Die Autoren danken Andrea Thomson, Jon Hash, Hope Woods und Autumn Anthony für den Umgang mit Hunden für QST, Masataka Enomoto für seine Hilfe beim Screening von Hunden und Sam Chiu für seine Beiträge zur Erstellung des Protokolls für heißes thermisches QST.

Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der North Carolina State University genehmigt.
1. Raumeinrichtung und Akklimatisierung des Studiensubjekts
<ol><li>Führen Sie QST in einem speziellen Raum durch, in dem ausreichend Platz für einen QST-Bediener, einen Hundeführer und einen Hund jeder Größe vorhanden ist, um sich bequem zu bewegen. Minimieren Sie mögliche akustische und visuelle Ablenkungen und verwenden Sie eine Maschine mit weißem Rauschen, um Umgebungsgeräusche auszublenden.</li>
	<li>Legen Sie eine große Yogamatte oder eine ähnliche Polsterung auf den Boden, um sicherzustellen, dass sich die Hunde während des Tests im seitlichen Liegen wohlfühlen.</li>
	<li>Geben Sie dem Hund mindestens 10 Minuten Zeit, um den Raum frei zu erkunden und sich daran zu gewöhnen und sich mit dem QST-Bediener und -Hundeführer vertraut zu machen. Bieten Sie nach Belieben frisches Wasser im Zimmer an und geben Sie gelegentlich Futterbelohnungen.</li>
	<li>Randomisieren Sie die Teststelle (linke oder rechte Seite) durch einen Münzwurf. Schneiden Sie einen etwa 2 x 4 cm großen Fellabschnitt um den Raum zwischen der Rückenfläche des dritten und vierten Mittelfußknochens auf halbem Weg zwischen dem Tarsometatarsalgelenk und dem Großzehengrundgelenk ab. Befestigen Sie einen ca. 1 x 2 cm großen Fellabschnitt am lateralen Antebrachium in der Nähe des Antebrachiokarpalgelenks über der Ulna.</li>
</ol>2. Elektronisches von Frey-Anästhesiometer
<ol><li>Einrichten des Instruments<ol><li>Bringen Sie vorsichtig eine starre 0,9 mm von-Frey-Spitze auf die Wägezelle an und stellen Sie sicher, dass die Wägezelle fest in das Handstück eingeschraubt ist. Schließen Sie das Kabel vom Handstück über den M0-Kanal an das Aufzeichnungsgerät an (Abbildung 1A,B).</li>
		<li>Schalten Sie das Aufnahmegerät ein und drücken Sie die MAX-Taste , damit das Gerät die maximale Kraft aufzeichnet und anzeigt, die erreicht wird, wenn der Hund auf den ausgeübten Reiz reagiert (Abbildung 1C).</li>
		<li>Stellen Sie das Gerät auf Null, indem Sie die CLR-Taste drücken.</li>
	</ol></li>
	<li>Datensammlung<ol><li>Legen Sie den Hund in seitliches Liegen, um die Schwellen zu messen. HINWEIS: Hunde werden in die rechte Seitenlage versetzt, um die Schwellen an den linken Gliedmaßen zu messen, oder in die linke Seitenlage, um die Schwellen an den rechten Gliedmaßen zu messen. Wenn der Hund nicht bereitwillig seitlich liegt, wenn er verbale Hinweise erhält, können der QST-Bediener und -Hundeführer den Hund manuell in die Seitenlage legen.</li>
		<li>Wenden Sie bei Bedarf minimale bis mäßige Zurückhaltung an, um den Hund in seitlicher Lage und relativ ruhig zu halten. HINWEIS: Der Handler führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Wenden Sie den Reiz an, sobald der Hund ruhig und entspannt ist und die zu testende Gliedmaße zu mindestens 70 % gestreckt ist. Bieten Sie der zu testenden Gliedmaße eine sanfte manuelle Unterstützung, um die Gliedmaße vom Boden fernzuhalten, und sorgen Sie für eine stabile Rückseite, gegen die Kraft ausgeübt werden kann, ohne den Hund daran zu hindern, die Gliedmaße zurückzuziehen. HINWEIS: Der QST-Operator führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Setzen Sie die von-Frey-Spitze senkrecht zur Haut des zu prüfenden Bereichs auf. Wenn der Hund durch das Gefühl der von-Frey-Spitze auf der Haut reflexartige Bewegungen zeigt (z. B. Zucken der Pfote oder Zurückziehen der Gliedmaße, bevor Kraft ausgeübt wird), lassen Sie den Hund die Gliedmaße wieder entspannen, bevor Sie die von-Frey-Spitze erneut anlegen. Nehmen Sie eine Messung vor, wenn die Haut keine Reflexbewegungen verursacht, indem Sie die von-Frey-Spitze anlegen.</li>
		<li>Üben Sie mit der von-Frey-Spitze eine stetig ansteigende Kraft aus (~20 g/sec), bis der Hund die Gliedmaße zurückzieht, vokalisiert, sich umdreht, um auf den Reiz zu schauen, oder andere Bewegungen oder Verhaltensreaktionen zeigt, die auf die bewusste Wahrnehmung des Reizes hinweisen. Entfernen Sie den Reiz, wenn der Hund das Glied zurückzieht oder die maximale Kraft erreicht ist. Anmerkungen: Überschreiten Sie nicht die Kraft von 1.000 g.</li>
