Les auteurs aimeraient remercier Andrea Thomson, Jon Hash, Hope Woods et Autumn Anthony pour la manipulation des chiens pour QST, Masataka Enomoto pour son aide au dépistage des chiens et Sam Chiu pour sa contribution à l’établissement du protocole pour la TVQ thermique chaude.

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université d’État de Caroline du Nord.
1. Aménagement de la salle et acclimatation des sujets d’étude
<ol><li>Effectuez la TVQ dans un espace dédié où il y a amplement d’espace pour un opérateur de TVQ, un maître-chien et un chien de toute taille pour se déplacer confortablement. Minimisez les distractions auditives et visuelles potentielles et utilisez une machine à bruit blanc pour bloquer le son ambiant.</li>
	<li>Placez un grand tapis de yoga ou un rembourrage similaire sur le sol pour vous assurer que les chiens sont à l’aise en position couchée latérale pendant les tests.</li>
	<li>Laissez au chien au moins 10 minutes pour explorer et s’acclimater librement à la pièce et se sentir à l’aise avec l’opérateur et le manieur de la TVQ. Offrez de l’eau fraîche ad libitum dans la pièce et donnez des récompenses alimentaires occasionnelles.</li>
	<li>Randomisez le site de test (côté gauche ou droit) à l’aide d’un tirage à pile ou face. Couper une section de fourrure d’environ 2 x 4 cm centrée autour de l’espace entre la surface dorsale des troisième et quatrième métatarsiens à mi-chemin entre l’articulation tarsométatarsienne et l’articulation métatarsophalangienne. Attacher une section de fourrure d’environ 1 x 2 cm sur l’antébrachique latéral juste à proximité de l’articulation antébrachiocarpienne au-dessus du cubitus.</li>
</ol>2. Anesthésimètre électronique von Frey
<ol><li>Mise en place de l’instrument<ol><li>Appliquez délicatement une pointe de von Frey rigide de 0,9 mm sur le capteur de pesage et assurez-vous que le capteur de pesage est solidement vissé dans la pièce à main. Connectez le cordon de la pièce à main au dispositif d’enregistrement via le canal M0 (Figure 1A,B).</li>
		<li>Allumez l’appareil d’enregistrement et appuyez sur le bouton MAX pour qu’il enregistre et affiche la force maximale obtenue lorsque le chien répond au stimulus appliqué (Figure 1C).</li>
		<li>Mettez l’instrument à zéro en appuyant sur le bouton CLR .</li>
	</ol></li>
	<li>Collecte de données<ol><li>Placez le chien en position couchée latérale pour mesurer les seuils. NOTE: Les chiens sont placés en position couchée latérale droite pour mesurer les seuils sur les membres gauches ou placés en position couchée latérale gauche pour mesurer les seuils sur les membres droits. Si le chien ne s’allonge pas volontairement en position couchée latérale lorsqu’il reçoit des signaux verbaux, l’opérateur et le maître-chien de la TVQ peuvent déposer manuellement le chien en position couchée latérale.</li>
		<li>Appliquez une contention minimale à modérée au besoin pour maintenir le chien en position couchée latérale et relativement immobile. Remarque : Le gestionnaire effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquez le stimulus une fois que le chien est calme et détendu et que le membre testé est dans une extension d’au moins 70%. Fournir un soutien manuel doux au membre testé pour garder le membre hors du sol et fournir un soutien stable pour appliquer une force contre tout en n’empêchant pas le chien de retirer le membre. REMARQUE : L’opérateur de TVQ effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquer la pointe de von Frey perpendiculairement à la peau de la zone testée. Si le chien présente des mouvements réflexes (par exemple, contraction de la patte ou retrait du membre avant l’application de la force) de la sensation de la pointe von Frey sur la peau, laissez le chien détendre à nouveau le membre avant de réappliquer la pointe von Frey. Prenez une mesure lorsque la peau ne provoque pas de mouvements réflexes en appliquant la pointe von Frey.</li>
		<li>Appliquez une force croissante avec la pointe de von Frey (~20 g / sec) jusqu’à ce que le chien retire le membre, vocalise, se tourne pour regarder le stimulus, ou présente d’autres mouvements ou réponses comportementales qui indiquent la perception consciente du stimulus. Retirez le stimulus lorsque le chien retire le membre ou que la force maximale est atteinte. REMARQUE : Ne pas dépasser 1 000 g de force.</li>
		<li>Enregistrez la force maximale appliquée qui est affichée sur l’appareil d’enregistrement. REMARQUE : Si la limite de sécurité de 1 000 g de force est atteinte, 1 000 g est enregistrée comme seuil sensoriel, et il est noté qu’il n’y a pas eu de réponse avant la coupure de sécurité.</li>
		<li>Répétez les mesures pour un total de cinq essais, en prévoyant 1 minute entre chaque mesure (intervalle entre les essais). Mettez à zéro l’instrument entre chaque étape en appuyant sur le bouton CLR .<ol><li>Laissez le chien rester en position couchée latéralement pendant les intervalles entre les essais s’il reste relativement calme et détendu sans contrainte ou avec une contention minimale. Sinon, laissez le chien s’asseoir, se tenir debout ou se déplacer dans la salle de la TVQ pour maintenir son confort. Replacez le chien en position couchée latérale avant la mesure suivante.</li>
		</ol></li>
		<li>Notez une cote de faisabilité de 0 à 5 pour indiquer la facilité avec laquelle les données ont été recueillies. NOTE: Les scores de faisabilité sont les suivants: 0 = pas de problème, 1 = difficulté légère, 2 = difficulté modérée, 3 = difficulté significative, 4 = extrêmement difficile, 5 = impossible. La rubrique utilisée pour attribuer les cotes de faisabilité est présentée au tableau 1.</li>
