El financiamiento para esta investigación fue proporcionado por el Programa de Premio de Neurociencia de la Universidad de Florida State College de Medicina y el apoyo del Departamento de Ciencias Biológicas de la FSU. Financiación adicional fue proporcionado por una subvención-en-Ayudas del Fondo de Investigación del Alcohol Beverage Fabricante.

1. Montaje de la barra estabilizadora Justificación y visión: El sistema está diseñado para administrar porcentajes controladas de vapor de alcohol a las moscas. Nota: La figura 1 presenta una visión esquemática de la barra estabilizadora puesta a punto, como se describe a continuación en tres etapas (montaje del flujo de aire, la configuración del alcohol y las botellas de agua, y el montaje de los viales de observación). En definitiva, un flujo de aire constante se divide en dos fracciones que se burbujea a través de alcohol y agua, respectivamente, se mezclan, y se administró a 4 viales de observación. <ol><li> Asamblea de la circulación de aire <ol><li> Conecte un pedazo corto de tubo de silicona flexible, ya sea la construcción de aire o un aireador de acuario para generar un flujo de aire constante y división usando conectores y. Conecte la primera rama en el regulador de caudal de aire que controla la cantidad total de aire a través del sistema (normalmente 1.000 ml / min durante 4 viales de observación). </li><li> Inserte un conector rápido en el segundo tubode manera que la corriente de aire se puede interrumpir en el comienzo del experimento sin afectar el flujo de aire calibrado. Añadir un conector en Y y conecte cada tubo de ramificación al regulador de flujo de aire. </li><li> Conecte la tubería a los reguladores de flujo de aire y luego conectar dos metros de flujo de aire. </li></ol></li><li> Puesta en marcha de las botellas de alcohol y agua <ol><li> Añadir tubo flexible a la salida de los medidores de flujo de aire e insertar un tubo delgado de vidrio (secciones de 1 ml pipetas de vidrio) con una curva de 90 ° en el extremo de cada tramo de tubo. Esto servirá como el flujo de aire de entrada en las botellas de agua y alcohol. </li><li> Coloque tapones de goma con 2 orificios a través de ellos en las botellas llenas con alcohol y agua. Mantenga ambas botellas a una temperatura de 2 º C constante superior a la temperatura del aire ambiente utilizando un baño de agua. En nuestros experimentos, la habitación del medio ambiente se mantiene a 25 ° C, mientras que el baño de agua es a 27 ° C. </li><li> Inserte la pipeta de vidrio directamente a la unaIR entrada a través del tapón de goma y se extienden en el líquido hasta aproximadamente 1 cm de la parte inferior de la botella. </li><li> Insertar una sección del codo de pipeta de vidrio en el orificio restante en el tapón de goma hasta el final del vidrio es al ras con la parte inferior del tapón dentro de la botella. Inserte esta salida de aire en otro tramo de tubería. </li><li> Reúne a las corrientes de aire usando conectores y y utilizar otra longitud de tubo de silicona para dirigir el flujo de aire a través de un frasco de mezcla vacío o botella con secciones de pipeta de vidrio dobladas insertados a través de un tapón de goma de dos agujeros. Utilice otro trozo de tubo de silicona para la corriente de aire de salida mixta. </li></ol></li><li> Asamblea de la Observación Vial <ol><li> Dividir la corriente de aire de salida que emerge de la mezcla matraz de 2-3x para obtener 4 o 8 corrientes más pequeñas de aire de modo que múltiples viales de observación pueden ser utilizados en cada experimento. Conecte el tubo de silicona flexible para los viales de observación. </li><li> Configure el observatien viales usando viales vacíos sellados con un tapón de caucho que contiene dos agujeros a través de tubos de vidrio que proporcionan una entrada y una salida para el vapor de alcohol. </li><li> Cubra el extremo del primer tubo de vidrio con una red y mantener la malla en su lugar con un pequeño trozo de tubo de plástico flexible. Inserte este tubo a través del primer agujero hasta que se extiende a aproximadamente la mitad de la longitud del vial. Si es necesario, use cinta de teflón para obtener un ajuste perfecto. </li><li> Inserte el segundo tubo de vidrio también con el final cubierto por la compensación hasta que esté alineada con el borde interior del tapón de goma. </li><li> Colocar los viales en posición horizontal sobre un trozo de papel blanco para maximizar el contraste con las moscas en condiciones de luz roja tenue. </li><li> Mezcle fracciones apropiadas de la corriente de aire burbujeado a través de alcohol y la corriente de aire burbujeado a través del agua. Vigilar la presión de aire de forma continua y hacer los ajustes necesarios para mantener la mezcla deseada de las corrientes de aire. Nota: El funcionamiento continuode varios ensayos Fly Bar en paralelo o incluso un solo ensayo en una habitación pequeña puede conducir a una acumulación apreciable de vapor de alcohol. Para evitar la liberación continua de vapor de alcohol que pueden potencialmente afectar el investigador en una habitación cerrada, un sistema adecuado debe ser puesto en el lugar que elimina adecuadamente vapor de alcohol generado durante el experimento. Para eliminar vapores de alcohol, conectar una pieza 6-12 pulgadas de tubo sobre el segundo tubo de vidrio que sobresale de cada vial, unirlos y dirigir a un sistema de embudo de vacío. Los investigadores también deben asegurarse de que la sala de pruebas experimental suficiente ventilación. </li></ol></li></ol> 2. Preparación de los animales de experimentación Justificación y visión general: la cultura adecuada y vivienda de las moscas serán reducir la variabilidad en los datos. Esto se logra a través de la estandarización y la minimización del estrés experimentado por las moscas. Por esa razón, sin anestesia (CO 2 o alternativas) se utiliza During cualquiera de las siguientes etapas del protocolo. Por otra parte, las moscas deben ser emparejados por edad a través de experimentos y puntos temporales para minimizar la variabilidad como es la norma para otros análisis del comportamiento, incluyendo el aprendizaje y la memoria experimentos 17. Diversa luz: condiciones de oscuridad se pueden usar para sondear la función del reloj circadiano en la respuesta de comportamiento a etanol. Para determinar si existe un ritmo diurno, los experimentos pueden llevarse a cabo bajo un ciclo LD definido para medir el rendimiento en específico Zeitgeber Times (ZT). ZT 0 representa amanecer y se define como el tiempo de luces en virtud de ciclos LD, mientras ZT 12 es las luces de tiempo se apagan con un ciclo LD 12:12 h. Bajo condiciones constantes, el tiempo circadiano (CT) mide el tiempo para el animal en ausencia de señales del medio ambiente, es decir, el tiempo de funcionamiento libre, y se relaciona con el ciclo de arrastre LD anterior. En silvestres de tipo Drosophila, CT refleja la ZT anterior durante los primeros díass en condiciones constantes el período circadiano de funcionamiento libre y ritmos son ~ 24 hr. Para medir la modulación circadiana y eliminar efectos de luz agudas sobre el comportamiento, las moscas son arrastradas a la luz: oscuridad ciclos y luego se transfirieron a condiciones de oscuridad constante (DD) antes de los experimentos. Experimentos circadianos se llevan a cabo en el segundo día de DD para medir el rendimiento en específico circadiano Times (CT). En Drosophila, luz continua (LL) condiciones dan lugar a la disfunción circadiana con oscilaciones moleculares humedecidas o suprimidos de los genes circadianos básicos y alteración de los ritmos circadianos de comportamiento como lo demuestra la actividad locomotora arrítmica 18-21 y la memoria arrítmica a corto plazo 17. El protocolo se ha optimizado para estudios circadianos y se puede simplificar para otros experimentos. Todos los experimentos se llevan a cabo utilizando circadianos tenue luz roja (luz roja sobrecarga ambiente &lt;1 lux en el banco superior, pequeñas luces de color rojo utilizado a los 12 centímetros de tubos~ 1 lux de luz). <ol><li> Traseras de las moscas a 25 ° C bajo 12:12 h luz: Condiciones de arrastre oscuros (LD). </li><li> Recoger las moscas recién eclosed al final del período de luz del día en el día 1 y almacenarlos durante 24 horas en condiciones de LD en la celebración de los viales que contienen una pequeña cantidad de alimentos altos de concentración de agar para minimizar la adherencia de los alimentos. Nota: Para garantizar moscas