Diese Arbeit wurde durch NIH-Zuschüsse 5R01NS051305-14 und 5R01NS076980-08 an PJS unterstützt.

1. Experimentelle Vorbereitung
<ol><li>Sammeln Sie Fliegen, während sie sich in Fläschchen verwandeln und männliche und weibliche Fliegen trennen. HINWEIS: Schlafexperimente werden häufig mit weiblichen Fliegen durchgeführt. Es ist wichtig, jungfräuliche Weibchen zu sammeln. Gepaarte Weibchen legen Eier, die zu Larven schlüpfen, was die Analyse der Daten erschwert.</li>
	<li>Hausfliegen eines geschlechts geschlechts in Gruppen von <20. HINWEIS: Die Unterbringung von Fliegen in einer sozial angereicherten Umgebung (Gruppen von >50) moduliert den Schlafantrieb6,13 potenziell verwirrende Messungen des Rebound-Schlafes. Darüber hinaus wird der Schlaf nach sozialer Bereicherung über einige Tage abnehmen6. Daher ist der Ausgangsschlaf nicht stabil, was die Analyse des Rebound-Schlafes erschwert. Das Halten von Fliegen in Gruppen von <20 vermeidet dieses potenzielle Verwechslung.</li>
	<li>Halten Sie Fliegen in Fläschchen für 3-5 Tage in einer licht- und feuchtigkeitskontrollierten Umgebung. HINWEIS: Alter und Reife von Fliegen beeinflussen den Schlaf stark. Der Schlaf ist bei einem Tag alten Fliegen hoch und stabilisiert sich um 3-5 Tage im Alter von4 Jahren. Fliegen werden typischerweise auf einem 12 h hellen: 12 h dunklen Zeitplan bei 50% Luftfeuchtigkeit gehalten.</li>
</ol>2. Vorbereitung von Schläuchen für die Schlafaufzeichnung
HINWEIS: Der Schlaf wird mit Bewegungsaktivitätsmonitoren überwacht. Ein Monitor kann 32 Fliegen aufnehmen, die einzeln in Rohren mit einem Durchmesser von 5 mm untergebracht sind. Typischerweise werden Genotypen in Gruppen von 16 oder 32 Fliegen analysiert.
<ol><li>Bereiten Sie eine angemessene Anzahl von Röhrchen mit Fliegenfutter an einem Ende vor. HINWEIS: Es ist bekannt, dass Ernährung und Stoffwechsel den Schlaf beeinflussen33,34, daher ist es besonders wichtig, Fliegen auf die gleiche Nahrung zu legen, auf der sie aufgezogen wurden.</li>
	<li>Versiegeln Sie das Ende der Röhrchen mit Wachs. HINWEIS: Schlafentzug und Rebound ist ein fünftägiges Experiment, und Lebensmittel können austrocknen, wenn sie nicht richtig versiegelt sind. In ordnungsgemäß verschlossenen Röhrchen können Lebensmittel 10 Tage oder mehr gehalten werden. Daher ist es wichtig, darauf zu achten, dass die Enden der Rohre gut abgedichtet sind. Fliegen können jedoch auch an Nassfutter hängen bleiben. So hilft es, Röhren 1-2 Tage vor Beginn des Experiments herzustellen.</li>
	<li>Wake, Behaving Fliegen einzeln in 65 mm lange Glasröhren zur Schlafaufzeichnung mit einem Absauger legen und das Ende der Schläuche mit einem Schaumstoffstopper verstopfen. HINWEIS: Fliegen werden niemals wieder einer CO2-Anästhesie ausgesetzt, wenn Fliegen zur Schlafaufzeichnung in Schläuche gelegt werden. Der Absauger besteht aus Gummischläuchen, wobei ein Ende mit einem Käsetuch bedeckt und in eine 1 mL Pipettenspitze eingeführt wird.</li>
</ol>3. Schlaf aufzeichnen
<ol><li>Load fliegt in Röhren in Aktivitätsmonitore, um den Schlaf zu überwachen. HINWEIS: Die SNAP-Felsen überwachen alle ~10 s von -60° bis +60° hin und her. Die Monitore werden bei -60° für ~5,9s gehalten; Es dauert ~2,9 s, bis sich das Fach, in dem die Monitore gehalten werden, von -60° auf +60° bewegt und ~1 s, um sich von +60° auf -60° zurückzubewegen. Die Zykluslänge kann nach Bedarf durch Anpassung der dem Motor zugeführten Spannung geändert werden.<ol>
<li>Achten Sie darauf, dass die Röhren in der richtigen Ausrichtung in Aktivitätsmonitoren platziert werden. In der richtigen Ausrichtung befindet sich das Ende der Röhre mit Nahrung an der Oberseite des SNAP, um sicherzustellen, dass Fliegen nicht in die Nahrung gedrückt werden. Darüber hinaus befindet sich das Ende mit Essen an der Seite des Monitors mit der Schlafaufzeichnungsbuchse. Auf diese Weise können Aktivitätsmonitore im SNAP für einen effizienten Schlafentzug richtig ausgerichtet werden und gleichzeitig die Aktivität überwacht werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Platzieren Sie Aktivitätsmonitore in der Aufzeichnungskammer, um den Schlaf zu überwachen.</li>
	<li>Überwachen Sie den Schlaf für mindestens zwei volle Tage, um den Ausgangsschlaf abzuschätzen. HINWEIS: Der Tag, an dem Fliegen in Aktivitätsmonitore geladen werden, ist in der Regel als Anpassungstag ausgeschlossen, damit sich die Fliegen an die Unterbringung in Röhren anpassen können. Der Ausgangsschlaf wird für mindestens zwei volle Tage (48 Stunden) aufgezeichnet, beginnend mit dem Morgen nach dem Tag, an dem fliegen geladen werden.</li>
	<li>Speichern Sie die Anzahl der Bewegungsaktivität von Fliegen in 1-Minuten-Behältern von der Zeit der Lichter an einem bestimmten Tag bis zur Beleuchtung am Vortag mit einer Aktivitätsaufzeichnungssoftware (z. B. von 8 Uhr morgens bis 8 Uhr morgens).</li>
	<li>Schätzen Sie den Schlaf aus den Bewegungsaktivitätsdaten mit benutzerdefinierten Makros unter Verwendung von 5 Minuten Inaktivität als Schwellenwert für einen Schlafanfall35. HINWEIS: Aus den Zählungen der Bewegungsaktivität werden eine Reihe von Schlafmetriken berechnet. Dazu gehören Schlaf in min / h über 24 h, Gesamtschlafzeit in 24 h, durchschnittliche und maximale Tages- und Nachtschlaflängen36.</li>
</ol>4. Schlafentzug und Erholung
<ol><li>Da Fliegen für variable Zeiträume (z. B. 12 h, 24 h und 36 h) schlaflos werden können und der Erholungsschlaf auch in verschiedenen Intervallen (z. B. 6 h, 12 h, 24 h und 48 h) bewertet werden kann, bestimmen Sie die Dauer der Genesung durch experimentellen Bedarf. Die Schlaferholung kann mit einem Schlafgewinn-/-verlust-Diagramm oder durch Untersuchung des prozentualen Schlafes, der über ein vorgegebenes Intervall (z. B. 6 Stunden) wiederhergestellt wurde, visualisiert werden.</li>
	<li>Wenn der Schlaf an den beiden Basistagen stabil ist, platzieren Sie am dritten Tag Aktivitätsmonitore für Schlafentzug über Nacht im SNAP. HINWEIS: Fliegen zeigen einen robusten Schlaf-Rebound über einen Bereich von Schlafzeiten8,32,37,38, aber der Schlaf muss stabil sein, um den Rebound-Schlaf zuverlässig zu bewerten. Der Schlaf ist stabil, wenn der Schlafunterschied zwischen den Basistagen ± 100 Minuten beträgt.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass Aktivitätsmonitore mit Monitorhalterstiften, eingesteckten Monitorkabeln und korrekt ausgerichteten Monitoren mit dem Ende mit Lebensmitteln auf der Rückseite und Kunststoffbarrieren vorne gesichert sind (Abbildung 1). HINWEIS: Der SNAP ist so konzipiert, dass sich der Nocken alle 10 s dreht (Abbildung 1). Der Kunststoffeinsatz setzt die Schläuche zurück, indem er die Schläuche zurückdrückt, wenn sich das Gerät in der Position "oben" befindet. Das Zurücksetzen der Rohre ist wichtig, um sicherzustellen, dass alle Rohre zu Beginn jedes Zyklus den vollen Bewegungsumfang haben.</li>
	<li>Trennen Sie die Aktivitätsmonitore und nehmen Sie die Monitore sofort aus dem SNAP, sobald die Lichter nach schlafentzug über Nacht eingeschaltet sind. HINWEIS: Es ist wichtig, dass der Schlafentzug beendet wird und die Fliegen sofort nach 12 Stunden Schlafentzug über Nacht in die Genesung versetzt werden. Selbst eine Verzögerung von 20-30 Minuten beim Einsetzen von Fliegen in die Genesung kann das Ausmaß des Rebound-Schlafes beeinträchtigen.</li>
	<li>Legen Sie Fliegen in eine Aufnahmekammer, wo sie zwei Tage (48 h) ungestört sind, um den Erholungsschlaf zu überwachen. HINWEIS: Wenn die Aufnahmekammer für andere Experimente verwendet wird, muss besonders darauf geachtet werden, dass sich die Fliegen nicht stimulieren.</li>
