Los autores desean agradecer a Andrea Thomson, Jon Hash, Hope Woods y Autumn Anthony por manejar perros para QST, a Masataka Enomoto por su ayuda con la detección de perros y a Sam Chiu por sus contribuciones para establecer el protocolo para QST térmico caliente.

Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Carolina del Norte.
1. Configuración de la sala y aclimatación de los sujetos de estudio
<ol><li>Realice QST en un espacio dedicado donde haya un amplio espacio para que un operador de QST, un manejador y un perro de cualquier tamaño se muevan cómodamente. Minimice las posibles distracciones auditivas y visuales y use una máquina de ruido blanco para bloquear el sonido ambiental.</li>
	<li>Coloque una colchoneta de yoga grande o un acolchado similar en el piso para asegurarse de que los perros se sientan cómodos en decúbito lateral durante la prueba.</li>
	<li>Permita que el perro al menos 10 minutos explore y se aclimate libremente a la habitación y se sienta cómodo con el operador y el manejador de QST. Ofrezca agua fresca ad libitum en la habitación y dé recompensas ocasionales de comida.</li>
	<li>Aleatorice el sitio de prueba (lado izquierdo o derecho) lanzando una moneda. Sujete una sección de pelaje de aproximadamente 2 x 4 cm centrada alrededor del espacio entre la superficie dorsal del tercer y cuarto metatarsianos a medio camino entre la articulación tarsometatarsiana y la articulación metatarsofalángica. Sujete una sección de pelaje de aproximadamente 1 x 2 cm en el antebraquio lateral justo proximal a la articulación antebraquiocarpiana sobre el cúbito.</li>
</ol>2. Anestesiómetro electrónico von Frey
<ol><li>Configuración del instrumento<ol><li>Aplique suavemente una punta von Frey rígida de 0,9 mm a la célula de carga y asegúrese de que la célula de carga esté bien atornillada en la pieza de mano. Conecte el cable de la pieza de mano al dispositivo de grabación a través del canal M0 (Figura 1A, B).</li>
		<li>Encienda el dispositivo de grabación y presione el botón MAX para que el dispositivo grabe y muestre la fuerza máxima alcanzada cuando el perro responde al estímulo aplicado (Figura 1C).</li>
		<li>Ponga a cero el instrumento pulsando el botón CLR .</li>
	</ol></li>
	<li>Recogida de datos<ol><li>Coloque al perro en reclinación lateral para medir umbrales. NOTA: Los perros se colocan en la recostación lateral derecha para medir los umbrales en las extremidades izquierdas o en la decúbito lateral izquierdo para medir los umbrales en las extremidades derechas. Si el perro no se acuesta voluntariamente en reclinación lateral cuando se le dan señales verbales, el operador y el manejador de QST pueden poner manualmente al perro en reclinación lateral.</li>
		<li>Aplique una restricción mínima a moderada según sea necesario para mantener al perro en reclinación lateral y relativamente quieto. Nota : el controlador realiza este paso.</li>
		<li>Aplique el estímulo una vez que el perro esté tranquilo y relajado y la extremidad que se está probando esté en al menos un 70% de extensión. Proporcione un soporte manual suave a la extremidad que se está probando para mantener la extremidad fuera del piso y proporcione un respaldo estable para aplicar fuerza contra la extremidad sin evitar que el perro retire la extremidad. Nota : el operador QST realiza este paso.</li>
		<li>Aplique la punta de von Frey perpendicular a la piel del área que se está probando. Si el perro presenta movimientos reflejos (por ejemplo, contracciones de la pata o retirada de la extremidad antes de aplicar fuerza) de la sensación de la punta de von Frey en la piel, permita que el perro relaje la extremidad nuevamente antes de volver a aplicar la punta de von Frey. Tome una medida cuando la piel no cause movimientos reflejos aplicando la punta de von Frey.</li>
		<li>Aplique una fuerza cada vez mayor con la punta de von Frey (~ 20 g / seg) hasta que el perro retire la extremidad, vocalice, gire para mirar el estímulo o exhiba otros movimientos o respuestas conductuales que indiquen la percepción consciente del estímulo. Retire el estímulo cuando el perro retire la extremidad, o se alcance la fuerza máxima. NOTA: No exceda los 1.000 g de fuerza.</li>
		<li>Registre la fuerza máxima aplicada que se muestra en el dispositivo de grabación. NOTA: Si se alcanza el límite de seguridad de 1.000 g de fuerza, se registran 1.000 g como umbral sensorial, y se observa que no hubo respuesta antes del corte de seguridad.</li>
		<li>Repita las mediciones para un total de cinco ensayos, permitiendo 1 minuto entre cada medición (intervalo entre ensayos). Ponga a cero el instrumento entre cada paso pulsando el botón CLR .<ol><li>Permita que el perro permanezca en reclinación lateral durante los intervalos entre ensayos si permanece relativamente tranquilo y relajado con ninguna o mínima restricción. De lo contrario, permita que el perro se sienta, se pare o se mueva por la sala QST para mantener su comodidad. Coloque al perro de nuevo en reclinación lateral antes de la medición posterior.</li>
		</ol></li>
		<li>Registre una puntuación de viabilidad de 0-5 para indicar la facilidad con la que se recopilaron los datos. NOTA: Las puntuaciones de viabilidad son las siguientes: 0 = sin problema, 1 = dificultad leve, 2 = dificultad moderada, 3 = dificultad significativa, 4 = extremadamente difícil, 5 = imposible. La rúbrica utilizada para asignar puntajes de factibilidad se proporciona en la Tabla 1.</li>
		<li>Dale al perro un descanso de 5 minutos antes de comenzar las mediciones con el algometro de presión contundente contundente.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Algometro de presión sondeado romo