sanas, normalmente desarrolladas se recogen, sólo utilizar moscas recogidas en los primeros días después de la eclosión comienza en un frasco de cultivo. </li><li> Recoger lotes de aproximadamente 30 (25-35) moscas utilizando un aspirador en el día 2 hacia el final del período de luz, y la transferencia a viales de retención frescas. </li><li> Utilice una fuente de luz potente para dirigir las moscas hacia el fondo del vial. Dentro de este rango, el número exacto de moscas en cada vial no es crítica como observaciones de comportamiento se presentan en porcentajes con el número total de moscas contadas al final de cada experimento. </li><li> Mantener moscas en condiciones DD a 25 ° C FOr dos días. </li><li> En el día del experimento, colocar todas las moscas alojados en diferentes condiciones o incubadoras distintas de la sala de comportamiento experimental en la habitación durante al menos 1 h antes del experimento. Aclimatación reduce la variabilidad debido a los cambios de temperatura o humedad. </li><li> Hacer observaciones a los seis puntos de tiempo de un día (CT 1, 5, 9, 13, 17 y 21) con el fin de probar para la modulación del comportamiento circadiano. </li><li> Comparar múltiples puntos de tiempo dentro de un único conjunto de experimentos de comportamiento para aumentar la robustez del diseño experimental y minimizar la variabilidad específica a un solo experimento. Por ejemplo, las observaciones de la TC 1 y TC 13 se pueden obtener de forma simultánea si dos incubadoras con los horarios de luz-oscuridad opuestos se utilizan para el arrastre. Nota: El procedimiento anterior describe la preparación de los animales experimentales para los ensayos realizados en condiciones circadiano de oscuridad constante. Diversa luz: condiciones de oscuridad se pueden usar para sondear la función del relojen las respuestas de comportamiento a alcohol. Para determinar si existe un ritmo diurno de los experimentos pueden llevarse a cabo en virtud de un ciclo de LD para medir el rendimiento en específico Zeitgeber Times (ZT). Además, el protocolo puede ser utilizado con moscas criados en condiciones de luz constantes para las pruebas de experimentos disfunción circadiano. Para los protocolos alternativos que ponen a prueba las moscas alojados en condiciones de luz, ensayos de comportamiento aún deben realizarse en condiciones de oscuridad. Las moscas deben ser transferidos a la oscuridad durante 1 hora antes de la prueba para minimizar la variabilidad del comportamiento debido a los efectos agudos de la luz sobre el comportamiento. </li></ol> 3. Observaciones del Comportamiento Justificación y visión: El siguiente protocolo de administración de alcohol se ha optimizado para las observaciones bajo condiciones tenue luz roja. El Lorr dos medidas de comportamiento y sedación representan dos puntos distintos de embriaguez mosca. Lorr representa un punto tardío de embriaguez que incorpora la pérdida of motor y el control postural, mientras que las medidas de sedación un punto final muy tardía de la intoxicación. Genotipo o modulación circadiana pueden afectar a estas dos medidas en forma diferente; por lo tanto, se puede desear examinar tanto. En resumen, las moscas se cargan en los viales, el número de moscas que muestran LORR o sedación se anotó cada 5 min durante la exposición al vapor de alcohol, y el número total de moscas contadas al final del experimento. <ol><li> Antes de iniciar el experimento, ejecute el aire a través del sistema (aire burbujeó a través de botellas de agua y alcohol) durante al menos 10 min y utilizar ese tiempo para calibrar los flujos de aire. </li><li> Desconecte la liberación rápida para detener el flujo de aire. Cargue las moscas en los viales, y vuelva a conectar el flujo de aire e iniciar los temporizadores. Nota: Si las moscas que no responden o moscas muertas se quedan en los viales de retención, esto podría ser indicativo de las condiciones de estrés. En general, estas condiciones se pueden aliviar por la vivienda menos moscas en los viales que sostienen o la disminución de la pegajosidad de alimentos utilizando una ligeraly una concentración más alta de agar durante la preparación de alimentos. Para los análisis de comportamiento óptimo y mínima variabilidad entre los experimentos, las moscas deben estar sanos antes de los experimentos. </li><li> Para el tiempo exacto, use un temporizador para realizar un seguimiento del tiempo total de la exposición al alcohol y el uso de un segundo temporizador de cuenta hacia atrás para marcar los intervalos de 5 minutos. </li><li> Coloque un pedazo de papel blanco bajo los viales para aumentar el contraste y la visibilidad volar, especialmente en condiciones de luz roja tenue. </li><li> Compruebe el flujo de aire con regularidad durante un experimento para mantener niveles constantes. Generalmente, una vez que los flujos de aire se han estabilizado, que permanecen estables durante la duración del experimento. </li><li> Cuente el número de moscas que han perdido su reflejo corregir una vez cada 5 minutos durante un periodo de 1 hora. Como la sensibilidad de alcohol varía entre los genotipos y las bases genéticas, puede ser deseable para llevar a cabo evaluaciones más frecuentes o para llevar a cabo el experimento durante un período de tiempo más largo. </li><li> Levante la slightl vialy de la superficie, y dirigir la luz de una linterna de luz roja hacia el papel detrás del vial. Mantenga las linternas rojas de mano a una distancia de al menos 12 pulgadas al vial experimental para mantener los niveles de luz no mayores de 1 lux para todos los experimentos en condiciones de luz roja tenue. </li><li> Medir los niveles de luz usando un medidor de luz para establecer estándares para todos los experimentos. </li><li> Determinar el número de moscas que han perdido su reflejo corregir mediante la aplicación de un grifo firme para el vial y contar cuántas moscas no logran enderezarse dentro de aproximadamente 4 seg. Las moscas que muestran Lorr aún pueden mover sus patas y alas, pero no pueden convertirse en posición vertical. </li><li> Al final de la sesión, contar el número total de moscas en cada vial. Nota: En ocasiones, una sola mosca puede quedar atrapado entre el tapón y el lado de carga cuando vuela en los viales experimentales. Como esto se hace en la oscuridad, no puede ser observado fácilmente por lo que es necesario contar el total de entumecidoer de moscas en el final del experimento para calcular correctamente porcentajes. </li></ol> Además, este procedimiento también puede ser usado para medir la sedación de moscas, que representa un criterio de valoración del comportamiento diferente. Mientras las moscas sedados han perdido su reflejo derecha, sedación requiere una mayor exposición al alcohol. En cuanto al comportamiento, la sedación puede ser caracterizado por la falta total de actividad motora evidente con las moscas que queda inmóvil en el vial después de la firma aa grifo al vial. Para la sedación, cuente el número de moscas que permanecen inmóviles sin piernas agitando después de la entrega de un toque firme del vial. Además, el vial se puede enrollar un lado a otro para determinar si las moscas individuales todavía conservan su reflejo de agarrar. 4. Análisis de Datos <ol><li> Determinar la LORR porcentaje en cada tiempo de evaluación basado en el número total de moscas en cada vial. </li><li> Estimar las diferencias entre los puntos de tiempo circadiano o cepas de calculating de la LORR 50% para cada muestra, que cae dentro de la porción lineal de la curva sigmoide (Ver Figura 2 a continuación). </li><li> Estadísticas alternativos: <ol><li> Si están previstas comparaciones entre los genotipos, es deseable analizar todo el curso de tiempo usando medidas repetidas ANOVAand para determinar el rango de puntos de tiempo que las diferencias son significativas con pruebas post-hoc (Figura 3). Para estas pruebas, se prefiere usar una un valor de 0,001. Esto permite que las diferencias en los tiempos de exposición individuales que deben evaluarse así como las diferencias entre los genotipos en la pendiente de la curva. </li><li> Las diferencias en la sensibilidad para se pueden determinar para tiempos específicos de la exposición al alcohol de una respuesta particular, como la sedación de la porción lineal de la gráfica (Figura 4). </li><li> Las diferencias entre las cepas o los puntos de tiempo circadiano pueden estimarse utilizando estadísticas F estándar y pruebas post-hoc. </li></ol></li></ol>