	<li>Berechnen Sie die Menge des verlorenen Schlafes. Berechnen Sie für jede einzelne Fliege die stündliche Differenz zwischen dem Schlaf, der während des Schlafentzugs erhalten wird, und der entsprechenden Stunde während des Ausgangswerts. Summieren Sie die stündlichen Differenzen, um den gesamten verlorenen Schlaf zu berechnen.</li>
	<li>Berechnen Sie die Menge des wiederhergestellten Schlafes. Berechnen Sie für jede einzelne Fliege die stündliche Differenz zwischen dem Schlaf, der während der Erholung erhalten wird, und der entsprechenden Stunde während des Ausgangswerts. Summieren Sie die stündlich gewonnenen Differenzen, um den gesamten Schlaf zu berechnen. HINWEIS: Ob eine Fliege tatsächlich unter Schlafentzug liegt, ist empirisch. Daher sollte der Experimentator den prozentualen Schlafverlust untersuchen. Wenn die Fliege nicht genügend Schlaf verloren hat, kann sie von der Analyse ausgeschlossen werden. Obwohl dies für andere Schlafentzugsansätze erforderlich sein kann, ist es selten, wenn überhaupt, für den SNAP erforderlich. Häufiger kann der Schlaf in einer bestimmten Fliege vor Beginn des Schlafentzugs nicht stabil sein. Wenn der Schlaf nicht stabil ist, kann die Homöostase nicht berechnet werden. Wir akzeptieren eine maximale Differenz von ± 100 Minuten Schlaf, die vor Beginn des Schlafentzugs berechnet wurde, als Kandidaten für die Aufnahme. Gelegentlich ist der Schlaf einer einzelnen Fliege ungleichmäßig über den 24-Stunden-Tag verteilt (z. B. können einige Personen 60-70% ihrer Schlafquote während des Tages erhalten und somit nur einen kleinen Teil ihrer 24-Stunden-Schlafquote verlieren, wenn sie nachts 12 Stunden lang entzogen werden). Diese Fliegen können separat bewertet werden.</li>
	<li>Berechnen Sie den durchschnittlichen Prozentsatz des Schlafes (relativ zum Ausgangswert) über 12 h, 24 h und 48 h der Erholungsphase für jeden Genotyp.</li>
	<li>Berechnen Sie anhand von Schlafdaten die durchschnittliche und maximale Tagesschlafdauer auf der Basislinie und die Erholungstage für jeden Genotyp. HINWEIS: Rebound-Schlaf bei Fliegen ist durch erhöhte Schlafmenge und erhöhte Schlaftiefe in den Erholungstagen gekennzeichnet. Die Schlafkonsolidierung wird als Maß für die Schlaftiefe verwendet. Erregungsschwellen könnten auch als Maß für die Schlaftiefe verwendet werden.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Nath, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Jellyfish+Cassiopea+Exhibits+a+Sleep-like+State.">The Jellyfish Cassiopea Exhibits a Sleep-like State.</a> Current Biology. 27 (19), 2984-2990 (2017).</li><li>Vorster, A. P., Krishnan, H. C., Cirelli, C., Lyons, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+sleep+in+Aplysia+californica.">Characterization of sleep in Aplysia californica.</a> Sleep. 37 (9), 1453-1463 (2014).</li><li>Zhdanova, I. V., Wang, S. Y., Leclair, O. U., Danilova, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Melatonin+promotes+sleep-like+state+in+zebrafish.">Melatonin promotes sleep-like state in zebrafish.</a> Brain Research. 903 (1-2), 263-268 (2001).</li><li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster.">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).</li><li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state.">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).</li><li>Ganguly-Fitzgerald, I., Donlea, J., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waking+experience+affects+sleep+need+in+Drosophila.">Waking experience affects sleep need in Drosophila.</a> Science. 313 (5794), 1775-1781 (2006).</li><li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Vine, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=D1+receptor+activation+in+the+mushroom+bodies+rescues+sleep-loss-induced+learning+impairments+in+Drosophila.">D1 receptor activation in the mushroom bodies rescues sleep-loss-induced learning impairments in Drosophila.</a> Current Biology. 18 (15), 1110-1117 (2008).</li><li>Donlea, J. M., Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+sleep+by+remote+control+facilitates+memory+consolidation+in+Drosophila.">Inducing sleep by remote control facilitates memory consolidation in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1571-1576 (2011).</li><li>Seidner, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Neurons+with+a+Privileged+Role+in+Sleep+Homeostasis+in+Drosophila+melanogaster.">Identification of Neurons with a Privileged Role in Sleep Homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Current Biology. 25 (22), 2928-2938 (2015).</li><li>Li, X., Yu, F., Guo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+specifically+impairs+short-term+olfactory+memory+in+Drosophila.">Sleep deprivation specifically impairs short-term olfactory memory in Drosophila.</a> Sleep. 32 (11), 1417-1424 (2009).</li><li>Melnattur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conserved+role+for+sleep+in+supporting+Spatial+Learning+in+Drosophila.">A conserved role for sleep in supporting Spatial Learning in Drosophila.</a> Sleep. , 197 (2020).</li><li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Donlea, J. M., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+during+early-adult+development+results+in+long-lasting+learning+deficits+in+adult+Drosophila.">Sleep deprivation during early-adult development results in long-lasting learning deficits in adult Drosophila.</a> Sleep. 34 (2), 137-146 (2011).</li><li>Donlea, J. M., Ramanan, N., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use-dependent+plasticity+in+clock+neurons+regulates+sleep+need+in+Drosophila.">Use-dependent plasticity in clock neurons regulates sleep need in Drosophila.</a> Science. 324 (5923), 105-108 (2009).</li><li>Bushey, D., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+and+synaptic+homeostasis:+structural+evidence+in+Drosophila.">Sleep and synaptic homeostasis: structural evidence in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1576-1581 (2011).</li><li>Huang, S., Piao, C., Beuschel, C. B., G&#246;tz, T., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+Active+Zone+Plasticity+Encodes+Sleep+Need+in+Drosophila.">Presynaptic Active Zone Plasticity Encodes Sleep Need in Drosophila.</a> Current Biology. 30 (6), 1077-1091 (2020).</li><li>Kirszenblat, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+regulates+visual+selective+attention+in+Drosophila.">Sleep regulates visual selective attention in Drosophila.</a> Journal of Experimental Biology. 221, (2018).</li><li>Singh, P., Donlea, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+Regulation+of+Sleep+and+Synapse+Pruning+after+Neural+Injury.">Bidirectional Regulation of Sleep and Synapse Pruning after Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1063-1076 (2020).</li><li>Stanhope, B. A., Jaggard, J. B., Gratton, M., Brown, E. B., Keene, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Regulates+Glial+Plasticity+and+Expression+of+the+Engulfment+Receptor+Draper+Following+Neural+Injury.">Sleep Regulates Glial Plasticity and Expression of the Engulfment Receptor Draper Following Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1092-1101 (2020).</li><li>Kayser, M. S., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+period+of+sleep+for+development+of+courtship+circuitry+and+behavior+in+Drosophila.">A critical period of sleep for development of courtship circuitry and behavior in Drosophila.</a> Science. 344 (6181), 269-274 (2014).