp;can also be purchased.</td></tr><tr><td>Nutri Fly Bloomington Formulation fly food</td><td>Genesee Scientific</td><td>66-113</td><td>Labs might use their own fly food recipe. It is important that sleep be recorded on the same food that flies were reared in.</td></tr><tr><td>Rotary glass cutting tool</td><td>Dremel Multi Pro</td><td>395</td><td>Used to cut 65mm long glass tubes&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Monitoring Sleep&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAM System and DAMFileScan software</td><td>Trikinetics</td><td></td><td>Software used to acquire data from DAM monitors and save the acquired data in an appropriate format</td></tr><tr><td>Data acquisition computer</td><td>Lenovo</td><td>Idea Centre AIO3</td><td>A equivalent computer from any manufacturer can substitute</td></tr><tr><td>Drosophila Activity Monitors</td><td>Trikinetics</td><td>DAM2</td><td>These monitors are used to record flies&#039; locomotor activity</td></tr><tr><td>Environment Monitor</td><td>Trikinetics</td><td>DEnM</td><td>Not essential, but an easy way to monitor environmental conditions in the chamber where sleep is recorded</td></tr><tr><td>Light Controller</td><td>Trikinetics</td><td>LC4</td><td>A convenient way to control the timing of when the SNAP is turned on and off</td></tr><tr><td>Power Supply Interface Unit for DAM</td><td>Trikinetics</td><td>PSIU-9</td><td>Required for data acquisition computers to record Trikinetics locomotor acitvity data</td></tr><tr><td>RJ11 connector</td><td>7001-64PC</td><td>Multicomp</td><td>DAM monitors accept RJ11 jacks</td></tr><tr><td>Splitters</td><td>Trikinetics</td><td>SPLT5</td><td>Used to connect upto 5 DAM monitors</td></tr><tr><td>Telephone cable wire</td><td>Radioshack</td><td>278-367</td><td>Phone cables to acquire data from DAM monitors</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sleep Deprivation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Power supply</td><td>Gw INSTEK</td><td>GPS-30300</td><td>Power supply for the SNAP</td></tr><tr><td>Sleep Nullifying Apparatus</td><td>Washington University School of Medicine machine shop</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

the sleep nullifying apparatus: a highly efficient method of sleep depriving drosophila

La homeostasis del sueño, el aumento del sueño observado después de la pérdida de sueño, es uno de los criterios definitorios utilizados para identificar el sueño en todo el reino animal. Como consecuencia, la privación del sueño y la restricción del sueño son herramientas poderosas que se utilizan comúnmente para proporcionar información sobre la función del sueño. Sin embargo, los experimentos de privación del sueño son inherentemente problemáticos en el momento en que el estímulo de privación en sí mismo puede ser la causa de los cambios observados en la fisiología y el comportamiento. En consecuencia, las técnicas exitosas de privación del sueño deben mantener a los animales despiertos e, idealmente, dar como resultado un rebote robusto del sueño sin inducir también una gran cantidad de consecuencias no deseadas. Aquí, describimos una técnica de privación del sueño para Drosophila melanogaster. El Aparato Anulador del Sueño (SNAP) administra un estímulo cada 10s para inducir geotaxis negativas. Aunque el estímulo es predecible, el SNAP previene eficazmente el sueño >95% de la noche, incluso en moscas con un alto impulso de sueño. Es importante destacar que la respuesta homeostática posterior es muy similar a la lograda mediante la privación de la mano. El tiempo y el espaciamiento de los estímulos se pueden modificar para minimizar la pérdida de sueño y, por lo tanto, examinar los efectos no específicos del estímulo en la fisiología y el comportamiento. El SNAP también se puede utilizar para la restricción del sueño y para evaluar los umbrales de excitación. El SNAP es una poderosa técnica de interrupción del sueño que se puede utilizar para comprender mejor la función del sueño.

Canton S (Cs) se utilizó como una cepa de tipo salvaje. Las moscas se mantuvieron en un horario de luz de 12 h: 12 h de oscuridad y se privó de sueño durante 12 horas durante la noche. La inspección de los perfiles de sueño de las moscas Cs en el día basal (bs), el día de privación del sueño (sd) y dos días de recuperación (rec1 y rec2)(Figura 2A)sugiere que las moscas fueron efectivamente privadas de sueño en el SNAP, y recuperaron el sueño dura...

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The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

La privación del sueño es una herramienta poderosa para investigar la función y regulación del sueño. Describimos un protocolo para privar del sueño a Drosophila utilizando el Aparato Anulador del Sueño, y para determinar el alcance del sueño de rebote inducido por la privación.

El aparato anulador del sueño: un método altamente eficiente de privación del sueño a Drosophila

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal ...

the-sleep-nullifying-apparatus-highly-efficient-method-sleep

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

3.3K vistas.  Washington University School of Medicine. La privación del sueño es una herramienta poderosa para investigar la función y regulación del sueño. Describimos un protocolo para privar del sueño a Drosophila utilizando el Aparato Anulador del Sueño, y para determinar el alcance del sueño de rebote inducido por la privación.