		<li>Donnez au chien une pause de 5 minutes avant de commencer les mesures avec l’algomètre de pression sondé émoussé.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Algomètre à pression sondé émoussé
<ol><li>Mise en place de l’instrument<ol><li>Assurez-vous que la petite sonde émoussée est bien vissée dans l’appareil (Figure 2A).</li>
		<li>Allumez l’appareil d’enregistrement et appuyez sur la touche MAX pour continuer lorsque vous y êtes invité à l’écran. Appuyez sur le bouton UNIT jusqu’à ce que l’unité s’affiche en grammes (g) en haut de l’écran (Figure 2B).</li>
		<li>Mettez l’instrument à zéro en appuyant sur le bouton ZERO .</li>
	</ol></li>
	<li>Collecte de données<ol><li>Placez le chien en position couchée latérale pour mesurer les seuils. NOTE: Les chiens sont placés en position couchée latérale droite pour mesurer les seuils sur les membres gauches ou placés en position couchée latérale gauche pour mesurer les seuils sur les membres droits. Si le chien ne s’allonge pas volontairement en position couchée latérale lorsqu’il reçoit des signaux verbaux, l’opérateur et le maître-chien de la TVQ peuvent déposer manuellement le chien en position couchée latérale.</li>
		<li>Appliquez une contention minimale à modérée au besoin pour maintenir le chien en position couchée latérale et relativement immobile. Remarque : Le gestionnaire effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquez le stimulus une fois que le chien est calme et détendu et que le membre testé est à environ 70% d’extension. Fournir un soutien manuel doux au membre testé pour garder le membre hors du sol et fournir un soutien stable pour appliquer une force, sans empêcher le chien de retirer le membre. REMARQUE : L’opérateur de TVQ effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquer la sonde émoussée perpendiculairement à la peau de la zone testée (figure 2C). Si le chien présente des mouvements réflexes (p. ex., contraction de la patte ou retrait du membre avant l’application de la force) de la sensation de la sonde contondante sur la peau, laissez le chien détendre à nouveau le membre avant de réappliquer la sonde contondante. Prenez une mesure lorsque l’application de la sonde émoussée sur la peau ne provoque pas de mouvements réflexes.</li>
		<li>Appliquez une force croissante avec la sonde (~ 20 g / s) jusqu’à ce que le chien retire le membre, vocalise, se tourne pour regarder le stimulus ou présente d’autres mouvements ou réponses comportementales qui indiquent la perception consciente du stimulus. Retirez le stimulus lorsque le chien retire le membre ou que la force maximale est atteinte. REMARQUE : Ne pas dépasser 2 500 g de force.</li>
		<li>Enregistrez la force maximale appliquée qui est affichée sur l’appareil d’enregistrement. REMARQUE : Si le seuil de sécurité de 2 500 g de force est atteint, 2 500 g sont enregistrés comme seuil sensoriel, et il est noté qu’il n’y a pas eu de réponse avant le seuil de sécurité.</li>
		<li>Répétez les mesures pour un total de cinq essais, en prévoyant 1 minute entre chaque mesure (intervalle entre les essais). Mettez à zéro l’instrument entre chaque étape en appuyant sur le bouton ZERO .<ol><li>Laissez le chien rester en position couchée latérale pendant l’intervalle entre les essais s’il reste relativement calme et détendu sans contrainte ou avec une contention minimale. Sinon, laissez le chien s’asseoir, se tenir debout ou se déplacer dans la salle de la TVQ pour maintenir son confort. Replacez le chien en position couchée latérale avant la mesure suivante.</li>
		</ol></li>
		<li>Notez une cote de faisabilité de 0 à 5 pour indiquer la facilité avec laquelle les données ont été recueillies. NOTE: Les scores de faisabilité sont les suivants: 0 = pas de problème, 1 = difficulté légère, 2 = difficulté modérée, 3 = difficulté significative, 4 = extrêmement difficile, 5 = impossible.</li>
		<li>Donnez au chien une pause de 5 minutes avant de commencer les mesures avec la sonde thermique chaude.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Sonde thermique chaude
<ol><li>Mise en place de l’instrument<ol><li>Connectez l’analyseur thermosensoriel à l’ordinateur via le câble USB et assurez-vous que le thermode 16 x 16 mm est connecté à l’analyseur. Mettez l’analyseur sous tension.</li>
		<li>Ouvrez le logiciel de l’analyseur thermosensoriel sur l’ordinateur et sélectionnez l’analyseur TSA II dans le menu de démarrage. Cliquez sur OK dans l’avertissement contextuel pour l’auto-test de l’analyseur. Assurez-vous que la thermode n’est pas connectée au sujet de l’étude pendant l’autotest.</li>
		<li>Dans l’onglet TEST (coin supérieur droit), sous l’invite Sélectionner un patient (côté gauche de l’écran), sélectionnez le patient approprié en double-cliquant sur le nom dans la liste.<ol><li>Pour créer un nouveau patient, cliquez sur l’onglet PATIENTS à droite de l’onglet TEST . Cliquez sur l’icône Nouveau patient dans le coin inférieur gauche et remplissez les détails du patient (service, prénom et nom du patient , ID, sexe et date de naissance).</li>
		</ol></li>
		<li>Sous l’invite Sélectionner un programme dans l’onglet TEST, sélectionnez le programme approprié en double-cliquant sur le programme dans la liste.<ol><li>Pour créer un nouveau programme, cliquez une fois sur l’onglet PROGRAMMES à droite de l’onglet PATIENTS . Cliquez sur l’icône Nouveau programme dans le coin inférieur gauche et remplissez les détails du programme . REMARQUE : Pour ce protocole, les détails du programme sont donnés dans le tableau 2. Il n’est pas nécessaire de sélectionner un site de corps sous l’invite Sélectionner un site de corps dans l’onglet TEST .</li>