</li><li>Kayser, M. S., Mainwaring, B., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+suppresses+aggression+in+Drosophila.">Sleep deprivation suppresses aggression in Drosophila.</a> Elife. 4, 07643 (2015).</li><li>Szuperak, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sleep+state+in+Drosophila+larvae+required+for+neural+stem+cell+proliferation.">A sleep state in Drosophila larvae required for neural stem cell proliferation.</a> Elife. 7, (2018).</li><li>Vaccaro, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Loss+Can+Cause+Death+through+Accumulation+of+Reactive+Oxygen+Species+in+the+Gut.">Sleep Loss Can Cause Death through Accumulation of Reactive Oxygen Species in the Gut.</a> Cell. 181 (6), 1307-1328 (2020).</li><li>Kempf, A., Song, S. M., Talbot, C. B., Miesenb&#246;ck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+potassium+channel+&#946;-subunit+couples+mitochondrial+electron+transport+to+sleep.">A potassium channel &#946;-subunit couples mitochondrial electron transport to sleep.</a> Nature. 568 (7751), 230-234 (2019).</li><li>Donlea, J. M., Pimentel, D., Miesenb&#246;ck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+machinery+of+sleep+homeostasis+in+Drosophila.">Neuronal machinery of sleep homeostasis in Drosophila.</a> Neuron. 81 (4), 860-872 (2014).</li><li>Liu, S., Liu, Q., Tabuchi, M., Wu, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Drive+Is+Encoded+by+Neural+Plastic+Changes+in+a+Dedicated+Circuit.">Sleep Drive Is Encoded by Neural Plastic Changes in a Dedicated Circuit.</a> Cell. 165 (6), 1347-1360 (2016).</li><li>Pimentel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Operation+of+a+homeostatic+sleep+switch.">Operation of a homeostatic sleep switch.</a> Nature. 536 (7616), 333-337 (2016).</li><li>Sitaraman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Homeostatic+Sleep+Signals+by+Segregated+Synaptic+Microcircuits+of+the+Drosophila+Mushroom+Body.">Propagation of Homeostatic Sleep Signals by Segregated Synaptic Microcircuits of the Drosophila Mushroom Body.</a> Current Biology. 25 (22), 2915-2927 (2015).</li><li>Foltenyi, K., Greenspan, R. J., Newport, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+EGFR+and+ERK+by+rhomboid+signaling+regulates+the+consolidation+and+maintenance+of+sleep+in+Drosophila.">Activation of EGFR and ERK by rhomboid signaling regulates the consolidation and maintenance of sleep in Drosophila.</a> Nature Neuroscience. 10 (9), 1160-1167 (2007).</li><li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+modulates+sleep+homeostasis+and+learning+after+sleep+deprivation+in+Drosophila.">Notch signaling modulates sleep homeostasis and learning after sleep deprivation in Drosophila.</a> Current Biology. 21 (10), 835-840 (2011).</li><li>Seugnet, L., Galvin, J. E., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+short-term+memory+defects+following+sleep+deprivation+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson+disease.">Persistent short-term memory defects following sleep deprivation in a Drosophila model of Parkinson disease.</a> Sleep. 32 (8), 984-992 (2009).</li><li>Tabuchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+interacts+with+a&#946;+to+modulate+intrinsic+neuronal+excitability.">Sleep interacts with a&#946; to modulate intrinsic neuronal excitability.</a> Current Biology. 25 (6), 702-712 (2015).</li><li>Melnattur, K., Zhang, B., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disrupting+flight+increases+sleep+and+identifies+a+novel+sleep-promoting+pathway+in+Drosophila.">Disrupting flight increases sleep and identifies a novel sleep-promoting pathway in Drosophila.</a> Science Advances. 6 (19), 2166 (2020).</li><li>Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Seugnet, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+perilipin+homologue,+lipid+storage+droplet+2,+regulates+sleep+homeostasis+and+prevents+learning+impairments+following+sleep+loss.">The perilipin homologue, lipid storage droplet 2, regulates sleep homeostasis and prevents learning impairments following sleep loss.</a> PLOS Biology. 8 (8), (2010).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clock+and+cycle+limit+starvation-induced+sleep+loss+in+Drosophila.">Clock and cycle limit starvation-induced sleep loss in Drosophila.</a> Current Biology. 20 (13), 1209-1215 (2010).</li><li>Shaw, P. J., Tononi, G., Greenspan, R. J., Robinson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+response+genes+protect+against+lethal+effects+of+sleep+deprivation+in+Drosophila.">Stress response genes protect against lethal effects of sleep deprivation in Drosophila.</a> Nature. 417 (6886), 287-291 (2002).</li><li>Andretic, R., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essentials+of+sleep+recordings+in+Drosophila:+moving+beyond+sleep+time.">Essentials of sleep recordings in Drosophila: moving beyond sleep time.</a> Methods Enzymol. 393, 759-772 (2005).</li><li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+sleep+regulatory+genes+using+a+Drosophila+model+of+insomnia.">Identifying sleep regulatory genes using a Drosophila model of insomnia.</a> Journal of Neuroscience. 29 (22), 7148-7157 (2009).</li><li>Bushey, D., Huber, R., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Hyperkinetic+mutants+have+reduced+sleep+and+impaired+memory.">Drosophila Hyperkinetic mutants have reduced sleep and impaired memory.</a> Journal of Neuroscience. 27 (20), 5384-5393 (2007).</li><li>Geissmann, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethoscopes:+An+open+platform+for+high-throughput+ethomics.">Ethoscopes: An open platform for high-throughput ethomics.</a> PLOS Biology. 15 (10), 2003026 (2017).</li><li>Faville, R., Kottler, B., Goodhill, G. J., Shaw, P. J., van Swinderen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+deeply+does+your+mutant+sleep?+Probing+arousal+to+better+understand+sleep+defects+in+Drosophila.">How deeply does your mutant sleep? Probing arousal to better understand sleep defects in Drosophila.</a> Scientific Reports. 5, 8454 (2015).</li><li>Huber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+homeostasis+in+Drosophila+melanogaster.">Sleep homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Sleep. 27 (4), 628-639 (2004).</li><li>Klose, M., Shaw, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-drive+reprograms+clock+neuronal+identity+through+CREB-binding+protein+induced+PDFR+expression.">Sleep-drive reprograms clock neuronal identity through CREB-binding protein induced PDFR expression.</a> bioRxiv. , (2019).</li><li>Dissel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+restores+behavioral+plasticity+to+Drosophila+mutants.">Sleep restores behavioral plasticity to Drosophila mutants.</a> Current Biology. 25 (10), 1270-1281 (2015).</li><li>Gerstner, J. R., Vanderheyden, W. M., Shaw, P. J., Landry, C. F., Yin, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty-acid+binding+proteins+modulate+sleep+and+enhance+long-term+memory+consolidation+in+Drosophila.">Fatty-acid binding proteins modulate sleep and enhance long-term memory consolidation in Drosophila.</a> PLoS One. 6 (1), 15890 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Schlaf in Drosophila wurde unabhängig voneinander im Jahr 2000 durch zwei Gruppen4,5charakterisiert. In diesen bahnbrechenden Studien wurde Fliegen durch sanfte Handhabung (d.h. Händeentzug) des Schlafes beraubt und gezeigt, dass sie eine robuste homöostatische Reaktion auf Schlafentzug über Nacht zeigen. Wichtig ist, dass es bei jedem Schlafentzugsexperiment entscheidend ist, mögliche verwirrende Auswirkungen der Methode zu kontrollieren, mit der d...