		<li>Notieren Sie die maximal ausgeübte Kraft, die auf dem Aufnahmegerät angezeigt wird. Anmerkungen: Wenn die Sicherheitsabschaltung von 1.000 g Kraft erreicht wird, werden 1.000 g als sensorische Schwelle aufgezeichnet, und es wird darauf hingewiesen, dass vor der Sicherheitsabschaltung keine Reaktion erfolgte.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Messungen für insgesamt fünf Versuche, wobei zwischen den einzelnen Messungen 1 Minute (Intervall zwischen den Versuchen) liegt. Stellen Sie das Gerät zwischen den einzelnen Schritten auf Null, indem Sie die CLR-Taste drücken.<ol><li>Lassen Sie den Hund während der Intervalle zwischen den Versuchen in Seitenlage bleiben, wenn er relativ ruhig und entspannt bleibt und keine oder nur minimale Einschränkungen aufweist. Andernfalls lassen Sie den Hund sitzen, stehen oder sich im QST-Raum bewegen, um seinen Komfort zu erhalten. Legen Sie den Hund vor der anschließenden Messung wieder in die Seitenlage.</li>
		</ol></li>
		<li>Notieren Sie eine Machbarkeitsbewertung von 0 bis 5, um anzugeben, wie einfach die Daten erfasst wurden. HINWEIS: Die Machbarkeitswerte lauten wie folgt: 0 = kein Problem, 1 = leichter Schwierigkeitsgrad, 2 = mittlerer Schwierigkeitsgrad, 3 = erheblicher Schwierigkeitsgrad, 4 = extrem schwierig, 5 = unmöglich. Die Rubrik, die für die Zuweisung von Machbarkeitsbewertungen verwendet wird, ist in Tabelle 1 aufgeführt.</li>
		<li>Geben Sie dem Hund eine 5-minütige Pause, bevor Sie mit den Messungen mit dem stumpfen Druckalgometer beginnen.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Stumpf sondiertes Druckalgometer
<ol><li>Einrichten des Instruments<ol><li>Stellen Sie sicher, dass die kleine stumpfe Sonde fest in das Gerät eingeschraubt ist (Abbildung 2A).</li>
		<li>Schalten Sie das Aufnahmegerät ein und drücken Sie die MAX-Taste , um fortzufahren, wenn Sie auf dem Bildschirm dazu aufgefordert werden. Drücken Sie die UNIT-Taste , bis die Einheit oben auf dem Bildschirm als Gramm (g) angezeigt wird (Abbildung 2B).</li>
		<li>Stellen Sie das Gerät auf Null, indem Sie die ZERO-Taste drücken.</li>
	</ol></li>
	<li>Datensammlung<ol><li>Legen Sie den Hund in seitliches Liegen, um die Schwellen zu messen. HINWEIS: Hunde werden in die rechte Seitenlage versetzt, um die Schwellen an den linken Gliedmaßen zu messen, oder in die linke Seitenlage, um die Schwellen an den rechten Gliedmaßen zu messen. Wenn der Hund nicht bereitwillig seitlich liegt, wenn er verbale Hinweise erhält, können der QST-Bediener und -Hundeführer den Hund manuell in die Seitenlage legen.</li>
		<li>Wenden Sie bei Bedarf minimale bis mäßige Zurückhaltung an, um den Hund in seitlicher Lage und relativ ruhig zu halten. HINWEIS: Der Handler führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Wenden Sie den Stimulus an, sobald der Hund ruhig und entspannt ist und die zu testende Gliedmaße zu etwa 70 % gestreckt ist. Bieten Sie dem zu testenden Glied eine sanfte manuelle Unterstützung, um das Glied vom Boden fernzuhalten, und sorgen Sie für eine stabile Rückseite, gegen die Kraft ausgeübt werden kann, ohne den Hund daran zu hindern, das Glied zurückzuziehen. HINWEIS: Der QST-Operator führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Setzen Sie die stumpfe Sonde senkrecht zur Haut des zu testenden Bereichs an (Abbildung 2C). Wenn der Hund reflexartige Bewegungen zeigt (z. B. Zucken der Pfote oder Zurückziehen der Gliedmaße vor der Kraftausübung), wenn sich die stumpfe Sonde auf der Haut anfühlt, lassen Sie den Hund die Gliedmaße wieder entspannen, bevor Sie die stumpfe Sonde erneut anlegen. Führen Sie eine Messung durch, wenn das Anbringen der stumpfen Sonde auf der Haut keine Reflexbewegungen verursacht.</li>
		<li>Wenden Sie mit der Sonde stetig zunehmende Kraft (~20 g/s) an, bis der Hund die Gliedmaße zurückzieht, vokalisiert, sich umdreht, um auf den Reiz zu schauen, oder andere Bewegungen oder Verhaltensreaktionen zeigt, die auf die bewusste Wahrnehmung des Reizes hinweisen. Entfernen Sie den Reiz, wenn der Hund die Gliedmaße zurückzieht oder die maximale Kraft erreicht ist. Anmerkungen: Überschreiten Sie nicht die Kraft von 2.500 g.</li>
		<li>Notieren Sie die maximal ausgeübte Kraft, die auf dem Aufnahmegerät angezeigt wird. Anmerkungen: Wenn die Sicherheitsabschaltung von 2.500 g Kraft erreicht wird, werden 2.500 g als sensorische Schwelle aufgezeichnet, und es wird darauf hingewiesen, dass vor der Sicherheitsabschaltung keine Reaktion erfolgte.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Messungen für insgesamt fünf Versuche, wobei zwischen den einzelnen Messungen 1 Minute eingehalten wird (Intervall zwischen den Versuchen). Stellen Sie das Gerät zwischen den einzelnen Schritten auf Null, indem Sie die ZERO-Taste drücken.<ol><li>Lassen Sie den Hund während des Intervalls zwischen den Versuchen seitlich liegen, wenn er relativ ruhig und entspannt bleibt und keine oder nur minimale Einschränkungen aufweist. Andernfalls lassen Sie den Hund sitzen, stehen oder sich im QST-Raum bewegen, um seinen Komfort zu erhalten. Legen Sie den Hund vor der anschließenden Messung wieder in die Seitenlage.</li>
		</ol></li>