<ol><li>Configuración del instrumento<ol><li>Asegúrese de que la pequeña sonda roma esté bien atornillada en el dispositivo (Figura 2A).</li>
		<li>Encienda el dispositivo de grabación y pulse el botón MAX para continuar cuando se le solicite en la pantalla. Pulse el botón UNIT hasta que la unidad se muestre en gramos (g) en la parte superior de la pantalla (Figura 2B).</li>
		<li>Ponga a cero el instrumento pulsando el botón ZERO .</li>
	</ol></li>
	<li>Recogida de datos<ol><li>Coloque al perro en reclinación lateral para medir umbrales. NOTA: Los perros se colocan en la recostación lateral derecha para medir los umbrales en las extremidades izquierdas o en la decúbito lateral izquierdo para medir los umbrales en las extremidades derechas. Si el perro no se acuesta voluntariamente en reclinación lateral cuando se le dan señales verbales, el operador y el manejador de QST pueden poner manualmente al perro en reclinación lateral.</li>
		<li>Aplique una restricción mínima a moderada según sea necesario para mantener al perro en reclinación lateral y relativamente quieto. Nota : el controlador realiza este paso.</li>
		<li>Aplique el estímulo una vez que el perro esté tranquilo y relajado y la extremidad que se está probando esté en aproximadamente un 70% de extensión. Proporcione un soporte manual suave a la extremidad que se está probando para mantener la extremidad fuera del piso y proporcione un respaldo estable para aplicar fuerza contra, sin evitar que el perro retire la extremidad. Nota : el operador QST realiza este paso.</li>
		<li>Aplique la sonda roma perpendicular a la piel del área que se está probando (Figura 2C). Si el perro presenta movimientos reflejos (por ejemplo, contracciones de la pata o retirada de la extremidad antes de aplicar fuerza) por la sensación de la sonda roma en la piel, permita que el perro relaje la extremidad nuevamente antes de volver a aplicar la sonda roma. Tome una medida cuando la aplicación de la sonda roma a la piel no cause movimientos reflejos.</li>
		<li>Aplique una fuerza cada vez mayor con la sonda (~ 20 g / s) hasta que el perro retire la extremidad, vocalice, gire para mirar el estímulo o exhiba otros movimientos o respuestas conductuales que indiquen la percepción consciente del estímulo. Retire el estímulo cuando el perro retire la extremidad o se alcance la fuerza máxima. NOTA: No superar los 2.500 g de fuerza.</li>
		<li>Registre la fuerza máxima aplicada que se muestra en el dispositivo de grabación. NOTA: Si se alcanza el límite de seguridad de 2.500 g de fuerza, se registran 2.500 g como umbral sensorial, y se observa que no hubo respuesta antes del corte de seguridad.</li>
		<li>Repita las mediciones para un total de cinco ensayos, permitiendo 1 minuto entre cada medida (intervalo entre ensayos). Ponga a cero el instrumento entre cada paso pulsando el botón ZERO .<ol><li>Permita que el perro permanezca en reclinación lateral durante el intervalo entre ensayos si permanece relativamente tranquilo y relajado sin restricciones o con una restricción mínima. De lo contrario, permita que el perro se sienta, se pare o se mueva por la sala QST para mantener su comodidad. Coloque al perro de nuevo en reclinación lateral antes de la medición posterior.</li>
		</ol></li>
		<li>Registre una puntuación de viabilidad de 0-5 para indicar la facilidad con la que se recopilaron los datos. NOTA: Las puntuaciones de viabilidad son las siguientes: 0 = sin problema, 1 = dificultad leve, 2 = dificultad moderada, 3 = dificultad significativa, 4 = extremadamente difícil, 5 = imposible.</li>
		<li>Dé al perro un descanso de 5 minutos antes de comenzar las mediciones con la sonda térmica caliente.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Sonda térmica caliente
<ol><li>Configuración del instrumento<ol><li>Conecte el analizador termosensorial al ordenador mediante el cable USB y asegúrese de que el termodo de 16 x 16 mm esté conectado al analizador. Encienda el analizador.</li>
		<li>Abra el software del analizador termosensorial en la computadora y seleccione el analizador TSA II en el menú de inicio. Haga clic en Aceptar en la advertencia emergente para la autocomprobación del analizador. Asegúrese de que el termodo no esté conectado al sujeto de estudio durante la autoevaluación.</li>
		<li>En la pestaña TEST (esquina superior derecha), debajo del mensaje Seleccionar paciente (lado izquierdo de la pantalla), seleccione el paciente apropiado haciendo doble clic en el nombre de la lista.<ol><li>Para crear un nuevo paciente, haga clic en la pestaña PACIENTES a la derecha de la pestaña PRUEBA . Haga clic en el icono Nuevo paciente en la esquina inferior izquierda y complete los detalles del paciente (departamento, nombre y apellido del paciente , identificación, sexo y fecha de nacimiento).</li>
		</ol></li>
		<li>En el mensaje Seleccionar programa en la pestaña PRUEBA, seleccione el programa apropiado haciendo doble clic en el programa de la lista.<ol><li>Para crear un nuevo programa, haga clic en la pestaña PROGRAMAS a la derecha de la pestaña PACIENTES . Haga clic en el icono Nuevo programa en la esquina inferior izquierda y complete los detalles del programa . NOTA: Para este protocolo, los detalles del programa se dan en la Tabla 2. No es necesario seleccionar un sitio de cuerpo en el mensaje Seleccionar sitio de cuerpo en la ficha PRUEBA .</li>
		</ol></li>
		<li>Una vez que se hayan seleccionado el paciente y el programa apropiados, haga clic en el mensaje Ir a la prueba en la pestaña PRUEBA . Haga clic en el botón Pre-Test en la esquina inferior izquierda para calibrar el analizador al programa especificado.</li>