Schlaf ist bei Tieren nahezu universell, aber seine Funktion bleibt unklar. Schlaföostase, die kompensatorische Zunahme des Schlafes nach Schlafentzug, ist eine definierende Eigenschaft des Schlafes, die verwendet wurde, um Schlafzustände bei einer Reihe von Tieren1,2,3,4,5zu charakterisieren .
Schlaf in der Fliege hat viele Ähnlichkeiten mit dem menschlichen Schlaf, einschließlich einer robusten homöostatischen Reaktion auf Schlafverlust4,5. Zahlreiche Studien über schlaf in der Fliege haben Schlafentzug verwendet, um sowohl die Schlaffunktion abzuleiten, indem die nachteiligen Folgen eines längeren Aufwachens untersucht werden, als auch um die Schlafregulation zu verstehen, indem die neurobiologischen Mechanismen bestimmt werden, die die homöostatische Regulierung des Schlafes steuern. So wurde gezeigt, dass schlaflose Fliegen Beeinträchtigungen im Lern- und Gedächtnis aufweisen6,7,8,9,10,11,12, strukturelle Plastizität13,14,15, visuelle Aufmerksamkeit16, Erholung von neuronalen Verletzungen17,18, Paarung und aggressives Verhalten19, 20, Zellproliferation21und Reaktionen auf oxidativen Stress22,23, um nur einige zu nennen. Darüber hinaus haben Untersuchungen der neurobiologischen Mechanismen, die den Rebound-Schlaf steuern, kritische Einblicke in die neuronale Maschinerie geliefert, die den Schlaf-Homöostaten8,9,23,24,25,26,27,28,29 bildet. . Schließlich haben Studien zur Schlafentzug nicht nur grundlegende Einblicke in die Schlaffunktion bei gesunden Tieren, sondern auch Erkenntnisse über die Schlaffunktion in erkrankten Zuständen30,31.
Während Schlafentzug unbestreitbar ein mächtiges Werkzeug ist, ist es bei jedem Schlafentzugsexperiment wichtig, Phänotypen, die aus längerem Aufwachen resultieren, von denen zu unterscheiden, die durch den Reiz induziert werden, der verwendet wird, um das Tier wach zu halten. Schlafentzug durch Händeentzug oder sanfte Handhabung gilt allgemein als Standard für minimal störenden Schlafentzug. Hier beschreiben wir ein Protokoll für schlafentziehende Fliegen mit dem Sleep Nullifying Apparatus (SNAP). Das SNAP ist ein Gerät, das alle 10Er Jahre einen mechanischen Reiz an Fliegen liefert und Fliegen wach hält, indem es negative Geotaxis induziert (Abbildung 1). Der SNAP entzieht Fliegen effizient >98% des Nachtschlafs, auch bei Fliegen mit hohem Schlafantrieb8,32. Der SNAP wurde auf knallempfindliche Fliegen kalibriert, das Rühren von Fliegen im SNAP schadet den Fliegen nicht; Schlafentzug mit dem SNAP induziert einen Rebound, der mit dem durch Handentzug7vergleichbar ist. Der SNAP ist somit eine robuste Methode, um Fliegen zu schlafentziehen und gleichzeitig die Wirkung des erregenden Reizes zu kontrollieren.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Locomotor activity tubes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisher Tissue Prep Wax</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>13404-122</td>
			<td>Wax used for sealing tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass tubes</td>
			<td>Wale Apparatus</td>
			<td>244050</td>
			<td>We cut 5mm diameter Pyrex glass&#160;tubes into 65mm long tubes&#160;to record sleep. Pre-cut tubes&#160;can also be purchased.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nutri Fly Bloomington Formulation fly food</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>66-113</td>
			<td>Labs might use their own fly food recipe. It is important that sleep be recorded on the same food that flies were reared in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rotary glass cutting tool</td>
			<td>Dremel Multi Pro</td>
			<td>395</td>
			<td>Used to cut 65mm long glass tubes&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monitoring Sleep</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAM System and DAMFileScan software</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td></td>
			<td>Software used to acquire data from DAM monitors and save the acquired data in an appropriate format</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition computer</td>
			<td>Lenovo</td>
			<td>Idea Centre AIO3</td>
			<td>A equivalent computer from any manufacturer can substitute</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Activity Monitors</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td>DAM2</td>
			<td>These monitors are used to record flies&#39; locomotor activity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Environment Monitor</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td>DEnM</td>
			<td>Not essential, but an easy way to monitor environmental conditions in the chamber where sleep is recorded</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Controller</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td>LC4</td>
			<td>A convenient way to control the timing of when the SNAP is turned on and off</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply Interface Unit for DAM</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td>PSIU-9</td>
			<td>Required for data acquisition computers to record Trikinetics locomotor acitvity data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RJ11 connector</td>
			<td>7001-64PC</td>
			<td>Multicomp</td>
			<td>DAM monitors accept RJ11 jacks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Splitters</td>
			<td>Trikinetics</td>
			<td>SPLT5</td>
			<td>Used to connect upto 5 DAM monitors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cable wire</td>
			<td>Radioshack</td>
			<td>278-367</td>
			<td>Phone cables to acquire data from DAM monitors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sleep Deprivation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power supply</td>
			<td>Gw INSTEK</td>
			<td>GPS-30300</td>
			<td>Power supply for the SNAP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sleep Nullifying Apparatus</td>
			<td>Washington University School of Medicine machine shop</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the sleep nullifying apparatus: a highly efficient method of sleep depriving drosophila

