Bu çalışma NIH tarafından PJS'ye 5R01NS051305-14 ve 5R01NS076980-08 hibeleri ile desteklendi.

1. Deneysel hazırlık
<ol><li>Erkek ve dişi sinekleri ayırarak şişelere dökerken sinekleri toplayın. NOT: Uyku deneyleri genellikle dişi sineklerle yapılır. Bakire dişileri toplamak önemlidir. Çift çift dişiler, verilerin analizini zorlaştıran larvalara yumurtadan çıkan yumurtaları bırakacaktır.</li>
	<li>Ev, <20'lik gruplar halinde tek bir cinsiyetin sinekleri. NOT: Konutlar sosyal olarak zenginleştirilmiş bir ortamda uçar (>50 grupları) uyku sürücüsü6,13 potansiyel olarak şaşırtıcı ribaund uykusu ölçümlerini modüle eder. Ayrıca, sosyal zenginleşmenin ardından, uyku birkaç gün içinde azalacaktır6. Bu nedenle, temel uyku, ribaund uykusunun analizini zorlaştıran kararlı değildir. Sinekleri <20'lik gruplar halinde tutmak bu potansiyel kafa karıştırıcılığı önler.</li>
	<li>Sinekleri ışık ve nem kontrollü bir ortamda 3-5 gün boyunca şişelerde tutun. NOT: Sineklerin yaşı ve olgunluğu uykuyu güçlü bir şekilde etkiler. Uyku bir günlük sineklerde yüksektir ve 3-5 günlük4yaşına kadar stabilize edilir. Sinekler tipik olarak 12 saat ışıkta tutulur: % 50 nemde 12 saat karanlık program.</li>
</ol>2. Uyku kaydı için tüplerin hazırlanması
NOT: Uyku, lokomotor aktivite monitörleri kullanılarak izlenir. Bir monitör, 5 mm çapında tüplerde ayrı ayrı barındırılanmış 32 sinek tutabilir. Tipik olarak, genotipler 16 veya 32 sinekli gruplar halinde analiz edilir.
<ol><li>Bir ucunda sinek yemi olan uygun sayıda tüp hazırlayın. NOT: Diyet ve metabolizmanın uyku33,34' ü etkilediği bilinmektedir, bu nedenle sinekleri yetiştirildikleri aynı yiyeceğe yerleştirmek özellikle önemlidir.</li>
	<li>Tüplerin ucunu balmumu ile kapatın. NOT: Uyku yoksunluğu ve ribaund beş günlük bir deneydir ve uygun şekilde kapatılmazsa yiyecekler kuruyabilir. Düzgün kapatılmış tüplerde, yiyecekler 10 gün veya daha fazla tutulabilir. Bu nedenle, tüplerin uçlarının iyi kapatıldığından emin olmak önemlidir. Bununla birlikte, sinekler ıslak yiyeceklere de yapışabilir. Böylece, deneyin başlamasından 1-2 gün önce tüplerin yapılmasına yardımcı olur.</li>
	<li>Bir aspiratör kullanarak uyku kaydı için 65 mm uzunluğunda cam tüplere tek tek uyku cihazı yerleştirin ve tüplerin ucunun bir köpük durdurucu ile takın. NOT: Sinekler, uyku kaydı için tüplere yerleştirirken asla CO2 anestezisine tekrar maruz kalmaz. Aspiratör, bir ucu cheesecloth ile kaplı kauçuk borudan yapılır ve 1 mL pipet ucuna yerleştirilir.</li>
</ol>3. Uyku kaydı
<ol><li>Uykuyu izlemek için tüplerdeki sinekleri aktivite monitörlerine yükleyin. NOT: SNAP kayaçları her ~10 sn'de bir -60° ila +60° arasında ileri geri izler. Monitörler ~5.9s için -60° seviyesinde tutulur; monitörleri tutan tepsinin -60° ila +60° ve ~1 sn'den +60° ila -60° arasında geri hareket etmesi ~2,9 sn sürer. Motora verilen voltaj ayarlanarak çevrim uzunluğu gerektiği gibi değiştirilebilir.<ol>
<li>Tüplerin aktivite monitörlerine doğru yönde yerleştirildiklerinden emin olun. Doğru yönde, sineklerin yiyeceğe itilmesini sağlamak için gıda içeren tüpün ucu SNAP'in üst kısmındadır. Ek olarak, yiyecekle ilgili son, uyku kayıt jakı ile monitörün yanındadır. Bu, etkinlik izleyicilerinin aynı anda etkinliği izlerken verimli uyku yoksunluğu için SNAP'te doğru yönlendirilmesini sağlar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Uykuyu izlemek için etkinlik monitörlerini kayıt odasına yerleştirin.</li>
	<li>Temel uykuyu tahmin etmek için uykuyu en az iki tam gün izleyin. NOT: Sineklerin aktivite monitörlerine yüklendiği gün, sineklerin tüplerde barındırılmaya uyum sağlamasına izin vermek için genellikle bir adaptasyon günü olarak hariç tutulur. Temel uyku, sineklerin yüklendiği günü takip eden sabahla başlayarak en az iki tam gün (48 saat) kaydedilir.</li>
	<li>Belirli bir günde ışıkların zamanından önceki gün ışıklara kadar 1 dakikalık kutulardaki sineklerin lokomotor aktivite sayılarını etkinlik kayıt yazılımı kullanarak kaydedin (örneğin, 08:00-08:00).</li>
	<li>Bir uyku35için eşik olarak 5 dakikalık hareketsizlik kullanarak özel makrolarla lokomotor etkinlik verilerinden uykuyu tahmin edin. NOT: Bir dizi uyku ölçümü, lokomotor etkinlik sayılarından hesaplanır. Bunlar arasında 24 saatin üzerinde min / s uyku, 24 saatte toplam uyku süresi, ortalama ve maksimum gündüz ve gece uykusu bout uzunlukları36.</li>
</ol>4. Uyku yoksunluğu ve iyileşme
<ol><li>Sinekler değişken süreler boyunca (örneğin, 12 saat, 24 saat ve 36 saat) uykusuz bırakılabildiğinden ve iyileşme uykusu çeşitli aralıklarla (örneğin, 6 saat, 12 saat, 24 saat ve 48 saat) değerlendirilebildiğinden, deneysel ihtıyatı ile iyileşme süresini belirler. Uyku iyileşmesi, bir uyku kazancı/ kaybı grafiği kullanılarak veya önceden belirlenmiş bir aralıkla (örneğin, 6 saat) kurtarılan yüzde uyku incelenerek görselleştirilebilir.</li>
	<li>Uyku iki temel gün boyunca sabitse, üçüncü gün, gece uykusuzluğu için etkinlik monitörlerini SNAP'e yerleştirin. NOT: Sinekler, 8 , 32,37,38uyku zamanları aralığında sağlam bir uyku ribaundu sergiler, ancak uykunun ribaund uykuyu güvenilir bir şekilde değerlendirmek için kararlı olması gerekir. Temel günler arasındaki uyku farkı 100 dakika ± olduğunda uyku sabittir.</li>
	<li>Etkinlik monitörlerinin monitör tutucu pimleri, monitör kabloları takılı ve arkası gıda ve önde plastik bariyerlerle doğru yönlendirilmiş monitörlerle sabitlendiğini unutmayın (Şekil 1). NOT: SNAP, kam her 10 sn'de bir dönecek şekilde tasarlanmıştır (Şekil 1). Plastik kesici uç, aparat "yukarı" konumundayken tüpleri geri iterek tüpleri sıfırlar. Tüplerin sıfırlanması, tüm tüplerin her döngünün başında tam hareket aralığına sahip olmasını sağlamak için önemlidir.</li>
	<li>Etkinlik monitörlerinin fişini çekin ve gece uykusuzluğundan sonra ışıklar yandıktan hemen sonra monitörleri SNAP'den çıkarın. NOT: Uyku yoksunluğunun sona erdirilmesi ve sineklerin 12 saat gece uykusuzluğundan sonra ışıklar yansın hemen iyileşmeye yerleştirilmesi kritik öneme sahiptir. Sinekleri iyileşmeye yerleştirmede 20-30 dakikalık bir gecikme bile ribaund uykusunun boyutunu engelleyebilir.</li>
	<li>İyileşme uykularını izlemek için sinekleri iki gün (48 saat) rahatsız edilmeyecekleri bir kayıt odasına yerleştirin. NOT: Kayıt odası diğer deneyler için kullanılıyorsa, geri kazanıcı sinekleri uyarmamak için ekstra özen uygulanmalıdır.</li>
	<li>Kaybedilen uyku miktarını hesaplayın. Her bir sinek için, uyku yoksunluğu sırasında elde edilen uyku ile taban çizgisi sırasında ilgili saat arasındaki saatlik farkı hesaplayın; kaybedilen toplam uykuyu hesaplamak için saatlik farkları toplayın.</li>