		<li>Una vez completada la prueba previa, el botón de prueba previa se reemplaza por el botón Inicio y la ventana de prueba muestra: Presione el botón Inicio para iniciar la prueba (Figura 3A).</li>
		<li>Desenrolle el cable de termodo y asegúrese de que el termodo sea fácilmente accesible.</li>
	</ol></li>
	<li>Recogida de datos<ol><li>Coloque al perro en reclinación lateral para medir la latencia térmica. NOTA: Los perros se colocan en la recostación lateral derecha para medir los umbrales en las extremidades izquierdas o en la decúbito lateral izquierdo para medir los umbrales en las extremidades derechas. Si el perro no se acuesta voluntariamente en reclinación lateral cuando se le dan señales verbales, el operador y el manejador de QST pueden poner manualmente al perro en reclinación lateral.</li>
		<li>Aplique una restricción mínima a moderada según sea necesario para mantener al perro en reclinación lateral y relativamente quieto. Nota : el controlador realiza este paso.</li>
		<li>Aplique el estímulo una vez que el perro esté tranquilo y relajado y la extremidad que se está probando esté en aproximadamente un 70% de extensión. Proporcione un soporte manual suave a la extremidad que se está probando para mantener la extremidad fuera del piso sin evitar que el perro retire la extremidad. Además, sostenga y opere un cronómetro con la mano apoyando la extremidad. Nota : el operador QST realiza este paso.</li>
		<li>Aplique el termodo en la piel del área que se está probando (Figura 3B). Si el perro presenta movimientos reflejos (por ejemplo, contracciones de la pata o retirada de la extremidad antes de aplicar calor) de la sensación del termodo en la piel, permita que el perro relaje la extremidad nuevamente antes de volver a aplicar el termodo. Tome una medida cuando la aplicación del termodo a la piel no cause movimientos reflejos.</li>
		<li>Haga clic en el botón Inicio en la esquina inferior izquierda de la pestaña PRUEBA para iniciar la prueba. NOTA: El operador QST le indica al manipulador que inicie la prueba (por ejemplo, asintiendo con la cabeza), y el operador QST inicia simultáneamente el cronómetro.</li>
		<li>Retire el termodo cuando el perro retira la extremidad, vocaliza, gira para mirar el estímulo o exhibe otros movimientos o respuestas conductuales que indican la percepción consciente del estímulo o cuando se alcanza la latencia máxima mientras se detiene simultáneamente el cronómetro. Nota : el operador QST realiza este paso. No exceda los 20 s de aplicación del termodo o los 49 °C de la temperatura máxima del termodo.</li>
		<li>Registre la latencia hasta la retirada. Si se alcanza el corte de seguridad de 20 s de aplicación de termodo, registre 20 s como latencia sensorial y observe que no hubo respuesta antes del corte de seguridad.</li>
		<li>Repita las mediciones para un total de cinco ensayos, permitiendo 1 minuto entre cada medida (intervalo entre ensayos). Haga clic en el botón End Test y, a continuación, en el botón Pre-Test entre cada medición para detener el calentamiento del termodo y recalibrar el termodo para prepararse para la siguiente aplicación. Nota : el controlador realiza este paso.<ol><li>Permita que el perro permanezca en reclinación lateral durante el intervalo entre ensayos si permanece relativamente tranquilo y relajado sin restricciones o con una restricción mínima. De lo contrario, permita que el perro se sienta, se pare o se mueva por la sala QST para mantener su comodidad. Coloque al perro de nuevo en reclinación lateral antes de la medición posterior.</li>
		</ol></li>
		<li>Registre una puntuación de viabilidad de 0-5 para indicar la facilidad con la que se recopilaron los datos. NOTA: Las puntuaciones de viabilidad son las siguientes: 0 = sin problema, 1 = dificultad leve, 2 = dificultad moderada, 3 = dificultad significativa, 4 = extremadamente difícil, 5 = imposible.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Hunt, J., Knazovicky, D., Lascelles, B. D. X., Murrell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+sensory+testing+in+dogs+with+painful+disease:+A+window+to+pain+mechanisms.">Quantitative sensory testing in dogs with painful disease: A window to pain mechanisms.</a> The Veterinary Journal. 243, 33-41 (2019).</li><li>Purves, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutaneous+and+subcutaneous+somatic+sensory+receptors.">Cutaneous and subcutaneous somatic sensory receptors.</a> Neuroscience, 2nd edition. , (2001).</li><li>Gorney, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+and+thermal+sensory+testing+in+normal+chondrodystrophic+dogs+and+dogs+with+spinal+cord+injury+caused+by+thoracolumbar+intervertebral+disc+herniations.">Mechanical and thermal sensory testing in normal chondrodystrophic dogs and dogs with spinal cord injury caused by thoracolumbar intervertebral disc herniations.</a> Journal of Veterinary Internal Medicine. 30 (2), 627-635 (2016).</li><li>Song, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=von+Frey+anesthesiometry+to+assess+sensory+impairment+after+acute+spinal+cord+injury+caused+by+thoracolumbar+intervertebral+disc+extrusion+in+dogs.">von Frey anesthesiometry to assess sensory impairment after acute spinal cord injury caused by thoracolumbar intervertebral disc extrusion in dogs.</a> The Veterinary Journal. 209, 144-149 (2016).