		</ol></li>
		<li>Une fois que le patient et le programme appropriés ont été sélectionnés, cliquez sur l’invite Aller au test sous l’onglet TEST . Cliquez une fois sur le bouton Pré-test dans le coin inférieur gauche pour calibrer l’analyseur selon le programme spécifié.</li>
		<li>Une fois le pré-test terminé, le bouton Pré-test est remplacé par le bouton Démarrer et la fenêtre de test s’affiche : Appuyez sur le bouton Démarrer pour démarrer le test (Figure 3A).</li>
		<li>Déroulez le câble thermode et assurez-vous que le thermode est facilement accessible.</li>
	</ol></li>
	<li>Collecte de données<ol><li>Placez le chien en position couchée latérale pour mesurer la latence thermique. NOTE: Les chiens sont placés en position couchée latérale droite pour mesurer les seuils sur les membres gauches ou placés en position couchée latérale gauche pour mesurer les seuils sur les membres droits. Si le chien ne s’allonge pas volontairement en position couchée latérale lorsqu’il reçoit des signaux verbaux, l’opérateur et le maître-chien de la TVQ peuvent déposer manuellement le chien en position couchée latérale.</li>
		<li>Appliquez une contention minimale à modérée au besoin pour maintenir le chien en position couchée latérale et relativement immobile. Remarque : Le gestionnaire effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquez le stimulus une fois que le chien est calme et détendu et que le membre testé est dans une extension d’environ 70%. Fournir un soutien manuel doux au membre testé pour garder le membre hors du sol tout en n’empêchant pas le chien de retirer le membre. Tenez et actionnez également un chronomètre avec la main soutenant le membre. REMARQUE : L’opérateur de TVQ effectue cette étape.</li>
		<li>Appliquer la thermode sur la peau de la zone testée (figure 3B). Si le chien présente des mouvements réflexes (p. ex., contraction de la patte ou retrait du membre avant l’application de chaleur) de la sensation de la thermode sur la peau, laissez-le détendre à nouveau le membre avant de réappliquer la thermode. Prenez une mesure lorsque l’application de la thermode sur la peau ne provoque pas de mouvements réflexes.</li>
		<li>Cliquez sur le bouton Démarrer dans le coin inférieur gauche de l’onglet TEST pour démarrer le test. REMARQUE : L’opérateur de la TVQ fait signe au manutentionnaire de commencer l’essai (p. ex., en hochant la tête), et l’opérateur de la TVQ démarre simultanément le chronomètre.</li>
		<li>Retirez la thermode lorsque le chien retire le membre, vocalise, se tourne pour regarder le stimulus, ou présente d’autres mouvements ou réponses comportementales qui indiquent la perception consciente du stimulus ou lorsque la latence maximale est atteinte tout en arrêtant simultanément le chronomètre. REMARQUE : L’opérateur de TVQ effectue cette étape. Ne pas dépasser 20 s d’application de thermode ou 49 °C de température maximale de thermode.</li>
		<li>Enregistrez la latence jusqu’au retrait. Si le seuil de sécurité de 20 s d’application de thermode est atteint, noter 20 s comme latence sensorielle et noter qu’il n’y a pas eu de réponse avant le seuil de sécurité.</li>
		<li>Répétez les mesures pour un total de cinq essais, en prévoyant 1 minute entre chaque mesure (intervalle entre les essais). Cliquez sur le bouton Fin de test, puis sur le bouton Pré-test entre chaque mesure pour arrêter de chauffer le thermode et recalibrer le thermode pour préparer l’application suivante. Remarque : Le gestionnaire effectue cette étape.<ol><li>Laissez le chien rester en position couchée latérale pendant l’intervalle entre les essais s’il reste relativement calme et détendu sans contrainte ou avec une contention minimale. Sinon, laissez le chien s’asseoir, se tenir debout ou se déplacer dans la salle de la TVQ pour maintenir son confort. Replacez le chien en position couchée latérale avant la mesure suivante.</li>
		</ol></li>
		<li>Notez une cote de faisabilité de 0 à 5 pour indiquer la facilité avec laquelle les données ont été recueillies. NOTE: Les scores de faisabilité sont les suivants: 0 = pas de problème, 1 = difficulté légère, 2 = difficulté modérée, 3 = difficulté significative, 4 = extrêmement difficile, 5 = impossible.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Hunt, J., Knazovicky, D., Lascelles, B. D. X., Murrell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+sensory+testing+in+dogs+with+painful+disease:+A+window+to+pain+mechanisms.">Quantitative sensory testing in dogs with painful disease: A window to pain mechanisms.</a> The Veterinary Journal. 243, 33-41 (2019).</li><li>Purves, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutaneous+and+subcutaneous+somatic+sensory+receptors.">Cutaneous and subcutaneous somatic sensory receptors.</a> Neuroscience, 2nd edition. , (2001).</li><li>Gorney, A. 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Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Il est crucial pour l’acquisition de données précises - qui reflètent les seuils sensoriels du chien - que le chien soit aussi calme, détendu et positionné de manière adéquate que possible pour chaque mesure. Une étude antérieure a noté que l’agitation causée par la contention ou la distraction causée par des facteurs à l’intérieur ou à l’extérieur de l’environnement de test affectait les réponses des chiens aux stimuli de la TVQ16. Si le chien devient agité par la posi...