		<li>Notieren Sie eine Machbarkeitsbewertung von 0 bis 5, um anzugeben, wie einfach die Daten erfasst wurden. HINWEIS: Die Machbarkeitswerte lauten wie folgt: 0 = kein Problem, 1 = leichter Schwierigkeitsgrad, 2 = mittlerer Schwierigkeitsgrad, 3 = erheblicher Schwierigkeitsgrad, 4 = extrem schwierig, 5 = unmöglich.</li>
		<li>Geben Sie dem Hund eine 5-minütige Pause, bevor Sie mit den Messungen mit der heißen Thermosonde beginnen.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Heiße Wärmesonde
<ol><li>Einrichten des Instruments<ol><li>Schließen Sie den Thermosensor-Analysator über das USB-Kabel an den Computer an und stellen Sie sicher, dass die 16 x 16 mm Thermode mit dem Analysator verbunden ist. Schalten Sie den Analysator ein.</li>
		<li>Öffnen Sie die Thermosensor-Analysator-Software auf dem Computer und wählen Sie den TSA II-Analysator aus dem Startmenü. Klicken Sie auf OK in der Popup-Warnung für den Selbsttest des Analysators. Achten Sie darauf, dass die Thermode während des Selbsttests nicht mit dem Studienteilnehmer verbunden ist.</li>
		<li>Wählen Sie auf der Registerkarte TEST (oben rechts) unter der Eingabeaufforderung Patient auswählen (linke Seite des Bildschirms) den entsprechenden Patienten aus, indem Sie auf den Namen in der Liste doppelklicken.<ol><li>Um einen neuen Patienten anzulegen, klicken Sie auf die Registerkarte PATIENTEN rechts neben der Registerkarte TEST . Klicken Sie auf das Symbol "Neuer Patient " in der unteren linken Ecke und geben Sie die Patientendaten ein (Abteilung, Vor- und Nachname des Patienten, ID, Geschlecht und Geburtsdatum).</li>
		</ol></li>
		<li>Wählen Sie unter der Eingabeaufforderung Programm auswählen auf der Registerkarte TEST das entsprechende Programm aus, indem Sie auf das Programm in der Liste doppelklicken.<ol><li>Um ein neues Programm zu erstellen, klicken Sie einmal auf die Registerkarte PROGRAMME rechts neben der Registerkarte PATIENTEN . Klicken Sie auf das Symbol Neues Programm in der unteren linken Ecke und geben Sie die Programmdetails ein. HINWEIS: Für dieses Protokoll sind die Programmdetails in Tabelle 2 angegeben. Ein Body-Standort muss nicht unter der Eingabeaufforderung Body-Site auswählen auf der Registerkarte TEST ausgewählt werden.</li>
		</ol></li>
		<li>Nachdem Sie den entsprechenden Patienten und das entsprechende Programm ausgewählt haben, klicken Sie auf der Registerkarte TEST auf die Eingabeaufforderung Gehe zum Test. Klicken Sie einmal auf die Schaltfläche Pre-Test in der unteren linken Ecke, um den Analysator auf das angegebene Programm zu kalibrieren.</li>
		<li>Sobald der Vortest abgeschlossen ist, wird die Schaltfläche " Vortest " durch die Schaltfläche " Start" ersetzt, und das Testfenster wird angezeigt: Drücken Sie die Start-Taste, um den Test zu starten (Abbildung 3A).</li>
		<li>Wickeln Sie das Thermodenkabel ab und stellen Sie sicher, dass die Thermode leicht zugänglich ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Datensammlung<ol><li>Legen Sie den Hund in seitliche Liegeposition, um die thermische Latenz zu messen. HINWEIS: Hunde werden in die rechte Seitenlage versetzt, um die Schwellen an den linken Gliedmaßen zu messen, oder in die linke Seitenlage, um die Schwellen an den rechten Gliedmaßen zu messen. Wenn der Hund nicht bereitwillig seitlich liegt, wenn er verbale Hinweise erhält, können der QST-Bediener und -Hundeführer den Hund manuell in die Seitenlage legen.</li>
		<li>Wenden Sie bei Bedarf minimale bis mäßige Zurückhaltung an, um den Hund in seitlicher Lage und relativ ruhig zu halten. HINWEIS: Der Handler führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Wenden Sie den Stimulus an, sobald der Hund ruhig und entspannt ist und die zu testende Gliedmaße zu etwa 70 % gestreckt ist. Bieten Sie dem zu testenden Glied eine sanfte manuelle Unterstützung, um das Glied vom Boden fernzuhalten und den Hund nicht daran zu hindern, das Glied zurückzuziehen. Halten und bedienen Sie außerdem eine Stoppuhr, wobei die Hand das Glied stützt. HINWEIS: Der QST-Operator führt diesen Schritt aus.</li>
		<li>Tragen Sie die Thermode auf die Haut des zu testenden Bereichs auf (Abbildung 3B). Wenn der Hund durch das Gefühl der Thermode auf der Haut reflexartige Bewegungen zeigt (z. B. Zucken der Pfote oder Zurückziehen der Gliedmaße, bevor Wärme angewendet wird), lassen Sie den Hund die Gliedmaße wieder entspannen, bevor Sie die Thermode erneut anlegen. Nehmen Sie eine Messung vor, wenn das Anlegen der Thermode auf der Haut keine Reflexbewegungen hervorruft.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Schaltfläche Start in der unteren linken Ecke der Registerkarte TEST , um den Test zu starten. HINWEIS: Der QST-Operator signalisiert dem Handler, den Test zu starten (z. B. durch Kopfnicken), und der QST-Operator startet gleichzeitig die Stoppuhr.</li>