	<li>Kurtarılan uyku miktarını hesaplayın. Her bir sinek için, kurtarma sırasında elde edilen uyku ile taban çizgisi sırasında ilgili saat arasındaki saatlik farkı hesaplayın; kazanılan toplam uykuyu hesaplamak için saatlik farkları toplayın. NOT: Bir sineğin gerçekten uykusuz olup olmadığı ampiriktir. Bu nedenle, deneyci kaybedilen uyku yüzdesini incelemelidir. Sinek yeterli miktarda uyku kaybetmediyse, analizden hariç tutulabilir. Bu diğer uyku yoksunluğu yaklaşımları için gerekli olsa da, SNAP için nadiren gereklidir. Daha yaygın olarak, uyku yoksunluğu başlatıl işlemden önce belirli bir sinekte uyku sabit olmayabilir. Uyku stabil değilse, homeostaz hesaplanamaz. Uyku yoksunluğunun başlatılmasından önce hesaplanan maksimum ± 100 dakikalık uyku farkını dahil etme adayı olarak kabul ediyoruz. Bazen, bireysel bir sinek uykusu 24 saat boyunca eşit olmayan bir şekilde dağıtılır (örneğin, bazı bireyler gün boyunca uyku kotalarının% 60-70'ini alabilir ve böylece geceleri 12 saat boyunca yoksun bırakıldığında 24 saat uyku kotalarının sadece küçük bir oranını kaybedebilir). Bu sinekler ayrı ayrı değerlendirilebilir.</li>
	<li>Her genotip için kurtarma süresinin 12 h, 24 h ve 48 h üzerinde kurtarılan ortalama uyku yüzdesini (taban çizgisine göre) hesaplayın.</li>
	<li>Uyku verilerinden, taban çizgisi ve her genotip için kurtarma gün ortalama ve maksimum gündüz uyku bout uzunluğunu hesapla. NOT: Sineklerde ribaund uykusu, iyileşme günlerinde artan uyku miktarı ve artan uyku derinliği ile karakterizedir. Uyku konsolidasyonu, uyku derinliğinin ölçüsü olarak kullanılır. Uyarılma eşikleri uyku derinliğinin bir ölçüsü olarak da kullanılabilir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Nath, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Jellyfish+Cassiopea+Exhibits+a+Sleep-like+State.">The Jellyfish Cassiopea Exhibits a Sleep-like State.</a> Current Biology. 27 (19), 2984-2990 (2017).</li><li>Vorster, A. P., Krishnan, H. C., Cirelli, C., Lyons, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+sleep+in+Aplysia+californica.">Characterization of sleep in Aplysia californica.</a> Sleep. 37 (9), 1453-1463 (2014).</li><li>Zhdanova, I. V., Wang, S. Y., Leclair, O. U., Danilova, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Melatonin+promotes+sleep-like+state+in+zebrafish.">Melatonin promotes sleep-like state in zebrafish.</a> Brain Research. 903 (1-2), 263-268 (2001).</li><li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster.">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).</li><li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state.">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).</li><li>Ganguly-Fitzgerald, I., Donlea, J., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waking+experience+affects+sleep+need+in+Drosophila.">Waking experience affects sleep need in Drosophila.</a> Science. 313 (5794), 1775-1781 (2006).</li><li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Vine, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=D1+receptor+activation+in+the+mushroom+bodies+rescues+sleep-loss-induced+learning+impairments+in+Drosophila.">D1 receptor activation in the mushroom bodies rescues sleep-loss-induced learning impairments in Drosophila.</a> Current Biology. 18 (15), 1110-1117 (2008).</li><li>Donlea, J. M., Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+sleep+by+remote+control+facilitates+memory+consolidation+in+Drosophila.">Inducing sleep by remote control facilitates memory consolidation in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1571-1576 (2011).</li><li>Seidner, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Neurons+with+a+Privileged+Role+in+Sleep+Homeostasis+in+Drosophila+melanogaster.">Identification of Neurons with a Privileged Role in Sleep Homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Current Biology. 25 (22), 2928-2938 (2015).</li><li>Li, X., Yu, F., Guo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+specifically+impairs+short-term+olfactory+memory+in+Drosophila.">Sleep deprivation specifically impairs short-term olfactory memory in Drosophila.</a> Sleep. 32 (11), 1417-1424 (2009).</li><li>Melnattur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conserved+role+for+sleep+in+supporting+Spatial+Learning+in+Drosophila.">A conserved role for sleep in supporting Spatial Learning in Drosophila.</a> Sleep. , 197 (2020).</li><li>Seugnet, L., Suzuki, Y., Donlea, J. M., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+during+early-adult+development+results+in+long-lasting+learning+deficits+in+adult+Drosophila.">Sleep deprivation during early-adult development results in long-lasting learning deficits in adult Drosophila.</a> Sleep. 34 (2), 137-146 (2011).</li><li>Donlea, J. M., Ramanan, N., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use-dependent+plasticity+in+clock+neurons+regulates+sleep+need+in+Drosophila.">Use-dependent plasticity in clock neurons regulates sleep need in Drosophila.</a> Science. 324 (5923), 105-108 (2009).</li><li>Bushey, D., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+and+synaptic+homeostasis:+structural+evidence+in+Drosophila.">Sleep and synaptic homeostasis: structural evidence in Drosophila.</a> Science. 332 (6037), 1576-1581 (2011).</li><li>Huang, S., Piao, C., Beuschel, C. B., G&#246;tz, T., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+Active+Zone+Plasticity+Encodes+Sleep+Need+in+Drosophila.">Presynaptic Active Zone Plasticity Encodes Sleep Need in Drosophila.</a> Current Biology. 30 (6), 1077-1091 (2020).</li><li>Kirszenblat, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+regulates+visual+selective+attention+in+Drosophila.">Sleep regulates visual selective attention in Drosophila.</a> Journal of Experimental Biology. 221, (2018).</li><li>Singh, P., Donlea, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+Regulation+of+Sleep+and+Synapse+Pruning+after+Neural+Injury.">Bidirectional Regulation of Sleep and Synapse Pruning after Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1063-1076 (2020).</li><li>Stanhope, B. A., Jaggard, J. B., Gratton, M., Brown, E. B., Keene, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Regulates+Glial+Plasticity+and+Expression+of+the+Engulfment+Receptor+Draper+Following+Neural+Injury.">Sleep Regulates Glial Plasticity and Expression of the Engulfment Receptor Draper Following Neural Injury.</a> Current Biology. 30 (6), 1092-1101 (2020).</li><li>Kayser, M. S., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+period+of+sleep+for+development+of+courtship+circuitry+and+behavior+in+Drosophila.">A critical period of sleep for development of courtship circuitry and behavior in Drosophila.</a> Science. 344 (6181), 269-274 (2014).</li><li>Kayser, M. S., Mainwaring, B., Yue, Z., Sehgal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+deprivation+suppresses+aggression+in+Drosophila.">Sleep deprivation suppresses aggression in Drosophila.</a> Elife. 4, 07643 (2015).</li><li>Szuperak, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sleep+state+in+Drosophila+larvae+required+for+neural+stem+cell+proliferation.">A sleep state in Drosophila larvae required for neural stem cell proliferation.</a> Elife. 7, (2018).</li><li>Vaccaro, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Loss+Can+Cause+Death+through+Accumulation+of+Reactive+Oxygen+Species+in+the+Gut.">Sleep Loss Can Cause Death through Accumulation of Reactive Oxygen Species in the Gut.