</li><li>Moore, S. A., Hettlich, B. F., Waln, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+an+electronic+von+Frey+device+for+evaluation+of+sensory+threshold+in+neurologically+normal+dogs+and+those+with+acute+spinal+cord+injury.">The use of an electronic von Frey device for evaluation of sensory threshold in neurologically normal dogs and those with acute spinal cord injury.</a> The Veterinary Journal. 197 (2), 216-219 (2013).</li><li>Sanchis-Mora, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pregabalin+for+the+treatment+of+syringomyelia-associated+neuropathic+pain+in+dogs:+A+randomized,+placebo-controlled,+double-masked+clinical+trial.">Pregabalin for the treatment of syringomyelia-associated neuropathic pain in dogs: A randomized, placebo-controlled, double-masked clinical trial.</a> The Veterinary Journal. 250, 55-62 (2019).</li><li>Brydges, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+assessments+of+increased+sensory+sensitivity+in+dogs+with+cranial+cruciate+ligament+rupture.">Clinical assessments of increased sensory sensitivity in dogs with cranial cruciate ligament rupture.</a> The Veterinary Journal. 193 (2), 546-550 (2012).</li><li>Williams, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feasibility+and+repeatability+of+thermal+quantitative+sensory+testing+in+normal+dogs+and+dogs+with+hind+limb+osteoarthritis-associated+pain.">Feasibility and repeatability of thermal quantitative sensory testing in normal dogs and dogs with hind limb osteoarthritis-associated pain.</a> The Veterinary Journal. 199, 63-67 (2014).</li><li>Freire, M., Knazovicky, D., Case, B., Thomson, A., Lascelles, B. D. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+thermal+and+mechanical+quantitative+sensory+testing+in+client-owned+dogs+with+chronic+naturally+occurring+pain+and+normal+dogs.">Comparison of thermal and mechanical quantitative sensory testing in client-owned dogs with chronic naturally occurring pain and normal dogs.</a> The Veterinary Journal. 210, 95-97 (2016).</li><li>Knazovicky, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+somatosensory+sensitivity+in+naturally+occurring+canine+model+of+osteoarthritis.">Widespread somatosensory sensitivity in naturally occurring canine model of osteoarthritis.</a> Pain. 157 (6), 1325-1332 (2016).</li><li>Lascelles, B. D. X., Cripps, P. J., Jones, A., Waterman, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Post-operative+central+hypersensitivity+and+pain:+The+pre-emptive+value+of+pethidine+for+ovariohysterectomy.">Post-operative central hypersensitivity and pain: The pre-emptive value of pethidine for ovariohysterectomy.</a> Pain. 73 (3), 461-471 (1997).</li><li>Slingsby, L. S., Waterman-Pearson, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+post-operative+analgesic+effects+of+ketamine+after+canine+ovariohysterectomy+-+a+comparison+between+pre-+or+post-operative+administration.">The post-operative analgesic effects of ketamine after canine ovariohysterectomy - a comparison between pre- or post-operative administration.</a> Research in Veterinary Medicine. 69 (2), 147-152 (2000).</li><li>Sammarco, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Post-operative+analgesia+for+stifle+surgery:+A+comparison+of+intra-articular+bupivacaine,+morphine,+or+saline.">Post-operative analgesia for stifle surgery: A comparison of intra-articular bupivacaine, morphine, or saline.</a> Veterinary Surgery. 25 (1), 59-69 (1996).</li><li>Tomas, A., Marcellin-Little, D. J., Roe, S. C., Motsinger-Reif, A., Lascelles, B. D. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+mechanical+thresholds+and+limb+use+in+dogs+with+coxofemoral+joint+OA-associated+pain+and+the+modulating+effects+of+pain+alleviation+from+total+hip+replacement+on+mechanical+thresholds.">Relationship between mechanical thresholds and limb use in dogs with coxofemoral joint OA-associated pain and the modulating effects of pain alleviation from total hip replacement on mechanical thresholds.</a> Veterinary Surgery. 43 (5), 542-548 (2014).</li><li>Briley, J. D., Williams, M. D., Freire, M., Griffith, E. H., Lascelles, B. D. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feasibility+and+repeatability+of+cold+and+mechanical+quantitative+sensory+testing+in+normal+dogs.">Feasibility and repeatability of cold and mechanical quantitative sensory testing in normal dogs.</a> The Veterinary Journal. 199 (2), 246-250 (2014).</li><li>Knazovicky, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Replicate+effects+and+test-retest+reliability+of+quantitative+sensory+threshold+testing+in+dogs+with+and+without+chronic+pain.">Replicate effects and test-retest reliability of quantitative sensory threshold testing in dogs with and without chronic pain.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. 44 (3), 615-624 (2017).</li><li>Sanchis-Mora, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+initial+validation+of+a+sensory+threshold+examination+protocol+(STEP)+for+phenotyping+canine+pain+syndromes.">Development and initial validation of a sensory threshold examination protocol (STEP) for phenotyping canine pain syndromes.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. 44 (3), 600-614 (2017).</li><li>Backonja, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Value+of+quantitative+sensory+testing+in+neurological+and+pain+disorders:+NeuPSIG+consensus.">Value of quantitative sensory testing in neurological and pain disorders: NeuPSIG consensus.</a> Pain. 154 (9), 1807-1819 (2013).</li><li>Wylde, V., Palmer, S., Learmonth, I. D., Dieppe, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatosensory+abnormalities+in+knee+OA.">Somatosensory abnormalities in knee OA.</a> Rheumatology. 51 (3), 535-543 (2012).</li></ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