		<li>Entfernen Sie die Thermode, wenn der Hund das Glied zurückzieht, vokalisiert, sich umdreht, um auf den Reiz zu schauen, oder andere Bewegungen oder Verhaltensreaktionen zeigt, die auf die bewusste Wahrnehmung des Reizes hinweisen oder wenn die maximale Latenz erreicht ist, während gleichzeitig die Stoppuhr angehalten wird. HINWEIS: Der QST-Operator führt diesen Schritt aus. Überschreiten Sie nicht 20 s Thermodenauftrag oder 49 °C maximale Thermodentemperatur.</li>
		<li>Notieren Sie die Latenz bis zur Auszahlung. Wenn die Sicherheitsabschaltung von 20 s der Thermodenanwendung erreicht ist, notieren Sie 20 s als sensorische Latenz und beachten Sie, dass vor der Sicherheitsabschaltung keine Reaktion erfolgte.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Messungen für insgesamt fünf Versuche, wobei zwischen den einzelnen Messungen 1 Minute eingehalten wird (Intervall zwischen den Versuchen). Klicken Sie zwischen den einzelnen Messungen auf die Schaltfläche Test beenden und dann auf die Schaltfläche Pre-Test, um die Erwärmung der Thermode zu stoppen und die Thermode neu zu kalibrieren, um sich auf die nächste Anwendung vorzubereiten. HINWEIS: Der Handler führt diesen Schritt aus.<ol><li>Lassen Sie den Hund während des Intervalls zwischen den Versuchen seitlich liegen, wenn er relativ ruhig und entspannt bleibt und keine oder nur minimale Einschränkungen aufweist. Andernfalls lassen Sie den Hund sitzen, stehen oder sich im QST-Raum bewegen, um seinen Komfort zu erhalten. Legen Sie den Hund vor der anschließenden Messung wieder in die Seitenlage.</li>
		</ol></li>
		<li>Notieren Sie eine Machbarkeitsbewertung von 0 bis 5, um anzugeben, wie einfach die Daten erfasst wurden. HINWEIS: Die Machbarkeitswerte lauten wie folgt: 0 = kein Problem, 1 = leichter Schwierigkeitsgrad, 2 = mittlerer Schwierigkeitsgrad, 3 = erheblicher Schwierigkeitsgrad, 4 = extrem schwierig, 5 = unmöglich.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Hunt, J., Knazovicky, D., Lascelles, B. D. X., Murrell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+sensory+testing+in+dogs+with+painful+disease:+A+window+to+pain+mechanisms.">Quantitative sensory testing in dogs with painful disease: A window to pain mechanisms.</a> The Veterinary Journal. 243, 33-41 (2019).</li><li>Purves, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutaneous+and+subcutaneous+somatic+sensory+receptors.">Cutaneous and subcutaneous somatic sensory receptors.</a> Neuroscience, 2nd edition. , (2001).</li><li>Gorney, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+and+thermal+sensory+testing+in+normal+chondrodystrophic+dogs+and+dogs+with+spinal+cord+injury+caused+by+thoracolumbar+intervertebral+disc+herniations.">Mechanical and thermal sensory testing in normal chondrodystrophic dogs and dogs with spinal cord injury caused by thoracolumbar intervertebral disc herniations.</a> Journal of Veterinary Internal Medicine. 30 (2), 627-635 (2016).</li><li>Song, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=von+Frey+anesthesiometry+to+assess+sensory+impairment+after+acute+spinal+cord+injury+caused+by+thoracolumbar+intervertebral+disc+extrusion+in+dogs.">von Frey anesthesiometry to assess sensory impairment after acute spinal cord injury caused by thoracolumbar intervertebral disc extrusion in dogs.</a> The Veterinary Journal. 209, 144-149 (2016).</li><li>Moore, S. A., Hettlich, B. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Post-operative+analgesia+for+stifle+surgery:+A+comparison+of+intra-articular+bupivacaine,+morphine,+or+saline.">Post-operative analgesia for stifle surgery: A comparison of intra-articular bupivacaine, morphine, or saline.</a> Veterinary Surgery. 25 (1), 59-69 (1996).</li><li>Tomas, A., Marcellin-Little, D. J., Roe, S. C., Motsinger-Reif, A., Lascelles, B. D. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+between+mechanical+thresholds+and+limb+use+in+dogs+with+coxofemoral+joint+OA-associated+pain+and+the+modulating+effects+of+pain+alleviation+from+total+hip+replacement+on+mechanical+thresholds.">Relationship between mechanical thresholds and limb use in dogs with coxofemoral joint OA-associated pain and the modulating effects of pain alleviation from total hip replacement on mechanical thresholds.</a> Veterinary Surgery. 43 (5), 542-548 (2014).</li><li>Briley, J. D., Williams, M. D., Freire, M., Griffith, E. H., Lascelles, B. D. 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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Für die Erfassung genauer Daten, die die sensorischen Schwellenwerte des Hundes widerspiegeln, ist es entscheidend, dass der Hund für jede Messung so ruhig, entspannt und angemessen positioniert wie möglich ist. In einer früheren Studie wurde festgestellt, dass die Erregung durch Zurückhaltung oder Ablenkung durch Faktoren innerhalb oder außerhalb der Testumgebung die Reaktion der Hunde auf die QST-Stimuli beeinflusste16. Wenn der Hund durch das Liegen oder Zurückhalten aufgeregt wird oder ...