</a> Cell. 181 (6), 1307-1328 (2020).</li><li>Kempf, A., Song, S. M., Talbot, C. B., Miesenb&#246;ck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+potassium+channel+&#946;-subunit+couples+mitochondrial+electron+transport+to+sleep.">A potassium channel &#946;-subunit couples mitochondrial electron transport to sleep.</a> Nature. 568 (7751), 230-234 (2019).</li><li>Donlea, J. M., Pimentel, D., Miesenb&#246;ck, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+machinery+of+sleep+homeostasis+in+Drosophila.">Neuronal machinery of sleep homeostasis in Drosophila.</a> Neuron. 81 (4), 860-872 (2014).</li><li>Liu, S., Liu, Q., Tabuchi, M., Wu, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+Drive+Is+Encoded+by+Neural+Plastic+Changes+in+a+Dedicated+Circuit.">Sleep Drive Is Encoded by Neural Plastic Changes in a Dedicated Circuit.</a> Cell. 165 (6), 1347-1360 (2016).</li><li>Pimentel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Operation+of+a+homeostatic+sleep+switch.">Operation of a homeostatic sleep switch.</a> Nature. 536 (7616), 333-337 (2016).</li><li>Sitaraman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Homeostatic+Sleep+Signals+by+Segregated+Synaptic+Microcircuits+of+the+Drosophila+Mushroom+Body.">Propagation of Homeostatic Sleep Signals by Segregated Synaptic Microcircuits of the Drosophila Mushroom Body.</a> Current Biology. 25 (22), 2915-2927 (2015).</li><li>Foltenyi, K., Greenspan, R. J., Newport, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+EGFR+and+ERK+by+rhomboid+signaling+regulates+the+consolidation+and+maintenance+of+sleep+in+Drosophila.">Activation of EGFR and ERK by rhomboid signaling regulates the consolidation and maintenance of sleep in Drosophila.</a> Nature Neuroscience. 10 (9), 1160-1167 (2007).</li><li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Notch+signaling+modulates+sleep+homeostasis+and+learning+after+sleep+deprivation+in+Drosophila.">Notch signaling modulates sleep homeostasis and learning after sleep deprivation in Drosophila.</a> Current Biology. 21 (10), 835-840 (2011).</li><li>Seugnet, L., Galvin, J. E., Suzuki, Y., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+short-term+memory+defects+following+sleep+deprivation+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson+disease.">Persistent short-term memory defects following sleep deprivation in a Drosophila model of Parkinson disease.</a> Sleep. 32 (8), 984-992 (2009).</li><li>Tabuchi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+interacts+with+a&#946;+to+modulate+intrinsic+neuronal+excitability.">Sleep interacts with a&#946; to modulate intrinsic neuronal excitability.</a> Current Biology. 25 (6), 702-712 (2015).</li><li>Melnattur, K., Zhang, B., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disrupting+flight+increases+sleep+and+identifies+a+novel+sleep-promoting+pathway+in+Drosophila.">Disrupting flight increases sleep and identifies a novel sleep-promoting pathway in Drosophila.</a> Science Advances. 6 (19), 2166 (2020).</li><li>Thimgan, M. S., Suzuki, Y., Seugnet, L., Gottschalk, L., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+perilipin+homologue,+lipid+storage+droplet+2,+regulates+sleep+homeostasis+and+prevents+learning+impairments+following+sleep+loss.">The perilipin homologue, lipid storage droplet 2, regulates sleep homeostasis and prevents learning impairments following sleep loss.</a> PLOS Biology. 8 (8), (2010).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clock+and+cycle+limit+starvation-induced+sleep+loss+in+Drosophila.">Clock and cycle limit starvation-induced sleep loss in Drosophila.</a> Current Biology. 20 (13), 1209-1215 (2010).</li><li>Shaw, P. J., Tononi, G., Greenspan, R. J., Robinson, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+response+genes+protect+against+lethal+effects+of+sleep+deprivation+in+Drosophila.">Stress response genes protect against lethal effects of sleep deprivation in Drosophila.</a> Nature. 417 (6886), 287-291 (2002).</li><li>Andretic, R., Shaw, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Essentials+of+sleep+recordings+in+Drosophila:+moving+beyond+sleep+time.">Essentials of sleep recordings in Drosophila: moving beyond sleep time.</a> Methods Enzymol. 393, 759-772 (2005).</li><li>Seugnet, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identifying+sleep+regulatory+genes+using+a+Drosophila+model+of+insomnia.">Identifying sleep regulatory genes using a Drosophila model of insomnia.</a> Journal of Neuroscience. 29 (22), 7148-7157 (2009).</li><li>Bushey, D., Huber, R., Tononi, G., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Hyperkinetic+mutants+have+reduced+sleep+and+impaired+memory.">Drosophila Hyperkinetic mutants have reduced sleep and impaired memory.</a> Journal of Neuroscience. 27 (20), 5384-5393 (2007).</li><li>Geissmann, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethoscopes:+An+open+platform+for+high-throughput+ethomics.">Ethoscopes: An open platform for high-throughput ethomics.</a> PLOS Biology. 15 (10), 2003026 (2017).</li><li>Faville, R., Kottler, B., Goodhill, G. J., Shaw, P. J., van Swinderen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+deeply+does+your+mutant+sleep?+Probing+arousal+to+better+understand+sleep+defects+in+Drosophila.">How deeply does your mutant sleep? Probing arousal to better understand sleep defects in Drosophila.</a> Scientific Reports. 5, 8454 (2015).</li><li>Huber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+homeostasis+in+Drosophila+melanogaster.">Sleep homeostasis in Drosophila melanogaster.</a> Sleep. 27 (4), 628-639 (2004).</li><li>Klose, M., Shaw, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep-drive+reprograms+clock+neuronal+identity+through+CREB-binding+protein+induced+PDFR+expression.">Sleep-drive reprograms clock neuronal identity through CREB-binding protein induced PDFR expression.</a> bioRxiv. , (2019).</li><li>Dissel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sleep+restores+behavioral+plasticity+to+Drosophila+mutants.">Sleep restores behavioral plasticity to Drosophila mutants.</a> Current Biology. 25 (10), 1270-1281 (2015).</li><li>Gerstner, J. R., Vanderheyden, W. M., Shaw, P. J., Landry, C. F., Yin, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty-acid+binding+proteins+modulate+sleep+and+enhance+long-term+memory+consolidation+in+Drosophila.">Fatty-acid binding proteins modulate sleep and enhance long-term memory consolidation in Drosophila.</a> PLoS One. 6 (1), 15890 (2011).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Drosophila'da uyku bağımsız olarak 2000 yılında, iki grup tarafından karakterize edildi4,5. Bu öncü çalışmalarda sinekler nazik bir şekilde ele alarak uykudan mahrum bırakıldı (yani el yoksunluğu) ve gece uykusuzluğuna karşı sağlam bir homeostatik tepki sergiledikleri gösterilmiştir. Daha da önemlisi, herhangi bir uyku yoksunluğu deneyi ile, hayvanı uyanık tutmak için kullanılan yöntemin potansiyel şaşırtıcı etkilerini k...