Es crucial para la adquisición de datos precisos, que reflejen los umbrales sensoriales del perro, que el perro esté lo más tranquilo, relajado y posicionado adecuadamente posible para cada medición. Un estudio previo observó que la agitación por restricción o distracción de factores dentro o fuera del entorno de prueba afectó las respuestas de los perros a los estímulos QST16. Si el perro se agita por la decúbito o la restricción o está distraído, se le debe dar tiempo para que se a...

Las pruebas sensoriales cuantitativas (QST) evalúan las respuestas provocadas por estímulos aplicados externamente; Se utiliza para evaluar la función del sistema somatosensorial en humanos y animales1. Los estímulos mecánicos en forma de presión puntiaguda o presión profunda se aplican como un estímulo en rampa. El umbral sensorial se determina como la fuerza que evoca una respuesta psicofísica1. Los estímulos térmicos calientes o fríos se pueden utilizar como un estímulo en rampa o como un estímulo de intensidad fija. El umbral sensorial se determina como la temperatura a la que hay una respuesta o la latencia para responder al estímulo. Los umbrales sensoriales de presión punticada se miden utilizando anestesiómetros electrónicos de von Frey o filamentos capilares de von Frey, la presión profunda se mide con algometros de presión portátiles y los umbrales sensoriales térmicos se determinan utilizando una variedad de sistemas de termodos de contacto.
QST proporciona información sobre el funcionamiento de las vías sensoriales periféricas y centrales y puede ser utilizado para evaluar alteraciones en estas vías sensoriales (algoplasticidad) en diversos procesos de la enfermedad, particularmente aquellos que causan dolor crónico1. Los corpúsculos de Meissner detectan la presión punteada, y la sensación es transmitida por fibras aferentes Aβ a niveles no nocivos y fibras aferentes Aδ cuando el estímulo es de intensidad nociva 1,2. La presión profunda es detectada por los corpúsculos de Pacinia y transmitida por las fibras aferentes de C, el calor nocivo es detectado por los corpúsculos de Ruffini y transmitido por las fibras aferentes Aδ y C, y el frío nocivo es detectado por los corpúsculos de Krause y transmitido por las fibras aferentes de C 1,2. QST se puede utilizar para detectar tanto la inhibición (disminución de la sensibilidad, hipoestesia) como la facilitación (aumento de la sensibilidad, hiperestesia) de estos receptores y vías. En perros, el QST se ha utilizado para evaluar alteraciones en los umbrales sensoriales secundarias a lesión aguda de la médula espinal 3,4,5, malformación tipo Chiari y siringomielia6, rotura del ligamento cruzado craneal5,7 y osteoartritis (OA)8,9,10. Además, algunos estudios han utilizado QST para evaluar el alivio del dolor proporcionado por ciertos analgésicos 6,11,12,13 y procedimientos quirúrgicos 14. Estos estudios han proporcionado información importante sobre los mecanismos de la sensación de dolor en perros, como la evidencia de sensibilización periférica y central después de la cirugía y enfermedades que causan estados de dolor crónico como la ruptura del ligamento cruzado craneal y la OA. Esta información puede ayudar a mejorar la detección y el tratamiento del dolor en perros.
Los estudios de validación de QST mecánico y térmico caliente en perros han demostrado una buena viabilidad, repetibilidad y confiabilidad de los resultados de QST a lo largo del tiempo en perros normales y perros con dolor crónico por OA 8,9,15,16. Sin embargo, varios estudios han encontrado poca repetibilidad y fiabilidad del frío térmico y ocasionalmente von Frey QST 1,15,17. Estos estudios utilizaron diferentes equipos y metodologías, pero proporcionaron evidencia de que el QST mecánico y térmico caliente es un método preciso y semicuantitativo para medir los umbrales sensoriales en perros. Sin embargo, la atención a los detalles precisos, incluido el ajuste de las mediciones, es fundamental para optimizar QST en perros, lo que requiere un protocolo estandarizado para QST. Sanchis-Mora et al. detallaron un protocolo de examen de umbral sensorial (STEP) para QST térmico mecánico y térmico caliente y frío, pero encontraron dificultades con perros que no respondían al QST térmico frío o al filamento de von Frey de fuerza gramal más alto utilizado en el estudio17. El siguiente protocolo proporciona un método estándar para QST mecánico y térmico caliente en perros; Este protocolo puede evaluar umbrales sensoriales en perros normales o perros con diversos procesos patológicos que afectan al sistema somatosensorial. El desarrollo de protocolos estandarizados puede permitir comparar los resultados entre estudios y metanálisis de datos para mejorar la utilidad del QST en medicina veterinaria.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Electronic von Frey anesthesiometer</td>
			<td>IITC Life Science Inc.</td>
			<td>Item # 23931</td>
			<td>Custom made with a 1000g max force load cell</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medoc Main Station software</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>(supplied with TSA-II)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMALGO: SMall Animal ALGOmeter</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>Model VETALGO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TSA-II NeuroSensory Analyzer</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>DC 00072 TSA-II</td>
			<td>No longer manufactured - new model is TSA-2 with same probes and same function</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of sensory thresholds in dogs using mechanical and hot thermal quantitative sensory testing