Quantitative sensorische Tests (QST) bewerten die Reaktionen, die durch extern applizierte Reize hervorgerufen werden. Es wird verwendet, um die Funktion des somatosensorischen Systems bei Mensch und Tier zu bewerten1. Mechanische Reize in Form von punktuellem Druck oder Tiefendruck werden als Rampenreiz ausgeübt. Die sensorische Schwelle wird als die Kraft bestimmt, die eine psychophysische Reaktionhervorruft 1. Heiße oder kalte thermische Reize können als Rampenreiz oder als Stimulus mit fester Intensität verwendet werden. Die sensorische Schwelle wird als die Temperatur bestimmt, bei der eine Reaktion auftritt, oder die Latenz, um auf den Reiz zu reagieren. Punktuelle drucksensorische Schwellenwerte werden mit elektronischen von-Frey-Anästhesiometer oder von-Frey-Haarfilamenten gemessen, Tiefendruck wird mit Handdruckalgometern gemessen und thermisch-sensorische Schwellenwerte werden mit einer Vielzahl von Kontaktthermodensystemen bestimmt.
QST liefert Informationen über die Funktion sowohl peripherer als auch zentraler sensorischer Bahnen und kann verwendet werden, um Veränderungen dieser sensorischen Bahnen (Algoplastizität) bei verschiedenen Krankheitsprozessen zu bewerten, insbesondere bei solchen, die chronische Schmerzen verursachen1. Meissner-Körperchen erkennen punktuellen Druck, und die Empfindung wird von Aβ-afferenten Fasern in nicht-schädlichen Konzentrationen und Aδ-afferenten Fasern übertragen, wenn der Reiz von schädlicher Intensitätist 1,2. Tiefendruck wird von den pazinischen Teilchen erfasst und von den C-afferenten Fasern übertragen, schädliche Wärme wird von den Ruffini-Teilchen detektiert und von den Aδ- und C-afferenten Fasern übertragen, und schädliche Kälte wird von den Krause-Teilchen detektiert und von den C-afferenten Fasernübertragen 1,2. QST kann sowohl zur Inhibition (verminderte Sensitivität, Hypoästhesie) als auch zur Erleichterung (erhöhte Sensitivität, Hyperästhesie) dieser Rezeptoren und Signalwege eingesetzt werden. Bei Hunden wurde QST verwendet, um Veränderungen der sensorischen Schwellen infolge einer akuten Rückenmarksverletzung 3,4,5, einer Chiari-ähnlichen Malformation und Syringomyelie 6, einer kranialen Kreuzbandruptur5,7 und einer Arthrose (OA)8,9,10 zu bewerten. Darüber hinaus wurde in einigen Studien QST verwendet, um die Schmerzlinderung durch bestimmte Analgetika 6,11,12,13 und chirurgische Verfahren zu bewerten 14. Diese Studien haben wichtige Erkenntnisse über die Mechanismen des Schmerzempfindens bei Hunden geliefert, wie z. B. Hinweise auf periphere und zentrale Sensibilisierung nach Operationen und Krankheiten, die chronische Schmerzzustände verursachen, wie z. B. kraniale Kreuzbandruptur und Arthrose. Diese Informationen können dazu beitragen, die Erkennung und Behandlung von Schmerzen bei Hunden zu verbessern.
Validierungsstudien der mechanischen und heißen thermischen QST bei Hunden haben eine gute Durchführbarkeit, Wiederholbarkeit und Zuverlässigkeit der QST-Ergebnisse im Laufe der Zeit bei gesunden Hunden und Hunden mit chronischen Schmerzen durch OAgezeigt 8,9,15,16. Mehrere Studien haben jedoch eine schlechte Wiederholbarkeit und Zuverlässigkeit von kalter thermischer und gelegentlich von Frey QST 1,15,17 festgestellt. Diese Studien verwendeten unterschiedliche Geräte und Methoden, lieferten jedoch den Beweis, dass die mechanische und heiße thermische QST eine genaue, semiquantitative Methode zur Messung sensorischer Schwellenwerte bei Hunden ist. Die Beachtung präziser Details, einschließlich der Einstellung der Messungen, ist jedoch entscheidend für die Optimierung der QST bei Hunden, was ein standardisiertes Protokoll für die QST erfordert. Sanchis-Mora et al. beschrieben ein sensorisches Schwellenuntersuchungsprotokoll (STEP) für mechanische und heiße und kalte thermische QST, stießen jedoch auf Schwierigkeiten mit Hunden, die nicht auf die kalte thermische QST oder das in der Studie verwendete Filament mit der höchsten Grammkraft von Frey reagierten17. Das folgende Protokoll stellt eine Standardmethode für mechanische und heiße thermische QST bei Hunden dar. Mit diesem Protokoll können sensorische Schwellenwerte bei gesunden Hunden oder Hunden mit verschiedenen Krankheitsprozessen, die das somatosensorische System betreffen, bewertet werden. Die Entwicklung standardisierter Protokolle könnte es ermöglichen, die Ergebnisse von Studien und Metaanalysen von Daten zu vergleichen, um den Nutzen von QST in der Veterinärmedizin zu verbessern.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Electronic von Frey anesthesiometer</td>
			<td>IITC Life Science Inc.</td>
			<td>Item # 23931</td>
			<td>Custom made with a 1000g max force load cell</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medoc Main Station software</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>(supplied with TSA-II)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMALGO: SMall Animal ALGOmeter</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>Model VETALGO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TSA-II NeuroSensory Analyzer</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>DC 00072 TSA-II</td>
			<td>No longer manufactured - new model is TSA-2 with same probes and same function</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of sensory thresholds in dogs using mechanical and hot thermal quantitative sensory testing