Die Schlaföostase, die Zunahme des Schlafes, die nach Schlafverlust beobachtet wird, ist eines der definierenden Kriterien, um den Schlaf im gesamten Tierreich zu identifizieren. Infolgedessen sind Schlafentzug und Schlafeinschränkung leistungsstarke Werkzeuge, die häufig verwendet werden, um Einblicke in die Schlaffunktion zu geben. Nichtsdestotrotz sind Schlafentzugsexperimente von Natur aus problematisch, da der Entzugsreiz selbst die Ursache für beobachtete Veränderungen in Physiologie und Verhalten sein kann. Dementsprechend sollten erfolgreiche Schlafentzugstechniken die Tiere wach halten und im Idealfall zu einem robusten Schlafrebound führen, ohne auch eine Vielzahl unbeabsichtigter Folgen zu verursachen. Hier beschreiben wir eine Schlafentzugstechnik für Drosophila melanogaster. Der Sleep Nullifying Apparatus (SNAP) verabreicht alle 10er Jahre einen Stimulus, um negative Geotaxis zu induzieren. Obwohl der Reiz vorhersehbar ist, verhindert der SNAP effektiv >95% des Nachtschlafs auch bei Fliegen mit hohem Schlafantrieb. Wichtig ist, dass die nachfolgende homöostatische Reaktion der durch Handentzug erreichten sehr ähnlich ist. Das Timing und der Abstand der Reize können modifiziert werden, um den Schlafverlust zu minimieren und somit unspezifische Auswirkungen des Reizes auf Physiologie und Verhalten zu untersuchen. Der SNAP kann auch zur Schlafeinschränkung und zur Beurteilung von Erregungsschwellen eingesetzt werden. Der SNAP ist eine leistungsstarke Schlafunterbrechungstechnik, mit der die Schlaffunktion besser verstanden werden kann.