Les tests sensoriels quantitatifs (TVQ) évaluent les réponses suscitées par les stimuli appliqués de l’extérieur; Il est utilisé pour évaluer la fonction du système somatosensoriel chez l’homme et l’animal1. Des stimuli mécaniques sous forme de pression ponctuée ou de pression profonde sont appliqués comme un stimulus rampé. Le seuil sensoriel est déterminé comme la force qui évoque une réponse psychophysique1. Les stimuli thermiques chauds ou froids peuvent être utilisés comme stimulus accéléré ou comme stimulus d’intensité fixe. Le seuil sensoriel est déterminé comme la température à laquelle il y a une réponse ou la latence pour répondre au stimulus. Les seuils sensoriels de pression ponctuée sont mesurés à l’aide d’anesthésiateurs électroniques von Frey ou de filaments capillaires von Frey, la pression profonde est mesurée à l’aide d’algomètres de pression portatifs et les seuils sensoriels thermiques sont déterminés à l’aide de divers systèmes thermodes de contact.
La TVQ fournit de l’information sur le fonctionnement des voies sensorielles périphériques et centrales et peut être utilisée pour évaluer les altérations de ces voies sensorielles (algoplasticité) dans divers processus pathologiques, en particulier ceux qui causent de la douleur chronique1. Les corpuscules de Meissner détectent la pression ponctuée, et la sensation est transmise par les fibres afférentes Aβ à des niveaux non nocifs et les fibres afférentes Aδ lorsque le stimulus est d’une intensité nocive 1,2. La pression profonde est détectée par les corpuscules paciniens et transmise par les fibres afférentes C, la chaleur nocive est détectée par les corpuscules de Ruffini et transmise par les fibres afférentes Aδ et C, et le froid nocif est détecté par les corpuscules de Krause et transmis par les fibres afférentes C 1,2. La TVQ peut être utilisée pour détecter à la fois l’inhibition (diminution de la sensibilité, hypoesthésie) et la facilitation (sensibilité accrue, hyperesthésie) de ces récepteurs et voies. Chez le chien, la TVQ a été utilisée pour évaluer les altérations des seuils sensoriels secondaires à une lésion aiguë de la moelle épinière 3,4,5, à une malformation de type Chiari et à une syringomyélie6, à une rupture du ligament croisé crânien5,7 et à l’arthrose8,9,10. De plus, certaines études ont utilisé la TVQ pour évaluer le soulagement de la douleur procuré par certains analgésiques 6,11,12,13 et les interventions chirurgicales 14. Ces études ont fourni des informations importantes sur les mécanismes de la sensation de douleur chez les chiens, telles que des preuves de sensibilisation périphérique et centrale après une chirurgie et des maladies provoquant des états de douleur chronique telles que la rupture du ligament croisé crânien et l’arthrose. Cette information peut aider à améliorer la détection et le traitement de la douleur chez les chiens.
Les études de validation de la TVQ mécanique et thermique à chaud chez le chien ont montré une bonne faisabilité, répétabilité et fiabilité des résultats de la TVQ au fil du temps chez les chiens normaux et les chiens souffrant de douleur chronique due à l’arthrose 8,9,15,16. Cependant, plusieurs études ont trouvé une répétabilité et une fiabilité médiocres de la thermique froide et parfois de von Frey QST 1,15,17. Ces études ont utilisé un équipement et une méthodologie différents, mais ont fourni des preuves que la TVQ thermique mécanique et thermique est une méthode précise et semi-quantitative de mesure des seuils sensoriels chez les chiens. Cependant, l’attention portée aux détails précis, y compris le réglage des mesures, est essentielle pour optimiser la TVQ chez les chiens, ce qui nécessite un protocole normalisé pour la TVQ. Sanchis-Mora et al. ont détaillé un protocole d’examen du seuil sensoriel (STEP) pour la TVQ thermique mécanique et thermique chaude et froide, mais ont rencontré des difficultés avec les chiens ne répondant pas à la QST thermique froide ou au filament de von Frey à force de gramme le plus élevé utilisé dans l’étude17. Le protocole suivant fournit une méthode standard pour la TVQ mécanique et thermique à chaud chez les chiens; Ce protocole permet d’évaluer les seuils sensoriels chez les chiens normaux ou les chiens présentant divers processus pathologiques affectant le système somatosensoriel. L’élaboration de protocoles normalisés peut permettre de comparer les résultats d’une étude à l’autre et de méta-analyses des données afin d’améliorer l’utilité de la TVQ en médecine vétérinaire.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Electronic von Frey anesthesiometer</td>
			<td>IITC Life Science Inc.</td>
			<td>Item # 23931</td>
			<td>Custom made with a 1000g max force load cell</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medoc Main Station software</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>(supplied with TSA-II)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SMALGO: SMall Animal ALGOmeter</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>Model VETALGO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TSA-II NeuroSensory Analyzer</td>
			<td>Medoc</td>
			<td>DC 00072 TSA-II</td>
			<td>No longer manufactured - new model is TSA-2 with same probes and same function</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of sensory thresholds in dogs using mechanical and hot thermal quantitative sensory testing