Quantitative sensorische Tests (QST) werden verwendet, um die Funktion des somatosensorischen Systems bei Hunden zu bewerten, indem die Reaktion auf angewandte mechanische und thermische Reize bewertet wird. QST wird verwendet, um die sensorischen Schwellen normaler Hunde zu bestimmen und Veränderungen in peripheren und zentralen sensorischen Bahnen zu bewerten, die durch verschiedene Krankheitszustände verursacht werden, darunter Arthrose, Rückenmarksverletzungen und Schädelkreuzbandrisse. Mechanische sensorische Schwellenwerte werden mit elektronischen von-Frey-Anästhesiometer und Druckalgometern gemessen. Sie werden als die Kraft bestimmt, bei der der Hund eine Reaktion zeigt, die auf eine bewusste Reizwahrnehmung hinweist. Heiße thermische sensorische Schwellenwerte sind die Latenz, um auf einen festen oder erhöhten Temperaturreiz zu reagieren, der von einer Kontaktthermode angelegt wird.
Die Befolgung eines konsistenten Protokolls für die Durchführung von QST und die Beachtung von Details der Testumgebung, des Verfahrens und der einzelnen Studienteilnehmer sind entscheidend, um genaue QST-Ergebnisse für Hunde zu erhalten. Protokolle zur standardisierten Erfassung von QST-Daten bei Hunden sind nicht näher beschrieben. QST sollte in einer ruhigen, ablenkungsfreien Umgebung durchgeführt werden, die für den Hund, den QST-Bediener und den Hundeführer angenehm ist. Wenn Sie sicherstellen, dass der Hund bei jeder Messung ruhig, entspannt und richtig positioniert ist, können Sie zuverlässige, konsistente Reaktionen auf die Reize erzielen und den Testprozess überschaubarer gestalten. Der QST-Bediener und -Hundeführer sollte mit dem Umgang mit Hunden und der Interpretation der Verhaltensreaktionen von Hunden auf potenziell schmerzhafte Reize vertraut und vertraut sein, um den Endpunkt des Tests zu bestimmen, Stress abzubauen und die Sicherheit während des Testprozesses zu gewährleisten.