La prueba sensorial cuantitativa (QST) se utiliza para evaluar la función del sistema somatosensorial en perros mediante la evaluación de la respuesta a estímulos mecánicos y térmicos aplicados. QST se utiliza para determinar los umbrales sensoriales normales de los perros y evaluar las alteraciones en las vías sensoriales periféricas y centrales causadas por diversos estados de enfermedad, incluyendo osteoartritis, lesión de la médula espinal y ruptura del ligamento cruzado craneal. Los umbrales sensoriales mecánicos se miden mediante anestesiómetros electrónicos de von Frey y alalgometros de presión. Se determinan como la fuerza con la que el perro exhibe una respuesta que indica la percepción de estímulo consciente. Los umbrales sensoriales térmicos calientes son la latencia para responder a un estímulo de temperatura fijo o en rampa aplicado por un termodo de contacto.
Seguir un protocolo consistente para realizar QST y prestar atención a los detalles del entorno de prueba, el procedimiento y los sujetos individuales del estudio son fundamentales para obtener resultados precisos de QST para perros. Los protocolos para la recopilación estandarizada de datos QST en perros no se han descrito en detalle. QST debe realizarse en un ambiente tranquilo y libre de distracciones que sea cómodo para el perro, el operador de QST y el manejador. Asegurarse de que el perro esté tranquilo, relajado y posicionado adecuadamente para cada medición ayuda a producir respuestas confiables y consistentes a los estímulos y hace que el proceso de prueba sea más manejable. El operador y el manejador de QST deben estar familiarizados y cómodos con el manejo de perros y la interpretación de las respuestas conductuales de los perros a estímulos potencialmente dolorosos para determinar el punto final de la prueba, reducir el estrés y mantener la seguridad durante el proceso de prueba.