Uyku hayvanlarda evrensele yakındır, ancak işlevi belirsizliğini korumaktadır. Uyku homeostazisi, uyku yoksunluğundan sonra uykudaki telafi edici artış, bir dizi hayvanda uyku durumlarını karakterize etmek için kullanılan uykunun belirleyici bir özelliğidir1, 2,3,4,5.
Sinekte uyku, uyku kaybına sağlam bir homeostatik yanıt da dahil olmak üzere insan uykusu ile birçok benzerliğe sahiptir4,5. Sinekte çok sayıda uyku çalışması, hem uzun uyanmadan tahakkuk eden olumsuz sonuçları inceleyerek uyku fonksiyonunu çıkarmak hem de uykunun homeostatik düzenlemesini kontrol eden nörobiyolojik mekanizmaları belirleyerek uyku düzenlemesini anlamak için uyku yoksunluğunu kullanmıştır. Böylece uykusuz sineklerin öğrenme ve hafızada bozukluklar gösterdiği gösterilmiştir6,7,8,9,10,11,12, yapısal plastisite13,14,15, görsel dikkat16, nöronal yaralanmadan iyileşme17,18, çiftleşme ve agresif davranışlar19, 20, hücre çoğalması21ve oksidatif strese yanıtlar22,23 birkaç isim. Ayrıca, rebound uykuyu kontrol eden nörobiyolojik mekanizmalar üzerine yapılan araştırmalar, uyku homeostat 8 , 9 , 23 , 24,25,26,27,28,29'ı oluşturan nöronal makineler hakkında kritik içgörüler sağladı. . Son olarak, sağlıklı hayvanlarda uyku işlevine dair temel içgörüleri ortaya çıkarmanın yanı sıra, uyku yoksunluğu çalışmaları da hastalıklı durumlarda uyku fonksiyonu hakkında içgörüleri bilgilendirmiş30,31.
Uyku yoksunluğu inkar edilemez derecede güçlü bir araç olsa da, herhangi bir uyku yoksunluğu deneyi ile, genişletilmiş uyanmadan kaynaklanan fenotipleri, hayvanı uyanık tutmak için kullanılan uyaranın neden olduğulardan ayırt etmek önemlidir. El yoksunluğu veya nazik kullanım ile uyku yoksunluğu, genellikle minimal bozucu uyku yoksunluğu için standardı belirlemek olarak kabul edilir. Burada, Uyku Nulllaştırma Aparatı'nı (SNAP) kullanarak sinekleri uykudan yoksun bırakmak için bir protokol açıklıyoruz. SNAP, her 10'larda bir sineklere mekanik bir uyaran sağlayan, negatif jeotaksiyi indükle ederek sinekleri uyanık tutan bir cihazdır (Şekil 1). SNAP, yüksek uyku sürücüsüne sahip sineklerde bile gece uykusunun% >98'inden verimli bir şekilde mahrum eder8,32. SNAP patlamaya duyarlı sineklerde kalibre edilmiştir, SNAP'teki sineklerin ajitasyonu sineklere zarar vermez; SNAP ile uyku yoksunluğu, el yoksunluğu ile elde edilenle karşılaştırılabilir bir ribaund sağlar7. Snap böylece uyandırıcı uyaranın etkilerini kontrol ederken sinekleri mahrum bırakmak için sağlam bir yöntemdir.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Locomotor activity tubes&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fisher Tissue Prep Wax</td><td>Thermo Fisher</td><td>13404-122</td><td>Wax used for sealing tubes</td></tr><tr><td>Glass tubes</td><td>Wale Apparatus</td><td>244050</td><td>We cut 5mm diameter Pyrex glass&amp;nbsp;tubes into 65mm long tubes&amp;nbsp;to record sleep. Pre-cut tubes&amp;nbsp;can also be purchased.</td></tr><tr><td>Nutri Fly Bloomington Formulation fly food</td><td>Genesee Scientific</td><td>66-113</td><td>Labs might use their own fly food recipe. It is important that sleep be recorded on the same food that flies were reared in.</td></tr><tr><td>Rotary glass cutting tool</td><td>Dremel Multi Pro</td><td>395</td><td>Used to cut 65mm long glass tubes&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Monitoring Sleep&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DAM System and DAMFileScan software</td><td>Trikinetics</td><td></td><td>Software used to acquire data from DAM monitors and save the acquired data in an appropriate format</td></tr><tr><td>Data acquisition computer</td><td>Lenovo</td><td>Idea Centre AIO3</td><td>A equivalent computer from any manufacturer can substitute</td></tr><tr><td>Drosophila Activity Monitors</td><td>Trikinetics</td><td>DAM2</td><td>These monitors are used to record flies&#039; locomotor activity</td></tr><tr><td>Environment Monitor</td><td>Trikinetics</td><td>DEnM</td><td>Not essential, but an easy way to monitor environmental conditions in the chamber where sleep is recorded</td></tr><tr><td>Light Controller</td><td>Trikinetics</td><td>LC4</td><td>A convenient way to control the timing of when the SNAP is turned on and off</td></tr><tr><td>Power Supply Interface Unit for DAM</td><td>Trikinetics</td><td>PSIU-9</td><td>Required for data acquisition computers to record Trikinetics locomotor acitvity data</td></tr><tr><td>RJ11 connector</td><td>7001-64PC</td><td>Multicomp</td><td>DAM monitors accept RJ11 jacks</td></tr><tr><td>Splitters</td><td>Trikinetics</td><td>SPLT5</td><td>Used to connect upto 5 DAM monitors</td></tr><tr><td>Telephone cable wire</td><td>Radioshack</td><td>278-367</td><td>Phone cables to acquire data from DAM monitors</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Sleep Deprivation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Power supply</td><td>Gw INSTEK</td><td>GPS-30300</td><td>Power supply for the SNAP</td></tr><tr><td>Sleep Nullifying Apparatus</td><td>Washington University School of Medicine machine shop</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