Les tests sensoriels quantitatifs (QST) sont utilisés pour évaluer la fonction du système somatosensoriel chez le chien en évaluant la réponse aux stimuli mécaniques et thermiques appliqués. La TVQ est utilisée pour déterminer les seuils sensoriels des chiens normaux et évaluer les altérations des voies sensorielles périphériques et centrales causées par divers états pathologiques, notamment l’arthrose, les lésions de la moelle épinière et la rupture du ligament croisé crânien. Les seuils sensoriels mécaniques sont mesurés par des anesthésiomètres électroniques von Frey et des algomètres de pression. Ils sont déterminés comme la force à laquelle le chien présente une réponse indiquant une perception consciente du stimuli. Les seuils sensoriels thermiques chauds sont la latence pour répondre à un stimulus de température fixe ou accéléré appliqué par un thermode de contact.
Suivre un protocole cohérent pour effectuer la TVQ et prêter attention aux détails de l’environnement de test, de la procédure et des sujets d’étude individuels est essentiel pour obtenir des résultats précis de la TVQ pour les chiens. Les protocoles de collecte normalisée des données de la TVQ chez les chiens n’ont pas été décrits en détail. La TVQ doit être effectuée dans un environnement calme, sans distraction et confortable pour le chien, l’opérateur de la TVQ et le maître. S’assurer que le chien est calme, détendu et correctement positionné pour chaque mesure aide à produire des réponses fiables et cohérentes aux stimuli et rend le processus de test plus gérable. L’opérateur et le préposé à la TVQ doivent être familiers et à l’aise avec la manipulation des chiens et l’interprétation des réactions comportementales des chiens aux stimuli potentiellement douloureux afin de déterminer le critère d’évaluation des tests, de réduire le stress et de maintenir la sécurité pendant le processus de test.