Mechanische und thermische QST wurde durchgeführt, um sensorische Schwellenwerte sowohl bei Forschungs- als auch bei kundeneigenen Hunden unter verschiedenen klinischen Bedingungen zu erkennen, einschließlich normaler, gesunder Hunde, Hunde mit chronisch schmerzhaften Erkrankungen wie Arthrose, Hunden mit akuten Rückenmarksverletzungen, und um postoperative Schmerzen und die Wirksamkeit von Analgetika zu beurteilen. Obwohl es eine wachsende Zahl von Arbeiten zu QST bei Hunden gibt, wurde kein normaler Wertebereich fü...

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Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Diese Arbeit beschreibt ein Standardprotokoll für mechanische und thermische quantitative sensorische Tests zur Beurteilung des somatosensorischen Systems bei Hunden. Die sensorischen Schwellenwerte werden mit einem elektronischen von-Frey-Anästhesiometer und einem Druckalgometer und einer Heißkontaktthermode gemessen.

Beurteilung sensorischer Schwellenwerte bei Hunden mittels mechanischer und heißer thermischer quantitativer sensorischer Tests

Quantitative sensory testing (QST) is used to evaluate the function of the somatosensory system in dogs by assessing the response to applied mechanical ...

assessment-sensory-thresholds-dogs-using-mechanical-hot-thermal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.1K Aufrufe.  North Carolina State University. Diese Arbeit beschreibt ein Standardprotokoll für mechanische und thermische quantitative sensorische Tests zur Beurteilung des somatosensorischen Systems bei Hunden. Die sensorischen Schwellenwerte werden mit einem elektronischen von-Frey-Anästhesiometer und einem Druckalgometer und einer Heißkontaktthermode gemessen.

Serie: Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Live-imaging of PKC Translocation in Sf9 Cells and in Aplysia Sensory Neurons

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and learning and memory. There are four known families of PKC isoforms in vertebrates: classical PKCs (&alpha;, &beta;I, &beta;II and &gamma;), novel type I PKCs (&#949; and &eta;), novel type II PKCs (&delta; and &theta;), and atypical PKCs (&zeta; and &iota;). The classical PKCs are activated by Ca2+ and diacylclycerol (DAG), while the novel PKCs are activated by DAG, but are Ca2+-independent. The atypical PKCs are activated by neither Ca2+ nor DAG. In Aplysia californica, our model system to study memory formation, there are three nervous system specific PKC isoforms one from each major class, namely the conventional PKC Apl I, the novel type I PKC Apl II and the atypical PKC Apl III. PKCs are lipid-activated kinases and thus activation of classical and novel PKCs in response to extracellular signals has been frequently correlated with PKC translocation from the cytoplasm to the plasma membrane. Therefore, visualizing PKC translocation in real time in live cells has become an invaluable tool for elucidating the signal transduction pathways that lead to PKC activation. For instance, this technique has allowed for us to establish that different isoforms of PKC translocate under different conditions to mediate distinct types of synaptic plasticity and that serotonin (5HT) activation of PKC Apl II requires production of both DAG and phosphatidic acid (PA) for translocation 1-2. Importantly, the ability to visualize the same neuron repeatedly has allowed us, for example, to measure desensitization of the PKC response in exquisite detail 3. In this video, we demonstrate each step of preparing Sf9 cell cultures, cultures of Aplysia sensory neurons have been described in another video article 4, expressing fluorescently tagged PKCs in Sf9 cells and in Aplysia sensory neurons and live-imaging of PKC translocation in response to different activators using laser-scanning microscopy.

In this video, we demonstrate visualization of PKC translocation in living cells using fluorescently tagged PKCs.

Live-Darstellung von PKC-Translokation in Sf9-Zellen und in Aplysia sensorischen Neuronen

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and ...

Forschung

Neurowissenschaften

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Live-Cell-Imaging von Sinnesorgan Vorläuferzellen im Intact Drosophila Puppen

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Lentivirus-vermittelte Gen-Manipulation und Visualisierung von Riechzellen In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Morphologische Analyse Drosophila Larven peripheren sensorischen Neuron Dendriten und Axone mit Genetic Mosaike

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Ganze Berge Immunmarkierung der olfaktorischen Rezeptorneuronen in der<em&gt; Drosophila</em&gt; Antennen

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Assessment of Morphine-induced Hyperalgesia and Analgesic Tolerance in Mice Using Thermal and Mechanical Nociceptive Modalities

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular mechanisms underlying both phenomena are not well understood and their elucidation should benefit from the study of animal models and from the design of appropriate experimental protocols. 
We describe here a methodological approach for inducing, recording and quantifying morphine-induced hyperalgesia as well as for evidencing analgesic tolerance, using the tail-immersion and tail pressure tests in wild-type mice. As shown in the video, the protocol is divided into five sequential steps. Handling and habituation phases allow a safe determination of the basal nociceptive response of the animals. Chronic morphine administration induces significant hyperalgesia as shown by an increase in both thermal and mechanical sensitivity, whereas the comparison of analgesia time-courses after acute or repeated morphine treatment clearly indicates the development of tolerance manifested by a decline in analgesic response amplitude. This protocol may be similarly adapted to genetically modified mice in order to evaluate the role of individual genes in the modulation of nociception and morphine analgesia. It also provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to improve opiate analgesic efficacy.