the sleep nullifying apparatus: a highly efficient method of sleep depriving drosophila

Uyku homeostazisi, uyku kaybının ardından gözlenen uykudaki artış, hayvanlar alemi boyunca uykuyu tanımlamak için kullanılan belirleyici kriterlerden biridir. Sonuç olarak, uyku yoksunluğu ve uyku kısıtlaması, uyku işlevi hakkında fikir vermek için yaygın olarak kullanılan güçlü araçlardır. Bununla birlikte, uyku yoksunluğu deneyleri, yoksunluk uyaranının fizyoloji ve davranışta gözlenen değişikliklerin nedeni olabileceği için doğası gereği sorunludur. Buna göre, başarılı uyku yoksunluğu teknikleri hayvanları uyanık tutmalı ve ideal olarak, çok sayıda istenmeyen sonuç doğurmadan sağlam bir uyku ribaundu ile sonuçlanmalıdır. Burada, Drosophila melanogasteriçin bir uyku yoksunluğu tekniğini tarif ediyoruz. Uyku Nullifiye Aparatı (SNAP), negatif jeotaksisi teşvik etmek için her 10'da bir uyaran uygular. Uyaran öngörülebilir olsa da, SNAP, yüksek uyku sürücüsüne sahip sineklerde bile gece uykusunun% 95'> etkili bir şekilde önler. Daha da önemlisi, sonraki homeostatik yanıt, el yoksunluğu kullanılarak elde edilene çok benzer. Uyaranların zamanlaması ve aralığı, uyku kaybını en aza indirmek ve böylece uyaranın fizyoloji ve davranış üzerindeki spesifik olmayan etkilerini incelemek için değiştirilebilir. SNAP, uyku kısıtlaması ve uyarılma eşiklerini değerlendirmek için de kullanılabilir. SNAP, uyku işlevini daha iyi anlamak için kullanılabilecek güçlü bir uyku bozulması tekniğidir.