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V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Current Biology. 19, 2126-2132 (2009).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addiction-like+behavior+in+Drosophila.">Addiction-like behavior in Drosophila.</a> Communicative &amp; Integrative Biology. 3, 357-359 (2010).</li><li>Rodan, A. R., Rothenfluh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+behavioral+alcohol+responses+in+Drosophila.">The genetics of behavioral alcohol responses in Drosophila.</a> International Review of Neurobiology. 91, 25-51 (2010).</li><li>Boothroyd, C. E., Young, M. W., Pfaff, D. W., Kieffer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+Biophysical+Mechanisms+of+Arousal,+Alertness,+and+Attention.">Molecular and Biophysical Mechanisms of Arousal, Alertness, and Attention.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1129, 350-357 (2008).</li><li>Nitabach, M. N., Taghert, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+the+Drosophila+circadian+control+circuit.">Organization of the Drosophila circadian control circuit.</a> Current Biology. 18, 84-93 (2008).</li><li>Sheeba, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+melanogaster+circadian+pacemaker+circuit.">The Drosophila melanogaster circadian pacemaker circuit.</a> J. Genet. 87, 485-493 (2008).</li><li>Cohan, F. M., Graf, J. -. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Latitudinal+cline+in+Drosophila+melanogaster+for+knockdown+resistance+to+ethanol+fumes+and+for+rates+of+response+to+selection+for+further+resistance.">Latitudinal cline in Drosophila melanogaster for knockdown resistance to ethanol fumes and for rates of response to selection for further resistance.</a> Evolution. , 278-293 (1985).</li><li>Moore, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+intoxication+in+Drosophila:+Genetic+and+pharmacological+evidence+for+regulation+by+the+cAMP+signaling+pathway.">Ethanol intoxication in Drosophila: Genetic and pharmacological evidence for regulation by the cAMP signaling pathway.</a> Cell. 93, 997-1007 (1998).</li><li>Berger, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+sensitivity+and+tolerance+in+long-term+memory+mutants+of+Drosophila+melanogaster.">Ethanol sensitivity and tolerance in long-term memory mutants of Drosophila melanogaster.</a> Alcohol Clin Exp Res. 32, 895-908 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+Genes+Differentially+Affect+Tolerance+to+Ethanol.">Circadian Genes Differentially Affect Tolerance to Ethanol.</a> in Drosophila. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. , (2013).</li><li>Bhandari, P., Kendler, K. S., Bettinger, J. C., Davies, A. G., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+assay+for+evoked+locomotor+behavior+in+Drosophila+reveals+a+role+for+integrins+in+ethanol+sensitivity+and+rapid+ethanol+tolerance.">An assay for evoked locomotor behavior in Drosophila reveals a role for integrins in ethanol sensitivity and rapid ethanol tolerance.</a> Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 33, 1794-1805 (2009).</li><li>Rothenfluh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+behavioral+responses+to+ethanol+are+regulated+by+alternate+RhoGAP18B+isoforms.">Distinct behavioral responses to ethanol are regulated by alternate RhoGAP18B isoforms.</a> Cell. 127, (1016).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Los costos del abuso de alcohol y alcoholismo para la sociedad es enorme, tanto en términos de costos humanos y económicos 29 30,31. Drosophila como modelo ofrece un sistema rápido y versátil de examinar rápidamente las respuestas de comportamiento de un gran número de personas y, como tal, se ha utilizado ampliamente para tanto el alcohol 5,7,32-34 y la investigación circadiano 35-37. Aquí, describimos un protocolo sencillo para la administr...