La TVQ mécanique et thermique a été réalisée pour détecter les seuils sensoriels chez les chiens de recherche et les chiens appartenant aux clients dans diverses conditions cliniques, y compris les chiens normaux et en bonne santé, les chiens souffrant de douleurs chroniques telles que l’arthrose, les chiens atteints de lésions aiguës de la moelle épinière, et pour évaluer la douleur postopératoire et l’efficacité des analgésiques. Bien qu’il y ait de plus en plus de travaux sur la TVQ chez les chien...

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Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Ce travail décrit un protocole standard pour les tests sensoriels quantitatifs mécaniques et thermiques à chaud afin d’évaluer le système somatosensoriel chez le chien. Les seuils sensoriels sont mesurés à l’aide d’un anesthésiomètre électronique von Frey, d’un algomètre de pression et d’un thermode à contact chaud.

Évaluation des seuils sensoriels chez les chiens à l’aide de tests sensoriels quantitatifs mécaniques et thermiques chauds

Quantitative sensory testing (QST) is used to evaluate the function of the somatosensory system in dogs by assessing the response to applied mechanical ...

assessment-sensory-thresholds-dogs-using-mechanical-hot-thermal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.1K vues.  North Carolina State University. Ce travail décrit un protocole standard pour les tests sensoriels quantitatifs mécaniques et thermiques à chaud afin d’évaluer le système somatosensoriel chez le chien. Les seuils sensoriels sont mesurés à l’aide d’un anesthésiomètre électronique von Frey, d’un algomètre de pression et d’un thermode à contact chaud.

Vidéo: Assessment of Sensory Thresholds in Dogs Using Mechanical and Hot Thermal Quantitative Sensory Testing

Live-imaging of PKC Translocation in Sf9 Cells and in Aplysia Sensory Neurons

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and learning and memory. There are four known families of PKC isoforms in vertebrates: classical PKCs (&alpha;, &beta;I, &beta;II and &gamma;), novel type I PKCs (&#949; and &eta;), novel type II PKCs (&delta; and &theta;), and atypical PKCs (&zeta; and &iota;). The classical PKCs are activated by Ca2+ and diacylclycerol (DAG), while the novel PKCs are activated by DAG, but are Ca2+-independent. The atypical PKCs are activated by neither Ca2+ nor DAG. In Aplysia californica, our model system to study memory formation, there are three nervous system specific PKC isoforms one from each major class, namely the conventional PKC Apl I, the novel type I PKC Apl II and the atypical PKC Apl III. PKCs are lipid-activated kinases and thus activation of classical and novel PKCs in response to extracellular signals has been frequently correlated with PKC translocation from the cytoplasm to the plasma membrane. Therefore, visualizing PKC translocation in real time in live cells has become an invaluable tool for elucidating the signal transduction pathways that lead to PKC activation. For instance, this technique has allowed for us to establish that different isoforms of PKC translocate under different conditions to mediate distinct types of synaptic plasticity and that serotonin (5HT) activation of PKC Apl II requires production of both DAG and phosphatidic acid (PA) for translocation 1-2. Importantly, the ability to visualize the same neuron repeatedly has allowed us, for example, to measure desensitization of the PKC response in exquisite detail 3. In this video, we demonstrate each step of preparing Sf9 cell cultures, cultures of Aplysia sensory neurons have been described in another video article 4, expressing fluorescently tagged PKCs in Sf9 cells and in Aplysia sensory neurons and live-imaging of PKC translocation in response to different activators using laser-scanning microscopy.

In this video, we demonstrate visualization of PKC translocation in living cells using fluorescently tagged PKCs.

Live-imagerie de la translocation de la PKC dans les cellules Sf9 et dans les neurones sensoriels aplysie

Protein kinase Cs (PKCs) are serine threonine kinases that play a central role in regulating a wide variety of cellular processes such as cell growth and ...

Recherche

Neurosciences

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

Imagerie des cellules vivantes des cellules sensorielles de précurseurs d&#39;organes en Intact Drosophile Les chrysalides

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the olfactory bulb (OB). The molecular mechanisms of OSN axon growth and targeting are not well understood. Manipulating gene expression and subsequent 
visualizing of single OSN axons and their terminal arbor morphology have thus far been challenging. To study gene function at the single cell level within a specified 
time frame, we developed a lentiviral based technique to manipulate gene expression in OSNs in vivo. Lentiviral particles are delivered to OSNs by microinjection 
into the olfactory epithelium (OE). Expression cassettes are then permanently integrated into the genome of transduced OSNs. Green fluorescent protein expression 
identifies infected OSNs and outlines their entire morphology, including the axon terminal arbor. Due to the short turnaround time between microinjection and 
reporter detection, gene function studies can be focused within a very narrow period of development. With this method, we have detected GFP expression within as 
few as three days and as long as three months following injection. We have achieved both over-expression and shRNA mediated knock-down by lentiviral microinjection. 
This method provides detailed morphologies of OSN cell bodies and axons at the single cell level in vivo, and thus allows characterization of candidate gene function 
during olfactory development.

Lentivirus-mediated Genetic Manipulation and Visualization of Olfactory Sensory Neurons in vivo

We present a lentiviral technique for genetic manipulation and visualization of single olfactory sensory neuron axon and its terminal arborization in vivo.

Lentivirus médiée par manipulation génétique et de visualisation des neurones sensoriels olfactifs In vivo</em

Development of a precise olfactory circuit relies on accurate projection of olfactory sensory neuron (OSN) axons to their synaptic 
targets in the ...