Canton S (Cs) wurde als Wildtyp-Stamm verwendet. Fliegen wurden auf einem 12 h hellen: 12 h dunklen Zeitplan gehalten und Schlaf für 12 Stunden über Nacht entzogen. Die Untersuchung der Schlafprofile von Cs-Fliegen am Basistag (bs), am Schlafentzugstag (sd) und an zwei Erholungstagen (rec1 und rec2)(Abbildung 2A)legt nahe, dass Fliegen im SNAP effektiv Schlaf entzogen wurden und der Schlaf während des Tages im Einklang mit den beobachteten Berichten in der...

Watch this Scientific Journal Video about The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila at JoVE.com

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Schlafentzug ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um Schlaffunktion und -regulierung zu untersuchen. Wir beschreiben ein Protokoll, um Drosophila mit dem Schlafnullierungsapparat zu schlafen und das Ausmaß des durch Entzug induzierten Rebound-Schlafes zu bestimmen.

Der Schlaf-Nullifizierungsapparat: Eine hocheffiziente Methode zur Schlafentzugs-Drosophila

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal ...

the-sleep-nullifying-apparatus-highly-efficient-method-sleep

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

3.3K Aufrufe.  Washington University School of Medicine. Schlafentzug ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um Schlaffunktion und -regulierung zu untersuchen. Wir beschreiben ein Protokoll, um Drosophila mit dem Schlafnullierungsapparat zu schlafen und das Ausmaß des durch Entzug induzierten Rebound-Schlafes zu bestimmen.