Drosophila melanogaster demuestran las respuestas conductuales bifásicos al alcohol 1 que son análogas a las respuestas humanas a este fármaco 2,3. Tras la exposición inicial a bajas concentraciones de alcohol, moscas exhiben mayor actividad locomotriz, sustituida por una falta de coordinación motora, la pérdida del control postural y corregir reflejos (pérdida del reflejo: Lorr) y sedación (falta completa de la actividad motora en respuesta a la estimulación mecánica) como la exposición al alcohol progresa 4-9. El reloj circadiano endógeno es un fuerte modulador de la sensibilidad al alcohol y la toxicidad como se ha observado en ratones, ratas 10,11 12, y los seres humanos 13. Los recientes avances en la investigación de Drosophila han demostrado que el reloj circadiano modula la sensibilidad de alcohol aguda, pero no alcohol tolerancia 1. Los poderosos enfoques genéticos disponibles en Drosophila mutantes a través de estudios y manipulaciones transgénicas de espacialy temporal de la expresión génica proporciona un sistema que permite un rápido avance en la identificación de los mecanismos celulares y moleculares subyacentes a los comportamientos complejos. El uso de Drosophila como herramienta de investigación ha permitido avances sustanciales en la comprensión de la neurobiología del alcohol que se pueden traducir rápidamente a los mamíferos 14-16. Con el fin de facilitar la comprensión de los mecanismos moleculares a través de la que el reloj circadiano modula la sensibilidad al alcohol y para medir de manera uniforme las respuestas de comportamiento a través de puntos de tiempo circadianos, un protocolo de administración de alcohol adecuada para su uso en condiciones de luz roja tenue se requiere. Para Drosophila, el alcohol puede ser administrado a través de la suplementación de alimentos para la exposición crónica o de forma fiable a través de la administración de alcohol en forma de vapor para las exposiciones agudas. Aquí se describe un protocolo de administración de alcohol adecuado para la evaluación de la modulación circadiana de la pérdida de los reflejos de recuperación (Lorr) 1, así comosedación. Las moscas son arrastradas con 12 hr: 12 hr LD ciclos a temperatura constante y luego transferidos a un régimen de luz controlada durante 2-5 días, dependiendo de la pregunta experimental. Las moscas se expusieron a vapor de etanol en un dispositivo conocido como la barra estabilizadora. En este dispositivo, cantidades controladas de aire se burbujeado a través de agua y alcohol; los vapores se mezclan entonces y se dirigen en una carcasa vial de las moscas. Cada 5 minutos, las moscas se califican para el número que no puede mostrar corregir reflejos o se han convertido en sedado. LORR porcentajes para cada punto de tiempo se calculan y se comparan entre puntos de tiempo circadianos o entre cepas de moscas. La simplicidad y la confiabilidad de la entrega de alcohol mediante el suministro de alcohol Flybar combinado con opciones de análisis de comportamiento proporciona un beneficio significativo para los experimentos circadianos realizados en condiciones oscuras.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="815">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Alcohol 190 proof</td>
			<td style="width:115px;">Various</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;"></td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Name of Material</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:296px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Aerator</td>
			<td style="width:115px;">Local pet store</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;">We use Whisper 60</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Silicone tubing 1/8&#8221;</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">408060-0030</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">120&#176; Y Connector</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">82017-256</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Quick disconnects</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">46600-048</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:285px;">Plastic tube clamps</td>
			<td style="width:115px;">Bell-art products</td>
			<td style="width:119px;">132250000</td>
			<td style="width:296px;">Either this or next</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Miniature Air Regulator</td>
			<td style="width:115px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:119px;">8727K11</td>
			<td style="width:296px;">Either this or previous</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Miniature Air Regulator Mounting Bracket</td>
			<td style="width:115px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:119px;">9891K66</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Gilmont size 12 flow meter</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">29895-242</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Tool clips</td>
			<td style="width:115px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:119px;">1722A43</td>
			<td style="width:296px;">To hold flow meters</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Vial</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">89092-722</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Rubber stopper with two holes</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">59585-186</td>
			<td style="width:296px;">Fits in vials</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">5 mm Pyrex Glass tubes</td>
			<td style="width:115px;">Trikinetics</td>
			<td style="width:119px;">PGT5x65</td>
			<td style="width:296px;">Fits best in previous stopper.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Teflon tape</td>
			<td style="width:115px;">Hardware store</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;">To achieve snug fit in stoppers if necessary</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Rubber stopper with two holes</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">59582-122</td>
			<td style="width:296px;">Fits our bottles</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Disposable glass pipets</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">53283-768</td>
			<td style="width:296px;">Cut to length and bend by heating</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Very fine nylon netting</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">Various</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">15 watt bulbs</td>
			<td style="width:115px;">Hardware store</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;">Overhead red light</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Photographic red safe light filters</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;">Overhead red light</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:285px;">Mini Flashlights with red filters</td>
			<td style="width:115px;">Mag-light</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the flybar: administering alcohol to flies