Kanton S (Cs) vahşi tip suş olarak kullanılmıştır. Sinekler 12 saat ışıkta tutuldu: 12 saat karanlık program ve gece boyunca 12 saat uykusuz kaldı. Temel günde Cs sineklerinin uyku profillerinin incelenmesi (bs), uyku yoksunluğu günü (sd) ve iki iyileşme günü (rec1 ve rec2) (Şekil 2A),sineklerin SNAP'te etkili bir şekilde uykusuz kaldığını ve literatürde gözlemlenen raporlarla tutarlı olarak gün içinde iyileştiğini göstermekted...

Watch this Scientific Journal Video about The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila at JoVE.com

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Uyku yoksunluğu, uyku fonksiyonunu ve düzenlemesini araştırmak için güçlü bir araçtır. Uyku Nullifiye Aparatı'nı kullanarak Drosophila'yı uykudan yoksun bırakmak ve yoksunluğun neden olduğu ribaund uykusunun kapsamını belirlemek için bir protokol açıklıyoruz.

Uyku Nullifiye Aparatı: Drosophila'dan Yoksun Uykunun Son Derece Verimli Bir Yöntemi

Sleep homeostasis, the increase in sleep observed following sleep loss, is one of the defining criteria used to identify sleep throughout the animal ...

the-sleep-nullifying-apparatus-highly-efficient-method-sleep

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

3.3K Görüntüleme.  Washington University School of Medicine. Uyku yoksunluğu, uyku fonksiyonunu ve düzenlemesini araştırmak için güçlü bir araçtır. Uyku Nullifiye Aparatı'nı kullanarak Drosophila'yı uykudan yoksun bırakmak ve yoksunluğun neden olduğu ribaund uykusunun kapsamını belirlemek için bir protokol açıklıyoruz.