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Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Ensayo Actividad locomotora para el Estudio de los ritmos circadianos y del sueño en los parámetros Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Investigación

Neurociencias

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

Medición cuantitativa de la respuesta inmune y del sueño en<em&gt; Drosophila</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

Inmunología e Infección

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Combinar el análisis cuantitativo de la toma de comida y por la fuerza activando las neuronas para estudiar apetito en Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Comportamiento

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

Ensayo Preferencia luz para estudiar innata y circadiano Photobehavior Regulado de<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

The FlyBar: Administering Alcohol to Flies

Fruit flies (Drosophila melanogaster) are an established model for both alcohol research and circadian biology. Recently, we showed that the circadian clock modulates alcohol sensitivity, but not the formation of tolerance. Here, we describe our protocol in detail. Alcohol is administered to the flies using the FlyBar. In this setup, saturated alcohol vapor is mixed with humidified air in set proportions, and administered to the flies in four tubes simultaneously. Flies are reared under standardized conditions in order to minimize variation between the replicates. Three-day old flies of different genotypes or treatments are used for the experiments, preferably by matching flies of two different time points (e.g., CT 5 and CT 17) making direct comparisons possible. During the experiment, flies are exposed for 1 hr&#160;to the pre-determined percentage of alcohol vapor and the number of flies that exhibit the Loss of Righting reflex (LoRR) or sedation are counted every 5 min. The data can be analyzed using three different statistical approaches. The first is to determine the time at which 50% of the flies have lost their righting reflex and use an Analysis of the Variance (ANOVA) to determine whether significant differences exist between time points. The second is to determine the percentage flies that show LoRR after a specified number of minutes, followed by an ANOVA analysis. The last method is to analyze the whole times series using multivariate statistics. The protocol can also be used for non-circadian experiments or comparisons between genotypes.

Drosophila has emerged as a significant model system for dissecting the cellular and molecular underpinnings of behavioral responses to alcohol. Here we present a protocol for the collection of alcohol sensitivity data in a circadian context that can be easily applied to other experiments and is well-suited for undergraduate research.

La barra estabilizadora: Administración de Alcohol para moscas

Fruit flies (Drosophila melanogaster) are an established model for both alcohol research and circadian biology. Recently, we showed that the circadian ...

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human populations, the Drosophila model allows strict control over genetic background, and virtually unlimited numbers of individuals of the same genotype can be reared rapidly under well-controlled environmental conditions without regulatory restrictions and at relatively low cost. Flies exposed to ethanol undergo physiological and behavioral changes that resemble human alcohol intoxication, including loss of postural control, sedation, and development of tolerance. Here, we describe a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The assay is based on video recording of single flies introduced without anesthesia in 24-well cell culture plates in a set-up that enables synchronous initiation of alcohol exposure. The system enables a single person to collect individual ethanol sedation data on as many as 2,000 flies within an 8 h work period. The assay can, in principle, be extended to assess the effects of exposure to any volatile substance and applied to measure effects of acute toxicity of volatiles on other insects, including other fly species.

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Current methods to measure alcohol sensitivity in Drosophila are designed to test groups of flies. We present a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The method does not require specialized tools and can be performed in any laboratory using common materials.

Método de alto rendimiento para medir el tiempo de sedación del alcohol de la Drosophila melanogaster individual

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human ...

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Un sistema de imágenes ajustable de alta definición para estudios conductuales de adultos con Drosophila

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Avances en los tratamientos de los trastornos del sueño: un enfoque de detección basado en Drosophila

High-Throughput Small Molecule Drug Screening For Age-Related Sleep Disorders Using Drosophila melanogaster

Sleep, an essential component of health and overall well-being, often presents challenges for older individuals who frequently experience sleep disorders characterized by shortened sleep duration and fragmented patterns. These sleep disruptions also correlate with an increased risk of various illnesses in the elderly, including diabetes, cardiovascular diseases, and psychological disorders. Unfortunately, existing drugs for sleep disorders are associated with significant side effects such as cognitive impairment and addiction. Consequently, the development of new, safer, and more effective sleep disorder medications is urgently needed. However, the high cost and lengthy experimental duration of current drug screening methods remain limiting factors.
This protocol describes a cost-effective and high-throughput screening method that utilizes Drosophila melanogaster, a species with a highly conserved sleep regulation mechanism compared to mammals, making it an ideal model for studying sleep disorders in the elderly. By administering various small compounds to aged flies, we can assess their effects on sleep disorders. The sleep behaviors of these flies are recorded using an infrared monitoring device and analyzed with the open-source data package Sleep and Circadian Analysis MATLAB Program 2020 (SCAMP2020). This protocol offers a low-cost, reproducible, and efficient screening approach for sleep regulation. Fruit flies, due to their short life cycle, low husbandry cost, and ease of handling, serve as excellent subjects for this method. As an illustration, Reserpine, one of the tested drugs, demonstrated the ability to promote sleep duration in elderly flies, highlighting the effectiveness of this protocol.

Autor destacado: Superación de los desafíos en la medición del sueño de Drosophila utilizando el sistema DAM 

Presented is a protocol for high-throughput drug screening to improve sleep by monitoring the sleep behavior of fruit flies in an elderly Drosophila model.

Detección de fármacos de moléculas pequeñas de alto rendimiento para trastornos del sueño relacionados con la edad con Drosophila melanogaster

Sleep, an essential component of health and overall well-being, often presents challenges for older individuals who frequently experience sleep disorders ...

El aparato anulador del sueño: un método altamente eficiente de privación del sueño a Drosophila

Resumen

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Ensayo Actividad locomotora para el Estudio de los ritmos circadianos y del sueño en los parámetros Drosophila

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Detección de fármacos de moléculas pequeñas de alto rendimiento para trastornos del sueño relacionados con la edad con Drosophila melanogaster

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