El QST mecánico y térmico se ha realizado para detectar umbrales sensoriales tanto en perros de investigación como en perros propiedad del cliente bajo diversas condiciones clínicas, incluidos perros normales y sanos, perros con afecciones crónicamente dolorosas como OA, perros con lesión aguda de la médula espinal, y para evaluar el dolor postoperatorio y la efectividad de los analgésicos. Aunque hay un creciente cuerpo de trabajo sobre QST en perros, no se ha establecido un rango normal de valores para ninguna ...

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Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Este trabajo describe un protocolo estándar para pruebas sensoriales cuantitativas mecánicas y térmicas calientes para evaluar el sistema somatosensorial en perros. Los umbrales sensoriales se miden utilizando un anestesiómetro electrónico de von Frey, un algodímetro de presión y un termodo de contacto caliente.

Evaluación de umbrales sensoriales en perros mediante pruebas sensoriales cuantitativas mecánicas y térmicas calientes

Quantitative sensory testing (QST) is used to evaluate the function of the somatosensory system in dogs by assessing the response to applied mechanical ...

assessment-sensory-thresholds-dogs-using-mechanical-hot-thermal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.1K vistas.  North Carolina State University. Este trabajo describe un protocolo estándar para pruebas sensoriales cuantitativas mecánicas y térmicas calientes para evaluar el sistema somatosensorial en perros. Los umbrales sensoriales se miden utilizando un anestesiómetro electrónico de von Frey, un algodímetro de presión y un termodo de contacto caliente.

Video: Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Live-imaging of PKC Translocation in Sf9 Cells and in Aplysia Sensory Neurons

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and learning and memory. There are four known families of PKC isoforms in vertebrates: classical PKCs (&alpha;, &beta;I, &beta;II and &gamma;), novel type I PKCs (&#949; and &eta;), novel type II PKCs (&delta; and &theta;), and atypical PKCs (&zeta; and &iota;). The classical PKCs are activated by Ca2+ and diacylclycerol (DAG), while the novel PKCs are activated by DAG, but are Ca2+-independent. The atypical PKCs are activated by neither Ca2+ nor DAG. In Aplysia californica, our model system to study memory formation, there are three nervous system specific PKC isoforms one from each major class, namely the conventional PKC Apl I, the novel type I PKC Apl II and the atypical PKC Apl III. PKCs are lipid-activated kinases and thus activation of classical and novel PKCs in response to extracellular signals has been frequently correlated with PKC translocation from the cytoplasm to the plasma membrane. Therefore, visualizing PKC translocation in real time in live cells has become an invaluable tool for elucidating the signal transduction pathways that lead to PKC activation. For instance, this technique has allowed for us to establish that different isoforms of PKC translocate under different conditions to mediate distinct types of synaptic plasticity and that serotonin (5HT) activation of PKC Apl II requires production of both DAG and phosphatidic acid (PA) for translocation 1-2. Importantly, the ability to visualize the same neuron repeatedly has allowed us, for example, to measure desensitization of the PKC response in exquisite detail 3. In this video, we demonstrate each step of preparing Sf9 cell cultures, cultures of Aplysia sensory neurons have been described in another video article 4, expressing fluorescently tagged PKCs in Sf9 cells and in Aplysia sensory neurons and live-imaging of PKC translocation in response to different activators using laser-scanning microscopy.

In this video, we demonstrate visualization of PKC translocation in living cells using fluorescently tagged PKCs.

En vivo de imágenes de la translocación de PKC en células Sf9 y en las neuronas sensoriales Aplysia

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and ...

Investigación

Neurociencias

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Células vivas imágenes de células de los órganos sensoriales Precursor en Intacto Drosophila Las pupas

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Lentivirus mediada por la manipulación genética y la visualización de las neuronas sensoriales olfativas In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Análisis morfológico de Drosophila Larvas dendritas neurona sensorial periférica y axones Con mosaicos genéticos

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Todo el montaje de Immunolabeling olfativa del receptor de las neuronas en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Antena

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Assessment of Morphine-induced Hyperalgesia and Analgesic Tolerance in Mice Using Thermal and Mechanical Nociceptive Modalities

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular mechanisms underlying both phenomena are not well understood and their elucidation should benefit from the study of animal models and from the design of appropriate experimental protocols. 
We describe here a methodological approach for inducing, recording and quantifying morphine-induced hyperalgesia as well as for evidencing analgesic tolerance, using the tail-immersion and tail pressure tests in wild-type mice. As shown in the video, the protocol is divided into five sequential steps. Handling and habituation phases allow a safe determination of the basal nociceptive response of the animals. Chronic morphine administration induces significant hyperalgesia as shown by an increase in both thermal and mechanical sensitivity, whereas the comparison of analgesia time-courses after acute or repeated morphine treatment clearly indicates the development of tolerance manifested by a decline in analgesic response amplitude. This protocol may be similarly adapted to genetically modified mice in order to evaluate the role of individual genes in the modulation of nociception and morphine analgesia. It also provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to improve opiate analgesic efficacy.