Moscas de la fruta (Drosophila melanogaster) son un modelo establecido para la investigación del alcohol y de la biología circadiana. Recientemente, se demostró que el reloj circadiano modula la sensibilidad al alcohol, pero no la formación de la tolerancia. Aquí se describe el protocolo en detalle. El alcohol se administró a las moscas usando la barra estabilizadora. En esta configuración, el vapor de alcohol saturado que se mezcla con aire humidificado en proporciones fijas, y se administró a las moscas en cuatro tubos de forma simultánea. Las moscas se crían en condiciones estandarizadas con el fin de minimizar la variación entre las repeticiones. Tres días de edad moscas de diferentes genotipos o tratamientos se utilizan para los experimentos, de preferencia, haciendo coincidir las moscas de dos puntos diferentes de tiempo (por ejemplo, CT 5 y CT 17) hacer comparaciones directas posible. Durante el experimento, las moscas están expuestos durante 1 hora con el porcentaje predeterminado de vapor de alcohol y el número de moscas que exhiben la pérdida del reflejo de enderezamiento (Lorr) o sedción se contabilizan cada 5 min. Los datos se pueden analizar usando tres enfoques estadísticos diferentes. La primera consiste en determinar el momento en el que el 50% de las moscas han perdido su reflejo de enderezamiento y utilizar un análisis de la varianza (ANOVA) para determinar si existen diferencias significativas entre los momentos. La segunda es determinar las moscas porcentuales que muestran Lorr después de un número especificado de minutos, seguido de un análisis de ANOVA. El último método es el de analizar la serie entera veces utilizando estadística multivariante. El protocolo también se puede utilizar para experimentos no circadianos o comparaciones entre los genotipos.

Modulación circadiano de alcohol de sensibilidad usando la LORR 50% como marcador. Un ejemplo representativo que muestra la modulación circadiano en la sensibilidad de alcohol durante el día se presenta en la Figura 2. LORR se midió a los seis puntos de tiempo durante el 2 º día de DD en Canton-S y el 50% LORR se determinó para cada punto de tiempo. El análisis mostró un efecto significativo de la hora del día (ANOVA: F 5,45 = 7,39, p...

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The FlyBar: Administering Alcohol to Flies

Drosophila ha surgido como un sistema modelo significativo para la disección de las bases celulares y moleculares de las respuestas de comportamiento al alcohol. Aquí se presenta un protocolo para la recogida de datos de sensibilidad de alcohol en un contexto circadiano que se puede aplicar fácilmente a otros experimentos y es muy adecuado para la investigación de pregrado.