Serie: The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Novel Apparatus and Method for Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction. Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in animal research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. For this study, we used a novel approach to studying drug reinforcement in rats by combining traditional CPP and self-administration methodologies. We assembled an apparatus using two Med Associate operant chambers, sensory stimuli, and a Plexiglas-constructed neutral zone. These modifications allowed our experiments to encompass motivational aspects of drug intake through self-administration and drug-free assessment of drug/cue conditioning strength with the CPP test. In our experiments, rats self-administered cocaine (0.75 mg/kg/inj, i.v.) during either four (e.g., the "short-term") or eight (e.g., the "long-term") alternating-day sessions in an operant environment containing distinctive sensory cues (e.g., olfactory and visual). On the alternate days, in the other (differently-cued) operant environment, saline was available for self-infusion (0.1 ml, i.v.). Twenty-four hours after the last self-administration/cue-pairing session, a CPP test was conducted. Consistent with typical CPP findings, there was a significant preference for the chamber associated with cocaine self-administration. In addition, in animals undergoing the long-term experiment, a significant positive correlation between CPP magnitude and the number of cocaine-reinforced lever responses. In conclusion, this apparatus and approach is time and cost effective, can be used to examine a wide array of topics pertaining to drug abuse, and provides more flexibility in experimental design than CPP or self-administration methods alone.

Operant drug self-administration and conditioned place preference (CPP) procedures are expansively used in research to model various components of drug reinforcement, consumption, and addiction in humans. In this report, we combined traditional CPP and self-administration methods as a novel approach to studying drug reinforcement and addiction in rats.

Neuartige Geräte und Verfahren zur Drug Reinforcement

Animal models of reinforcement have proven to be useful for understanding the neurobiological mechanisms underlying drug addiction.  Operant drug ...

Forschung

Neurowissenschaften

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying Bewegungsaktivität zu zirkadianen Rhythmen Study and Sleep Parameter in Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Cryopreservation of Cortical Tissue Blocks for the Generation of Highly Enriched Neuronal Cultures

In this study, we outline a standardized protocol for the successful cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly enriched neuronal cultures. For this protocol the freezing medium used is 10% dimethyl sulfoxide (DMSO) diluted in Hank's Buffered Salt Solution (HBSS). Blocks of cortical tissue are transferred to cryovials containing the freezing medium and slowly frozen at -1&deg;C/min in a rate-controlled freezing container. Post-thaw processing and dissociation of frozen tissue blocks consistently produced neuronal-enriched cultures which exhibited rapid neuritic growth during the first 5 days in culture and significant expansion of the neuronal network within 10 days. Immunocytochemical staining with the astrocytic marker glial fibrillary acidic protein (GFAP) and the neuronal marker beta-tubulin class III, revealed high numbers of neurons and astrocytes in the cultures. Generation of neural precursor cell cultures after tissue block dissociation resulted in rapidly expanding neurospheres, which produced large numbers of neurons and astrocytes under differentiating conditions. This simple cryopreservation protocol allows for the rapid, efficient, and inexpensive preservation of cortical brain tissue blocks, which grants increased flexibility for later generation of neuronal, astrocyte, and neuronal precursor cell cultures.

Here, we describe a method for efficient cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly enriched neuronal cultures. This simple protocol provides flexibility for later generation of neuronal, astrocyte, and neuronal precursor cell cultures.

Kryokonservierung von kortikalen Gewebes Bausteine ​​für die Generierung von hoch angereichertem neuronalen Kulturen

In this study, we outline a standardized protocol for the successful cryopreservation and thawing of cortical brain tissue blocks to generate highly ...

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of the breadth of molecular regulation. Newer approaches such as high-resolution RNA sequencing (RNA-Seq)1 provides new and expansive information about tissue- or state-specific expression such as relative transcript levels, alternative splicing, and micro RNAs2-4. Prospects for employing the RNA-Seq method in comparative whole transcriptome profiling5 within discrete tissues or between phenotypically distinct groups of individuals affords new avenues for elucidating molecular mechanisms involved in both normal and abnormal physiological states. Recently, whole transcriptome profiling has been performed on human brain tissue, identifying gene expression differences associated with disease progression6. However, the use of next-generation sequencing has yet to be more widely integrated into mammalian studies.
Gene expression studies in mouse models have reported distinct profiles within various brain nuclei using laser capture microscopy (LCM) for sample excision7,8. While LCM affords sample collection with single-cell and discrete brain region precision, the relatively low total RNA yields from the LCM approach can be prohibitive to RNA-Seq and other profiling approaches in mouse brain tissues and may require sub-optimal sample amplification steps. Here, a protocol is presented for microdissection and total RNA extraction from discrete mouse brain regions. Set-diameter tissue corers are used to isolate 13 tissues from 750-&mu;m serial coronal sections of an individual mouse brain. Tissue micropunch samples are immediately frozen and archived. Total RNA is obtained from the samples using magnetic bead-enabled total RNA isolation technology. Resulting RNA samples have adequate yield and quality for use in downstream expression profiling. This microdissection strategy provides a viable option to existing sample collection strategies for obtaining total RNA from discrete brain regions, opening possibilities for new gene expression discoveries.

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling  |

RNA expression profiling of discrete mouse brain regions requires a precise and repeatable tissue collection strategy. A protocol that uses both coronal brain sectioning and tissue corer-assisted microdissection is described here. The yield and quality of total RNA obtained from the resulting samples confirms the utility of the outlined method.

Non-Laser Capture Microscopy Ansatz für die Mikrodissektion von Discrete-Maus Hirnregionen für Gesamt-RNA Isolierung und Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of ...