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic development and axonal wiring. Recently the dendritic arborization (DA) sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system (PNS) have become powerful genetic models in which to elucidate both general and class-specific mechanisms of neuron differentiation.
There are four main DA neuron classes (I-IV)1. They are named in order of increasing dendrite arbor complexity, and have class-specific differences in the genetic control of their differentiation2-10. The DA sensory system is a practical model to investigate the molecular mechanisms behind the control of dendritic morphology11-13 because: 1) it can take advantage of the powerful genetic tools available in the fruit fly, 2) the DA neuron dendrite arbor spreads out in only 2 dimensions beneath an optically clear larval cuticle making it easy to visualize with high resolution in vivo, 3) the class-specific diversity in dendritic morphology facilitates a comparative analysis to find key elements controlling the formation of simple vs. highly branched dendritic trees, and 4) dendritic arbor stereotypical shapes of different DA neurons facilitate morphometric statistical analyses.
DA neuron activity modifies the output of a larval locomotion central pattern generator14-16. The different DA neuron classes have distinct sensory modalities, and their activation elicits different behavioral responses14,16-20. Furthermore different classes send axonal projections stereotypically into the Drosophila larval central nervous system in the ventral nerve cord (VNC)21. These projections terminate with topographic representations of both DA neuron sensory modality and the position in the body wall of the dendritic field7,22,23. Hence examination of DA axonal projections can be used to elucidate mechanisms underlying topographic mapping7,22,23, as well as the wiring of a simple circuit modulating larval locomotion14-17.
We present here a practical guide to generate and analyze genetic mosaics24 marking DA neurons via MARCM (Mosaic Analysis with a Repressible Cell Marker)1,10,25 and Flp-out22,26,27 techniques (summarized in Fig. 1).

Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics

The dendritic arborization sensory neurons of the Drosophila larval peripheral nervous system are useful models to elucidate both general and neuron class-specific mechanisms of neuron differentiation. We present a practical guide to generate and analyze dendritic arborization neuron genetic mosaics.

Analyse morphologique des Drosophile Larvaires périphérique dendrites et des axones des neurones sensoriels utilisant mosaïques génétiques

Nervous system development requires the correct specification of neuron position and identity, followed by accurate neuron class-specific dendritic ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Tout le mont immunomarquage des récepteurs olfactifs neurones dans le<em&gt; Drosophila</em&gt; Antenne

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Assessment of Morphine-induced Hyperalgesia and Analgesic Tolerance in Mice Using Thermal and Mechanical Nociceptive Modalities

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular mechanisms underlying both phenomena are not well understood and their elucidation should benefit from the study of animal models and from the design of appropriate experimental protocols. 
We describe here a methodological approach for inducing, recording and quantifying morphine-induced hyperalgesia as well as for evidencing analgesic tolerance, using the tail-immersion and tail pressure tests in wild-type mice. As shown in the video, the protocol is divided into five sequential steps. Handling and habituation phases allow a safe determination of the basal nociceptive response of the animals. Chronic morphine administration induces significant hyperalgesia as shown by an increase in both thermal and mechanical sensitivity, whereas the comparison of analgesia time-courses after acute or repeated morphine treatment clearly indicates the development of tolerance manifested by a decline in analgesic response amplitude. This protocol may be similarly adapted to genetically modified mice in order to evaluate the role of individual genes in the modulation of nociception and morphine analgesia. It also provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to improve opiate analgesic efficacy.

We describe a protocol to examine the development of opioid-induced hyperalgesia and tolerance in mice. Based on the measurement of thermal and mechanical nociceptive responses of na&#239;ve and morphine-treated animals, it allows to quantify the increase in pain sensitivity (hyperalgesia) and decrease in analgesia (tolerance) associated with chronic opiate administration.

L&#39;évaluation de la tolérance induite par la morphine hyperalgésie et analgésique chez la souris utilisant thermiques et mécaniques nociceptifs modalités

Opioid-induced hyperalgesia and tolerance severely impact the clinical efficacy of opiates as pain relievers in animals and humans. The molecular ...

Production and Isolation of Axons from Sensory Neurons for Biochemical Analysis Using Porous Filters

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is required to shape functional neuronal circuits. The protocol described here explains how to use cell culture inserts bearing a porous membrane (filter) to obtain large amounts of pure axonal preparations suitable for examination by conventional biochemical or immunocytochemical techniques. The functionality of these filter inserts will be demonstrated with models of developmental pruning and Wallerian degeneration, using explants of embryonic dorsal root ganglion. Axonal integrity and function is compromised in a wide variety of neurodegenerative pathologies. Indeed, it is now clear that axonal dysfunction appears much earlier in the course of the disease than neuronal soma loss in several neurodegenerative diseases, indicating that axonal-specific processes are primarily targeted in these disorders. By obtaining pure axonal samples for analysis by molecular and biochemical techniques, this technique has the potential to shed new light into mechanisms regulating the physiology and pathophysiology of axons. This in turn will have an impact in our understanding of the processes that drive degenerative diseases of the nervous system.