Video: The Sleep Nullifying Apparatus: A Highly Efficient Method of Sleep Depriving Drosophila

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Sirkadiyen Rhythms Eğitim ve Parametreler Uyku Lokomotor Aktivitesi Assaying Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Nörobilim

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

A complex interaction between the immune response and host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in particular, is known to occur as a response to infection in mammals 1 and has also recently been described in Drosophila melanogaster2. It is generally accepted that sleep is beneficial to the host during an infection and that it is important for the maintenance of a robust immune system3,4. However, experimental evidence that supports this hypothesis is limited4, and the function of excess sleep during an immune response remains unclear. We have used a multidisciplinary approach to address this complex problem, and have conducted studies in the simple genetic model system, the fruitfly Drosophila melanogaster. We use a standard assay for measuring locomotor behavior and sleep in flies, and demonstrate how this assay is used to measure behavior in flies infected with a pathogenic strain of bacteria. This assay is also useful for monitoring the duration of survival in individual flies during an infection. Additional measures of immune function include the ability of flies to clear an infection and the activation of NF&kappa;B, a key transcription factor that is central to the innate immune response in Drosophila. Both survival outcome and bacterial clearance during infection together are indicators of resistance and tolerance to infection. Resistance refers to the ability of flies to clear an infection, while tolerance is defined as the ability of the host to limit damage from an infection and thereby survive despite high levels of pathogen within the system5. Real-time monitoring of NF&kappa;B activity during infection provides insight into a molecular mechanism of survival during infection. The use of Drosophila in these straightforward assays facilitates the genetic and molecular analyses of sleep and the immune response and how these two complex systems are reciprocally influenced.

Quantitative Measurement of the Immune Response and Sleep in Drosophila

To understand a link between the immune response and behavior, we describe a method to measure locomotor behavior in Drosophila during bacterial infection as well as the ability of flies to mount an immune response by monitoring survival, bacterial load, and real-time activity of a key regulator of innate immunity, NF&kappa;B.

İmmün Yanıt ve Uyku içinde kantitatif ölçümü<em&gt; Drosophila</em

A complex interaction between the immune response and  host behavior has been described in a wide range of species. Excess sleep, in  particular, is known ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

Nicel gıda alımı deneyleri birleştirerek ve zorla iştah Drosophila içinde çalışmaya nöronların aktive

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Davranış

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

Içinde Doğuştan gelen ve sirkadiyen Ayarlı Photobehavior Eğitim ışık tercih Testi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

The FlyBar: Administering Alcohol to Flies

Fruit flies (Drosophila melanogaster) are an established model for both alcohol research and circadian biology. Recently, we showed that the circadian clock modulates alcohol sensitivity, but not the formation of tolerance. Here, we describe our protocol in detail. Alcohol is administered to the flies using the FlyBar. In this setup, saturated alcohol vapor is mixed with humidified air in set proportions, and administered to the flies in four tubes simultaneously. Flies are reared under standardized conditions in order to minimize variation between the replicates. Three-day old flies of different genotypes or treatments are used for the experiments, preferably by matching flies of two different time points (e.g., CT 5 and CT 17) making direct comparisons possible. During the experiment, flies are exposed for 1 hr&#160;to the pre-determined percentage of alcohol vapor and the number of flies that exhibit the Loss of Righting reflex (LoRR) or sedation are counted every 5 min. The data can be analyzed using three different statistical approaches. The first is to determine the time at which 50% of the flies have lost their righting reflex and use an Analysis of the Variance (ANOVA) to determine whether significant differences exist between time points. The second is to determine the percentage flies that show LoRR after a specified number of minutes, followed by an ANOVA analysis. The last method is to analyze the whole times series using multivariate statistics. The protocol can also be used for non-circadian experiments or comparisons between genotypes.

Drosophila has emerged as a significant model system for dissecting the cellular and molecular underpinnings of behavioral responses to alcohol. Here we present a protocol for the collection of alcohol sensitivity data in a circadian context that can be easily applied to other experiments and is well-suited for undergraduate research.

Flybar: Sineklerin için Alkol yönetme

Fruit flies (Drosophila melanogaster) are an established model for both alcohol research and circadian biology. Recently, we showed that the circadian ...

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human populations, the Drosophila model allows strict control over genetic background, and virtually unlimited numbers of individuals of the same genotype can be reared rapidly under well-controlled environmental conditions without regulatory restrictions and at relatively low cost. Flies exposed to ethanol undergo physiological and behavioral changes that resemble human alcohol intoxication, including loss of postural control, sedation, and development of tolerance. Here, we describe a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The assay is based on video recording of single flies introduced without anesthesia in 24-well cell culture plates in a set-up that enables synchronous initiation of alcohol exposure. The system enables a single person to collect individual ethanol sedation data on as many as 2,000 flies within an 8 h work period. The assay can, in principle, be extended to assess the effects of exposure to any volatile substance and applied to measure effects of acute toxicity of volatiles on other insects, including other fly species.

High-Throughput Method for Measuring Alcohol Sedation Time of Individual Drosophila melanogaster

Current methods to measure alcohol sensitivity in Drosophila are designed to test groups of flies. We present a simple, low-cost, high-throughput assay for assessing alcohol sedation sensitivity in large numbers of single flies. The method does not require specialized tools and can be performed in any laboratory using common materials.