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Although the brain represents less than 5% of the body by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body at rest1. The function of non rapid eye movement sleep (NREMS), the largest portion of sleep by time, is uncertain. However, one salient feature of NREMS is a significant reduction in the rate of cerebral glucose utilization relative to wakefulness2-4. This and other findings have led to the widely held belief that sleep serves a function related to cerebral metabolism. Yet, the mechanisms underlying the reduction in cerebral glucose metabolism during NREMS remain to be elucidated.
	One phenomenon associated with NREMS that might impact cerebral metabolic rate is the occurrence of slow waves, oscillations at frequencies less than 4 Hz, in the electroencephalogram5,6. These slow waves detected at the level of the skull or cerebral cortical surface reflect the oscillations of underlying neurons between a depolarized/up state and a hyperpolarized/down state7. During the down state, cells do not undergo action potentials for intervals of up to several hundred milliseconds. Restoration of ionic concentration gradients subsequent to action potentials represents a significant metabolic load on the cell8; absence of action potentials during down states associated with NREMS may contribute to reduced metabolism relative to wake.
	Two technical challenges had to be addressed in order for this hypothetical relationship to be tested. First, it was necessary to measure cerebral glycolytic metabolism with a temporal resolution reflective of the dynamics of the cerebral EEG (that is, over seconds rather than minutes). To do so, we measured the concentration of lactate, the product of aerobic glycolysis, and therefore a readout of the rate of glucose metabolism in the brains of mice. Lactate was measured using a lactate oxidase based real time sensor embedded in the frontal cortex. The sensing mechanism consists of a platinum-iridium electrode surrounded by a layer of lactate oxidase molecules. Metabolism of lactate by lactate oxidase produces hydrogen peroxide, which produces a current in the platinum-iridium electrode. So a ramping up of cerebral glycolysis provides an increase in the concentration of substrate for lactate oxidase, which then is reflected in increased current at the sensing electrode. It was additionally necessary to measure these variables while manipulating the excitability of the cerebral cortex, in order to isolate this variable from other facets of NREMS.
	We devised an experimental system for simultaneous measurement of neuronal activity via the elecetroencephalogram, measurement of glycolytic flux via a lactate biosensor, and manipulation of cerebral cortical neuronal activity via optogenetic activation of pyramidal neurons. We have utilized this system to document the relationship between sleep-related electroencephalographic waveforms and the moment-to-moment dynamics of lactate concentration in the cerebral cortex. The protocol may be useful for any individual interested in studying, in freely behaving rodents, the relationship between neuronal activity measured at the electroencephalographic level and cellular energetics within the brain.

A procedure is described for manipulating the activity of cerebral cortical pyramidal neurons optogenetically while the electroencephalogram, electromyogram, and cerebral lactate concentration are monitored. Experimental recordings are performed on cable-tethered mice while they undergo spontaneous sleep/wake cycles. Optogenetic equipment is assembled in our laboratory; recording equipment is commercially available.

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Although the brain represents less than 5% of the body  by mass, it utilizes approximately one quarter of the glucose used by the body  at rest1. The ...

A Method of Nodose Ganglia Injection in Sprague-Dawley Rat

Afferent signaling via the vagus nerve transmits important general visceral information to the central nervous system from many diverse receptors located in the organs of the abdomen and thorax. The vagus nerve communicates information from stimuli such as heart rate, blood pressure, bronchopulmonary irritation, and gastrointestinal distension to the nucleus of solitary tract of the medulla. The cell bodies of the vagus nerve are located in the nodose and petrosal ganglia, of which the majority are located in the former. The nodose ganglia contain a wealth of receptors for amino acids, monoamines, neuropeptides, and other neurochemicals that can modify afferent vagus nerve activity. Modifying vagal afferents through systemic peripheral drug treatments targeted at the receptors on nodose ganglia has the potential of treating diseases such as sleep apnea, gastroesophageal reflux disease, or chronic cough. The protocol here describes a method of injection neurochemicals directly into the nodose ganglion. Injecting neurochemicals directly into the nodose ganglia allows study of effects solely on cell bodies that modulate afferent nerve activity, and prevents the complication of involving the central nervous system as seen in systemic neurochemical treatment. Using readily available and inexpensive equipment, intranodose ganglia injections are easily done in anesthetized Sprague-Dawley rats.

Afferent vagal signaling transmits important information to central nervous system from receptors located in organs of the abdomen and thorax. The nodose ganglia of vagus nerves contain many types of receptors that modulate vagal activity. This protocol describes a method of local injections of neurochemicals into the nodose ganglia.

Eine Methode der Ganglien nodosum Injection in Sprague-Dawley-Ratte

Afferent signaling via the vagus nerve transmits important general visceral information to the central nervous system from many diverse receptors located ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Eine Methode, um geschlossene Kopftraumatische Hirnverletzung in Verursacht<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Polygraphic Recording Verfahren zur Messung von Schlaf bei Mäusen

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Optogenetische Manipulation von neuronalen Schaltkreisen während der Überwachung von Schlaf-/Wachzustanden bei Mäusen

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

How to Obtain Reliable Visual Event-related Potentials in Newborns

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable measurements in newborns. Obtaining high-quality, reliable VEPs is crucial for the early detection of abnormal development of the central nervous system in at-risk newborns, and for implementing successful early interventions. Recommendations are based on a previous study which showed that when post-conceptional age, polysomnography-identified sleep stages, and light-emitting diodes (LEDs) googles as the luminous source are controlled, no more than 4 repetitions of VEP averages are required to obtain replicable recordings, variability decreases, and reliable VEPs can be obtained. By controlling for these sources of variability and using statistical analyses, we were able to clearly and reliably identify the amplitude and latency of three main components (NII, PII and NIII) present in 100% of newborns (n = 20) during active sleep. Recording VEPs during awake states, quiet sleep and transitional sleep is not recommended because VEP morphology may differ significantly from one average to the next, leading to the risk of misleading clinical prognoses. Moreover, it is easier to obtain VEPs during active sleep because this state can be clearly and reliably identified at this stage of development, sleep cycles are short enough to allow measurements to be taken in a reasonable time, and the method does not require new o expensive equipment.

Several important points for obtaining high-quality reliable visual evoked potentials (VEPs) in newborns while minimizing variability and the risk of misleading prognoses are presented.