La barra estabilizadora: Administración de Alcohol para moscas

Fruit flies (Drosophila melanogaster) are an established model for both alcohol research and circadian biology. Recently, we showed that the circadian ...

the-flybar-administering-alcohol-to-flies

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.6K vistas.  Florida State University.  Drosophila ha surgido como un sistema modelo significativo para la disección de las bases celulares y moleculares de las respuestas de comportamiento al alcohol. Aquí se presenta un protocolo para la recogida de datos de sensibilidad de alcohol en un contexto circadiano que se puede aplicar fácilmente a otros experimentos y es muy adecuado para la investigación de pregrado. 

Video: The FlyBar: Administering Alcohol to Flies

Assessment of Ultrasonic Vocalizations During Drug Self-administration in Rats

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and relapse. Various types of behavioral activity are commonly utilized as measures of drug motivation in animals. However, a crucial component of drug abuse relapse in abstinent cocaine users is "drug craving", which is difficult to model in animals, as it often occurs in the absence of overt behaviors. Yet, it is possible that a class of ultrasonic vocalizations (USVs) in rats may be a useful marker for affective responses to drug administration, drug anticipation and even drug craving. Rats vocalize in ultrasonic frequencies that serve as a communicatory function and express subjective emotional states. Several studies have shown that different call frequency ranges are associated with negative and positive emotional states. For instance, high frequency calls ("50-kHz") are associated with positive affect, whereas low frequency calls ("22-kHz") represent a negative emotional state. This article describes a procedure to assess rat USVs associated with daily cocaine self-administration. For this procedure, we utilized standard single-lever operant chambers housed within sound-attenuating boxes for cocaine self-administration sessions and utilized ultrasonic microphones, multi-channel recording hardware and specialized software programs to detect and analyze USVs. USVs measurements reflect emotionality of rats before, during and after drug availability and can be correlated with commonly assessed drug self-administration behavioral data such lever responses, inter-response intervals and locomotor activity. Since USVs can be assessed during intervals prior to drug availability (e.g., anticipatory USVs) and during drug extinction trials, changes in affect associated with drug anticipation and drug abstinence can also be determined. In addition, determining USV changes over the course of short- and long-term drug exposure can provide a more detailed interpretation of drug exposure effects on affective functioning.

Drug self-administration and ultrasonic vocalizations (USV) are used as behavioral assessments in animal research, but rarely in combination. The purpose of this article is to describe the advantages of recording USVs during drug self-administration procedures to assess affective responses to drug experience.

Evaluación de las vocalizaciones de ultrasonidos durante autoadministración de drogas en ratas

Drug self-administration procedures are commonly used to study behavioral and neurochemical changes associated with human drug abuse, addiction and ...

Investigación

Neurociencias

A Simple Way to Measure Ethanol Sensitivity in Flies

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain is correlated with that strain s ethanol preference, and therefore sedation is a highly relevant measure to study the genetics of alcohol responses and drinking. We demonstrate a simple way to expose flies to ethanol and measure its intoxicating effects. The assay we describe can determine acute sensitivity, as well as ethanol tolerance induced by repeat exposure. It does not require a technically involved setup, and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A simple assay to measure the sedating effects of ethanol on Drosophila flies, based on the loss of righting reflex, is described.

Una manera sencilla de medir la sensibilidad de etanol en las moscas

Low doses of ethanol cause flies to become hyperactive, while high doses are sedating. The sensitivity to ethanol-induced sedation of a given fly strain ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

Vibrodissociation de las neuronas del cerebro de roedores Rodajas para el Estudio de la transmisión sináptica y la imagen terminales presinápticos

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Experimental Methods for Testing the Effects of Neurotrophic Peptide, ADNF-9, Against Alcohol-induced Apoptosis during Pregnancy in C57BL/6 Mice

Experimental designs for investigating the effects of prenatal alcohol exposure during early embryonic stages in fetal brain growth are challenging. This is mostly due to the difficulty of microdissection of fetal brains and their sectioning for determination of apoptotic cells caused by prenatal exposure to alcohol. The experiments described here provide visualized techniques from mice breeding to the identification of cell death in fetal brain tissue. This study used C57BL/6 mice as the animal model for studying fetal alcohol exposure and the role of trophic peptide against alcohol-induced apoptosis. The breeding consists of a 2-hr matting window to determine the exact stage of embryonic age. An established fetal alcohol exposure model has been used in this study to determine the effects of prenatal alcohol exposure in fetal brains. This involves free access to alcohol or pair-fed liquid diets as the sole source of nutrients for the pregnant mice.
The techniques involving dissection of fetuses and microdissection of fetal brains are described carefully, since the latter can be challenging. Microdissection requires a stereomicroscope and ultra-fine forceps. Step-by-step procedures for dissecting the fetal brains are provided visually. The fetal brains are dissected from the base of the primordium olfactory bulb to the base of the metencephalon.
For investigating apoptosis, fetal brains are first embedded in gelatin using a peel-away mold to facilitate their sectioning with a vibratome apparatus. Fetal brains embedded and fixed in paraformaldehyde are easily sectioned, and the free floating sections can be mounted in superfrost plus slides for determination of apoptosis or cell death.
TUNEL (TdT-mediated dUTP Nick End Labeling; TdT: terminal deoxynucleotidyl transferase) assay has been used to identify cell death or apoptotic cells. It is noteworthy that apoptosis and cell-mediated cytotoxicity are characterized by DNA fragmentation. Thus, the visualized TUNEL-positive cells are indicative of cell death or apoptotic cells.
The experimental designs here provide information about the use of an established liquid diet for studying the effects of alcohol and the role of neurotrophic peptides during pregnancy in fetal brains. This involves breeding and feeding pregnant mice, microdissecting fetal brains, and determining apoptosis. Together, these visual and textual techniques might be a source for investigating prenatal exposure of harmful agents in fetal brains.