This article describes a neuronal culture system that can be used to obtain large quantities of pure axonal samples for biochemical and immunocytochemical analyses. This technique will allow an improved understanding of normal axonal physiology and signaling pathways leading to neurodegeneration.

La production et l&#39;isolement des axones de neurones sensoriels de l&#39;analyse biochimique Utilisation des filtres poreux

Neuronal axons use specific mechanisms to mediate extension, maintain integrity, and induce degeneration. An appropriate balance of these events is ...

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an excellent model system for such investigations due to its complex behaviors, powerful genetic techniques, and compact nervous system. Laboratory behavioral assays have long been used with Drosophila to simulate properties of the natural environment and study the neural mechanisms underlying the corresponding behaviors (e.g. phototaxis, chemotaxis, sensory learning and memory)1-3. With the recent availability of large collections of transgenic Drosophila lines that label specific neural subsets, behavioral assays have taken on a prominent role to link neurons with behaviors4-11. Versatile and reproducible paradigms, together with the underlying computational routines for data analysis, are indispensable for rapid tests of candidate fly lines with various genotypes. Particularly useful are setups that are flexible in the number of animals tested, duration of experiments and nature of presented stimuli. The assay of choice should also generate reproducible data that is easy to acquire and analyze. Here, we present a detailed description of a system and protocol for assaying behavioral responses of Drosophila flies in a large four-field arena. The setup is used here to assay responses of flies to a single olfactory stimulus; however, the same setup may be modified to test multiple olfactory, visual or optogenetic stimuli, or a combination of these. The olfactometer setup records the activity of fly populations responding to odors, and computational analytical methods are applied to quantify fly behaviors. The collected data are analyzed to get a quick read-out of an experimental run, which is essential for efficient data collection and the optimization of experimental conditions.

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

We describe here a behavioral setup and data analysis method for assaying olfactory responses of up to 100 vinegar flies (Drosophila melanogaster). This system may be used with single or multiple olfactory stimuli, and adaptable for optogenetic activation or silencing of neuronal subsets.

Comportements olfactifs dosées par Tracking Computer Of<em&gt; Drosophila</em&gt; Dans un Olfactométre quatre quadrants

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

Dynamic Quantitative Sensory Testing to Characterize Central Pain Processing

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain processing is present in many chronic pain conditions and can influence responses to specific therapies. Thus, the ability to precisely describe the state of central pain processing has profound clinical significance in both prognosis and prediction. Because it is not practical to record neuronal firings directly in the human spinal cord, surrogate behavior tests become an important tool to assess the state of central pain processing. Dynamic QST is one such test, and can probe both the ascending facilitation and descending modulation of incoming nociceptive signals via TS and CPM, respectively. Due to the large between-individual variability in the sensitivity to noxious signals, standardized TS and CPM tests may not yield any meaningful data in up to 50% of the population due to floor or ceiling effects. We present methodologies to individualize TS and CPM so we can capture these measures in a broader range of individuals than previously possible. We have used these methods successfully in several studies at the lab, and data from one ongoing study will be presented to demonstrate feasibility and potential applications of the methods.

By assessing pain in response to repetitive or different types of standardized stimuli, dynamic quantitative sensory testing (QST) can reveal changes in the central processing of pain. We present methods to optimize and individualize two dynamic QST measures: temporal summation (TS) and conditioned pain modulation (CPM).

Dynamic Quantitative Test sensoriel à Caractériser Central Processing douleur

Central facilitation and modulation of incoming nociceptive signals play an important role in the perception of pain. Disruption in central pain ...

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog (Rana catesbeiana)

The study of hearing and balance rests upon insights drawn from biophysical studies of model systems. One such model, the sacculus of the American bullfrog, has become a mainstay of auditory and vestibular research. Studies of this organ have revealed how sensory cells hair can actively detect signals from the environment. Because of these studies, we now better understand the mechanical gating and localization of a hair cell&#39;s transduction channels, calcium&#39;s role in mechanical adaptation, and the identity of hair cell currents. This highly accessible organ continues to provide insight into the workings of hair cells. Here we describe the preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies on its hair cells. We include the complete dissection procedure and provide specific protocols for the preparation of the sacculus in specific contexts. We additionally include representative results using this preparation, including the calculation of a hair bundle&#39;s instantaneous force-displacement relation and measurement of a bundle&#39;s spontaneous oscillation.

Physiological Preparation of Hair Cells from the Sacculus of the American Bullfrog Rana catesbeiana

The American bullfrog&#39;s (Rana catesbeiana) sacculus permits direct examination of hair-cell physiology. Here the dissection and preparation of the bullfrog&#39;s sacculus for biophysical studies is described. We show representative experiments from these hair cells, including the calculation of a bundle&#39;s force-displacement relation and measurement of its unforced motion.