We describe a protocol to examine the development of opioid-induced hyperalgesia and tolerance in mice. Based on the measurement of thermal and mechanical nociceptive responses of na&#239;ve and morphine-treated animals, it allows to quantify the increase in pain sensitivity (hyperalgesia) and decrease in analgesia (tolerance) associated with chronic opiate administration.

Bewertung von Morphin-induzierte Hyperalgesie und Schmerztoleranz in Mäuse mit Thermal-und Maschinen Nozizeptive Modalitäten

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular ...

Production and Isolation of Axons from Sensory Neurons for Biochemical Analysis Using Porous Filters

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is required to shape functional neuronal circuits. The protocol described here explains how to use cell culture inserts bearing a porous membrane (filter) to obtain large amounts of pure axonal preparations suitable for examination by conventional biochemical or immunocytochemical techniques. The functionality of these filter inserts will be demonstrated with models of developmental pruning and Wallerian degeneration, using explants of embryonic dorsal root ganglion. Axonal integrity and function is compromised in a wide variety of neurodegenerative pathologies. Indeed, it is now clear that axonal dysfunction appears much earlier in the course of the disease than neuronal soma loss in several neurodegenerative diseases, indicating that axonal-specific processes are primarily targeted in these disorders. By obtaining pure axonal samples for analysis by molecular and biochemical techniques, this technique has the potential to shed new light into mechanisms regulating the physiology and pathophysiology of axons. This in turn will have an impact in our understanding of the processes that drive degenerative diseases of the nervous system.

This article describes a neuronal culture system that can be used to obtain large quantities of pure axonal samples for biochemical and immunocytochemical analyses. This technique will allow an improved understanding of normal axonal physiology and signaling pathways leading to neurodegeneration.

Produktion und Isolierung der Axone von Sinneszellen für Biochemische Analyse mit Porous Filter

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Olfaktorischen Behaviors Assayed von Computer-Tracking<em&gt; Drosophila</em&gt; In einem Vier-Quadranten-Olfaktometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Dynamic Quantitative Sensory Testing to Characterize Central Pain Processing

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain processing is present in many chronic pain conditions and can influence responses to specific therapies. Thus, the ability to precisely describe the state of central pain processing has profound clinical significance in both prognosis and prediction. Because it is not practical to record neuronal firings directly in the human spinal cord, surrogate behavior tests become an important tool to assess the state of central pain processing. Dynamic QST is one such test, and can probe both the ascending facilitation and descending modulation of incoming nociceptive signals via TS and CPM, respectively. Due to the large between-individual variability in the sensitivity to noxious signals, standardized TS and CPM tests may not yield any meaningful data in up to 50% of the population due to floor or ceiling effects. We present methodologies to individualize TS and CPM so we can capture these measures in a broader range of individuals than previously possible. We have used these methods successfully in several studies at the lab, and data from one ongoing study will be presented to demonstrate feasibility and potential applications of the methods.

By assessing pain in response to repetitive or different types of standardized stimuli, dynamic quantitative sensory testing (QST) can reveal changes in the central processing of pain. We present methods to optimize and individualize two dynamic QST measures: temporal summation (TS) and conditioned pain modulation (CPM).

Dynamische Quantitative Sensory Testing zu Charakterisieren zentralen Schmerzverarbeitung

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain ...

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog (Rana catesbeiana)

The study of hearing and balance rests upon insights drawn from biophysical studies of model systems. One such model, the sacculus of the American bullfrog, has become a mainstay of auditory and vestibular research. Studies of this organ have revealed how sensory cells hair can actively detect signals from the environment. Because of these studies, we now better understand the mechanical gating and localization of a hair cell&#39;s transduction channels, calcium&#39;s role in mechanical adaptation, and the identity of hair cell currents. This highly accessible organ continues to provide insight into the workings of hair cells. Here we describe the preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies on its hair cells. We include the complete dissection procedure and provide specific protocols for the preparation of the sacculus in specific contexts. We additionally include representative results using this preparation, including the calculation of a hair bundle&#39;s instantaneous force-displacement relation and measurement of a bundle&#39;s spontaneous oscillation.

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog Rana catesbeiana

The American bullfrog&#39;s (Rana catesbeiana) sacculus permits direct examination of hair-cell physiology. Here the dissection and preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies is described. We show representative experiments from these hair cells, including the calculation of a bundle&#39;s force-displacement relation and measurement of its unforced motion.