The experimental designs proposed here focus on studying the effects of alcohol exposure in apoptosis and the application of neurotrophic peptide during pregnancy in fetal brain. A detailed description from the breeding to the collection of fetal brains is described. Techniques for determination of apoptosis are also described in detail.

Métodos experimentales para probar los efectos del péptido neurotrófico, ADNF-9, contra la apoptosis inducida por el alcohol durante el embarazo en C57BL / 6 ratones

Experimental designs for investigating the effects of prenatal alcohol exposure during early embryonic stages in fetal brain growth are challenging. This ...

Electroporation of the Hindbrain to Trace Axonal Trajectories and Synaptic Targets in the Chick Embryo

Electroporation of the chick embryonic neural tube has many advantages such as being quick and efficient for the expression of foreign genes into neuronal cells. In this manuscript we provide a method that demonstrates uniquely how to electroporate DNA into the avian hindbrain at E2.75 in order to specifically label a subset of neuronal progenitors, and how to follow their axonal projections and synaptic targets at much advanced stages of development, up to E14.5. We have utilized novel genetic tools including specific enhancer elements, Cre/Lox - based plasmids and the PiggyBac-mediated DNA transposition system to drive GFP expression in a subtype of hindbrain cells (the dorsal most subgroup of interneurons, dA1). Axonal trajectories and targets of dA1 axons are followed at early and late embryonic stages at various brainstem regions. This strategy contributes advanced techniques for targeting cells of interest in the embryonic hindbrain and for tracing circuit formation at multiple stages of development.

How neuronal networks are established in the embryonic brain is a fundamental question in developmental neurobiology. Here we combined an electroporation technique with novel genetic tools, such as Cre/Lox&#x2013;plasmids and PiggyBac-mediated DNA transposition system in the avian hindbrain to label dorsal interneurons and track their axonal projections and synaptic targets at various developmental stages.

La electroporación del Rombencéfalo trazar trayectorias axonal y metas sinápticas en el embrión de pollo

Electroporation of  the chick embryonic neural tube has many advantages such as being quick and efficient  for the expression of foreign genes into ...

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety of brain disorders1,2. To better understand the mechanisms by which brain circuits react to an animal's experience requires the ability to monitor the experience-dependent molecular changes in a given set of neurons, over a prolonged period of time, in the live animal. While experience and associated neural activity is known to trigger gene expression changes in neurons1,2, most of the methods to detect such changes do not allow repeated observation of the same neurons over multiple days or do not have sufficient resolution to observe individual neurons3,4. Here, we describe a method that combines in vivo two-photon microscopy with a genetically encoded fluorescent reporter to track experience-dependent gene expression changes in individual cortical neurons over the course of day-to-day experience. 
One of the well-established experience-dependent genes is Activity-regulated cytoskeletal associated protein (Arc)5,6. The transcription of Arc is rapidly and highly induced by intensified neuronal activity3, and its protein product regulates the endocytosis of glutamate receptors and long-term synaptic plasticity7. The expression of Arc has been widely used as a molecular marker to map neuronal circuits involved in specific behaviors3. In most of those studies, Arc expression was detected by in situ hybridization or immunohistochemistry in fixed brain sections. Although those methods revealed that the expression of Arc was localized to a subset of excitatory neurons after behavioral experience, how the cellular patterns of Arc expression might change with multiple episodes of repeated or distinctive experiences over days was not investigated. 
In vivo two-photon microscopy offers a powerful way to examine experience-dependent cellular changes in the living brain8,9. To enable the examination of Arc expression in live neurons by two-photon microscopy, we previously generated a knock-in mouse line in which a GFP reporter is placed under the control of the endogenous Arc promoter10. This protocol describes the surgical preparations and imaging procedures for tracking experience-dependent Arc-GFP expression patterns in neuronal ensembles in the live animal. In this method, chronic cranial windows were first implanted in Arc-GFP mice over the cortical regions of interest. Those animals were then repeatedly imaged by two-photon microscopy after desired behavioral paradigms over the course of several days. This method may be generally applicable to animals carrying other fluorescent reporters of experience-dependent molecular changes4.

In Vivo Two-photon Imaging Of Experience-dependent Molecular Changes In Cortical Neurons

Experience-dependent molecular changes in neurons are essential for the brain's ability to adapt in response to behavioral challenges. An in vivo two-photon imaging method is described here that allows the tracking of such molecular changes in individual cortical neurons through genetically encoded reporters.

In vivo de dos fotones de imágenes de dependientes Experience-Los cambios moleculares en las neuronas corticales

The brain's ability to change in response to experience is essential for healthy brain function, and abnormalities in this process contribute to a variety ...

A Method to Make a Craniotomy on the Ventral Skull of Neonate Rodents

The use of a craniotomy for in vivo experiments provides an opportunity to investigate the dynamics of diverse cellular processes in the mammalian brain in adulthood and during development. Although most in vivo approaches use a craniotomy to study brain regions located on the dorsal side, brainstem regions such as the pons, located on the ventral side remain relatively understudied. The main goal of this protocol is to facilitate access to ventral brainstem structures so that they can be studied in vivo using electrophysiological and imaging methods. This approach allows study of structural changes in long-range axons, patterns of electrical activity in single and ensembles of cells, and changes in blood brain barrier permeability in neonate animals. Although this protocol has been used mostly to study the auditory brainstem in neonate rats, it can easily be adapted for studies in other rodent species such as neonate mice, adult rodents and other brainstem regions.