We describe a protocol to examine the development of opioid-induced hyperalgesia and tolerance in mice. Based on the measurement of thermal and mechanical nociceptive responses of na&#239;ve and morphine-treated animals, it allows to quantify the increase in pain sensitivity (hyperalgesia) and decrease in analgesia (tolerance) associated with chronic opiate administration.

Evaluación de la hiperalgesia inducida por la morfina y analgésicos Tolerancia en ratones utilizando térmicas y mecánicas Modalidades nociceptivos

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular ...

Production and Isolation of Axons from Sensory Neurons for Biochemical Analysis Using Porous Filters

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is required to shape functional neuronal circuits. The protocol described here explains how to use cell culture inserts bearing a porous membrane (filter) to obtain large amounts of pure axonal preparations suitable for examination by conventional biochemical or immunocytochemical techniques. The functionality of these filter inserts will be demonstrated with models of developmental pruning and Wallerian degeneration, using explants of embryonic dorsal root ganglion. Axonal integrity and function is compromised in a wide variety of neurodegenerative pathologies. Indeed, it is now clear that axonal dysfunction appears much earlier in the course of the disease than neuronal soma loss in several neurodegenerative diseases, indicating that axonal-specific processes are primarily targeted in these disorders. By obtaining pure axonal samples for analysis by molecular and biochemical techniques, this technique has the potential to shed new light into mechanisms regulating the physiology and pathophysiology of axons. This in turn will have an impact in our understanding of the processes that drive degenerative diseases of the nervous system.

This article describes a neuronal culture system that can be used to obtain large quantities of pure axonal samples for biochemical and immunocytochemical analyses. This technique will allow an improved understanding of normal axonal physiology and signaling pathways leading to neurodegeneration.

Producción y aislamiento de los axones de las neuronas sensoriales para el análisis bioquímico Usando porosos Filtros

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Comportamientos olfativas ensayó mediante seguimiento informático de<em&gt; Drosophila</em&gt; En un olfatómetro de cuatro cuadrantes

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Dynamic Quantitative Sensory Testing to Characterize Central Pain Processing

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain processing is present in many chronic pain conditions and can influence responses to specific therapies. Thus, the ability to precisely describe the state of central pain processing has profound clinical significance in both prognosis and prediction. Because it is not practical to record neuronal firings directly in the human spinal cord, surrogate behavior tests become an important tool to assess the state of central pain processing. Dynamic QST is one such test, and can probe both the ascending facilitation and descending modulation of incoming nociceptive signals via TS and CPM, respectively. Due to the large between-individual variability in the sensitivity to noxious signals, standardized TS and CPM tests may not yield any meaningful data in up to 50% of the population due to floor or ceiling effects. We present methodologies to individualize TS and CPM so we can capture these measures in a broader range of individuals than previously possible. We have used these methods successfully in several studies at the lab, and data from one ongoing study will be presented to demonstrate feasibility and potential applications of the methods.

By assessing pain in response to repetitive or different types of standardized stimuli, dynamic quantitative sensory testing (QST) can reveal changes in the central processing of pain. We present methods to optimize and individualize two dynamic QST measures: temporal summation (TS) and conditioned pain modulation (CPM).

Dinámica de análisis sensorial cuantitativo para caracterizar central de procesamiento del dolor

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain ...

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog (Rana catesbeiana)

The study of hearing and balance rests upon insights drawn from biophysical studies of model systems. One such model, the sacculus of the American bullfrog, has become a mainstay of auditory and vestibular research. Studies of this organ have revealed how sensory cells hair can actively detect signals from the environment. Because of these studies, we now better understand the mechanical gating and localization of a hair cell&#39;s transduction channels, calcium&#39;s role in mechanical adaptation, and the identity of hair cell currents. This highly accessible organ continues to provide insight into the workings of hair cells. Here we describe the preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies on its hair cells. We include the complete dissection procedure and provide specific protocols for the preparation of the sacculus in specific contexts. We additionally include representative results using this preparation, including the calculation of a hair bundle&#39;s instantaneous force-displacement relation and measurement of a bundle&#39;s spontaneous oscillation.

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog Rana catesbeiana

The American bullfrog&#39;s (Rana catesbeiana) sacculus permits direct examination of hair-cell physiology. Here the dissection and preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies is described. We show representative experiments from these hair cells, including the calculation of a bundle&#39;s force-displacement relation and measurement of its unforced motion.