Bireysel Drosophila melanogaster Alkol Sedasyon Süresini Ölçmek için Yüksek İşLenme Yöntemi

Drosophila melanogaster provides an excellent model to study the genetic underpinnings of alcohol sensitivity. In contrast to studies in human ...

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but effective method to observe and document the behavior or morphology of flies. Flies were placed in a translucent observation chamber c.a. &#216;15 x 5mm (no food inside) or &#216;15 x 12 mm (with an 8 mm-high piece of food inside). After covering with an ultraviolet (UV)/clear filter with high light transmittance, the chamber was placed under a 5-50x zoom stereo microscope, and mini light-emitting diode (LED) video lights were placed on both sides of the microscope to illuminate the chamber to obtain uniform, soft, bright, and nearly shadow-free light. Then, a compact digital camera with 3-5x optical zoom, which can record 1080 P high-definition or higher resolution video (at a frame rate of &#8805;30 fps), was connected to the eyepiece of microscope through a bracket, and photographs or videos were taken through the eyepiece. By adjusting the zoom knob of the zoom stereo microscope, it was very easy to track the flies and take panoramic or detailed close-up images as needed, while the camera recorded everything under the microscope. Because the flies can stay at any position in the chamber, they can be observed and recorded from all directions. The photographs or videos taken are of good image quality. This method can be used both for scientific research and teaching.

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

This protocol describes how to make a simple adult Drosophila behavior observation chamber, and how to take high-definition photographs/videos of the morphology or behavior of different types of fruit flies in the observation chamber through relatively simple and affordable methods.

Drosophila Yetişkinlerinin Davranışsal Çalışmaları için Ayarlanabilir Yüksek Çözünürlüklü Görüntüleme Sistemi

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

İlerleyen Uyku Bozukluğu Tedavileri: Drosophila Temelli Bir Tarama Yaklaşımı

High-Throughput Small Molecule Drug Screening For Age-Related Sleep Disorders Using Drosophila melanogaster

Sleep, an essential component of health and overall well-being, often presents challenges for older individuals who frequently experience sleep disorders characterized by shortened sleep duration and fragmented patterns. These sleep disruptions also correlate with an increased risk of various illnesses in the elderly, including diabetes, cardiovascular diseases, and psychological disorders. Unfortunately, existing drugs for sleep disorders are associated with significant side effects such as cognitive impairment and addiction. Consequently, the development of new, safer, and more effective sleep disorder medications is urgently needed. However, the high cost and lengthy experimental duration of current drug screening methods remain limiting factors.
This protocol describes a cost-effective and high-throughput screening method that utilizes Drosophila melanogaster, a species with a highly conserved sleep regulation mechanism compared to mammals, making it an ideal model for studying sleep disorders in the elderly. By administering various small compounds to aged flies, we can assess their effects on sleep disorders. The sleep behaviors of these flies are recorded using an infrared monitoring device and analyzed with the open-source data package Sleep and Circadian Analysis MATLAB Program 2020 (SCAMP2020). This protocol offers a low-cost, reproducible, and efficient screening approach for sleep regulation. Fruit flies, due to their short life cycle, low husbandry cost, and ease of handling, serve as excellent subjects for this method. As an illustration, Reserpine, one of the tested drugs, demonstrated the ability to promote sleep duration in elderly flies, highlighting the effectiveness of this protocol.

Yazar Spotlight: DAM Sistemini Kullanarak Drosophila Uyku Ölçümündeki Zorlukların Üstesinden Gelmek 

Presented is a protocol for high-throughput drug screening to improve sleep by monitoring the sleep behavior of fruit flies in an elderly Drosophila model.

Drosophila melanogaster Kullanarak Yaşa Bağlı Uyku Bozuklukları İçin Yüksek Verimli Küçük Moleküllü İlaç Taraması

Sleep, an essential component of health and overall well-being, often presents challenges for older individuals who frequently experience sleep disorders ...

Uyku Nullifiye Aparatı: Drosophila'dan Yoksun Uykunun Son Derece Verimli Bir Yöntemi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Sirkadiyen Rhythms Eğitim ve Parametreler Uyku Lokomotor Aktivitesi Assaying Drosophila

İmmün Yanıt ve Uyku içinde kantitatif ölçümü

Nicel gıda alımı deneyleri birleştirerek ve zorla iştah Drosophila içinde çalışmaya nöronların aktive

Içinde Doğuştan gelen ve sirkadiyen Ayarlı Photobehavior Eğitim ışık tercih Testi

Flybar: Sineklerin için Alkol yönetme

Bireysel Drosophila melanogaster Alkol Sedasyon Süresini Ölçmek için Yüksek İşLenme Yöntemi

Drosophila Yetişkinlerinin Davranışsal Çalışmaları için Ayarlanabilir Yüksek Çözünürlüklü Görüntüleme Sistemi

Drosophila melanogaster Kullanarak Yaşa Bağlı Uyku Bozuklukları İçin Yüksek Verimli Küçük Moleküllü İlaç Taraması

Drosophila melanogaster Kullanarak Yaşa Bağlı Uyku Bozuklukları İçin Yüksek Verimli Küçük Moleküllü İlaç Taraması

Drosophila melanogaster Kullanarak Yaşa Bağlı Uyku Bozuklukları İçin Yüksek Verimli Küçük Moleküllü İlaç Taraması