A surgical method is described to expose the ventral skull in neonate rats. Using this approach it is possible to open a craniotomy to perform acute electrophysiology and two-photon microscopy experiments in the brainstem of anesthetized pups.

Un método para hacer una craneotomía en el cráneo ventral del Neonato Roedores

The use of a craniotomy for in vivo experiments provides an opportunity to investigate the dynamics of diverse cellular processes in the mammalian brain ...

An Inexpensive, Scalable Behavioral Assay for Measuring Ethanol Sedation Sensitivity and Rapid Tolerance in Drosophila

Alcohol use disorder (AUD) is a serious health challenge. Despite a large hereditary component to AUD, few genes have been unambiguously implicated in their etiology. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a powerful model for exploring molecular-genetic mechanisms underlying alcohol-related behaviors and therefore holds great promise for identifying and understanding the function of genes that influence AUD. The use of the Drosophila model for these types of studies depends on the availability of assays that reliably measure behavioral responses to ethanol. This report describes an assay suitable for assessing ethanol sensitivity and rapid tolerance in flies. Ethanol sensitivity measured in this assay is influenced by the volume and concentration of ethanol used, a variety of previously reported genetic manipulations, and also the length of time the flies are housed without food immediately prior to testing. In contrast, ethanol sensitivity measured in this assay is not affected by the vigor of fly handling, sex of the flies, and supplementation of growth medium with antibiotics or live yeast. Three different methods for quantitating ethanol sensitivity are described, all leading to essentially indistinguishable ethanol sensitivity results. The scalable nature of this assay, combined with its overall simplicity to set-up and relatively low expense, make it suitable for small and large scale genetic analysis of ethanol sensitivity and rapid tolerance in Drosophila.

An Inexpensive, Scalable Behavioral Assay for Measuring Ethanol Sedation Sensitivity and Rapid Tolerance in Drosophila

Straightforward assays for measuring ethanol sensitivity and rapid tolerance in Drosophila facilitate the use of this model organism for investigating these important ethanol-related behaviors. Here, a relatively simple, scalable assay for measuring ethanol sensitivity and rapid tolerance in flies is described.

Un ensayo de conducta Barato, escalable para medir etanol Sedación La sensibilidad y la tolerancia rápida en<em&gt; Drosophila</em

Alcohol use disorder (AUD) is a serious health challenge. Despite a large hereditary component to AUD, few genes have been unambiguously implicated in ...

An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the development of more effective treatments is the relative lack of understanding of the molecular underpinnings of the effects of ethanol on behavior. The nematode, Caenorhabditis elegans (C.&#160;elegans), provides a useful model in which to generate and test hypotheses about the molecular effects of ethanol. Here, we describe an assay that has been developed and used to examine the roles of particular genes and environmental factors in behavioral responses to ethanol, in which locomotion is the behavioral output. Ethanol dose-dependently causes an acute depression of crawling on an agar surface. The effects are dynamic; animals exposed to a high concentration demonstrate an initial strong depression of crawling, referred to here as initial sensitivity, and then partially recover locomotion speed despite the continued presence of the drug. This ethanol-induced behavioral plasticity is referred to here as the development of acute functional tolerance. This assay has been used to demonstrate that these two phenotypes are distinct and genetically separable. The straightforward locomotion assay described here is suitable for examining the effects of both genetic and environmental manipulations on these acute behavioral responses to ethanol in C.&#160;elegans.

An Assay for Measuring the Effects of Ethanol on the Locomotion Speed of Caenorhabditis elegans

C. elegans is a useful model for studying the effects of ethanol on behavior. We present a behavioral assay that quantifies the effects of ethanol on the locomotion speed of crawling worms; both initial sensitivity and the development of acute functional tolerance to ethanol can be measured with this assay.

Un ensayo para medir los efectos del etanol sobre la velocidad de locomoción<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Alcohol use disorders are a significant public health concern, for which there are few effective treatment strategies. One difficulty that has delayed the ...

Video Imaging and Spatiotemporal Maps to Analyze Gastrointestinal Motility in Mice

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central nervous system. Changes in ENS function are a major cause of GI symptoms and disease and may contribute to GI symptoms reported in neuropsychiatric disorders including autism. It is well established that isolated colon segments generate spontaneous, rhythmic contractions known as Colonic Migrating Motor Complexes (CMMCs). A procedure to analyze the enteric neural regulation of CMMCs in ex vivo preparations of mouse colon is described. The colon is dissected from the animal and flushed to remove fecal content prior to being cannulated in an organ bath. Data is acquired via a video camera positioned above the organ bath and converted to high-resolution spatiotemporal maps via an in-house software package. Using this technique, baseline contractile patterns and pharmacological effects on ENS function in colon segments can be compared over 3-4 hr. In addition, propagation length and speed of CMMCs can be recorded as well as changes in gut diameter and contraction frequency. This technique is useful for characterizing gastrointestinal motility patterns in transgenic mouse models (and in other species including rat and guinea pig). In this way, pharmacologically induced changes in CMMCs are recorded in wild type mice and in the Neuroligin-3R451C mouse model of autism. Furthermore, this technique can be applied to other regions of the GI tract including the duodenum, jejunum and ileum and at different developmental ages in mice.

This article describes a video imaging technique and high-resolution spatiotemporal mapping to identify changes in the neural regulation of colonic motility in adult mice. Subtle effects on gastrointestinal (GI) function can be detected using this approach in isolated tissue preparations to advance our understanding of GI disease.

Imágenes de vídeo y mapas espacio-temporales para Analizar la motilidad gastrointestinal en ratones

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central ...