Este trabajo contó con el apoyo del Programa de Investigación y Desarrollo, el Hospital de Estomatología de China Occidental, la Universidad de Sichuan (RD-02-202107), el Programa de Apoyo a la Ciencia y la Tecnología de la Provincia de Sichuan (2022NSFSC0743) y la subvención de la Fundación de Ciencias Postdoctorales de Sichuan (TB2022005) a H. Huang.

Todos los procedimientos con animales en este estudio fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética de la Escuela de Estomatología de China Occidental de la Universidad de Sichuan. Para el presente estudio se utilizaron ratones adultos C57BL/6 (hembras).
1. Preparación quirúrgica
<ol><li>Reúna los instrumentos quirúrgicos necesarios para el procedimiento: germinador, cauterización oftalmológica, tijeras microquirúrgicas, pinzas microquirúrgicas, jeringas y agujas (26 g x 0,63 pulgadas) (Figura 1A, B) (ver Tabla de materiales). NOTA: Antes del procedimiento quirúrgico, autoclave los instrumentos quirúrgicos, incluida la cauterización oftalmológica, las pinzas microquirúrgicas y las tijeras microquirúrgicas, a 102,9 kPa (1,05 kg/cm2) y 121 °C durante 20 min.</li>
	<li>Reúna los suministros quirúrgicos necesarios: paños quirúrgicos, guantes de látex, algodón estéril, láminas estériles, láminas de metal estériles, cartón pluma como plataforma quirúrgica, bandas elásticas (que se pueden obtener rasgando un guante de látex médico) y cinta adhesiva (Figura 1C) (consulte la Tabla de materiales). NOTA: Utilice un juego separado de suministros para cada ratón, incluidas jeringas y hojas estériles para el campo quirúrgico.</li>
	<li>Limpie el área quirúrgica y el aparato (fuente de luz, cartón pluma y dispositivo de mantenimiento de la temperatura, consulte la Tabla de materiales) con toallitas con alcohol. Cubra las perillas y los mangos de los instrumentos que puedan ser necesarios durante el procedimiento con una lámina de metal estéril.</li>
	<li>Abra asépticamente los instrumentos individuales y colóquelos con cuidado en el área quirúrgica. Active el germinador (ver Tabla de Materiales) y las luces para su uso durante el procedimiento. Coloque la cauterización oftalmológica en el germinador y caliéntelo a 250 °C durante 20 min.</li>
</ol>2. Procedimiento quirúrgico
<ol><li>Realice la fijación del ratón y abra la cavidad bucal siguiendo los pasos que se indican a continuación.<ol><li>Seleccione un ratón hembra C57BL/6J que pese entre 20 y 25 g y tenga entre 8 y 12 semanas de edad. Aloje al ratón durante 7 días antes de realizar cualquier procedimiento.</li>
		<li>Anestesiar al ratón mediante inyección intraperitoneal de Zoletil50 (80 mg/kg) y xilacina (5 mg/kg) (ver Tabla de Materiales). Aplique ungüento oftálmico para los ojos en el ojo del ratón. Espere hasta que no haya una respuesta de pellizco en los dedos de los pies. NOTA: El mouse está listo para el procedimiento cuando no puede girar de forma independiente.</li>
		<li>Asegure el mouse a una tabla de espuma forrada con hojas estériles. Utilice cinta adhesiva para atar el ratón a la plataforma quirúrgica en posición supina (Figura 2A).</li>
		<li>Abra la cavidad bucal del ratón. Coloque dos agujas (26 g x 0,63 pulgadas) delante del plano orbital de la oreja y dos más detrás de él. Coloque una banda elástica alrededor de las agujas y cruce los incisivos para mantener la boca abierta. Use pinzas microquirúrgicas para mantener abiertas las comisuras de la boca (Figura 2B). NOTA: Asegúrese de que el paladar duro esté claramente expuesto. Fije la lengüeta debajo de la banda elástica para evitar la obstrucción del campo de visión y la quemadura durante los experimentos posteriores.</li>
	</ol></li>
	<li>Cree la fístula oronasal (ONF) en el paladar duro (Figura 3A-F).<ol><li>Recupere la cauterización oftalmológica, que se ha calentado a 250 °C durante 20 min. Coloque la punta de cauterización a 1 mm de distancia de la intersección de la línea media del paladar y la línea del primer premolar, creando una lesión de la mucosa de espesor completo en el paladar duro en la línea media. NOTA: Evite quemar la lengua del ratón.</li>
		<li>Después de unos segundos, retire la cauterización oftalmológica cuando la mucosa alrededor de la punta de la cauterización se vuelva blanca.</li>
		<li>Coloque la cauterización oftalmológica en el germinador y continúe calentándola a 250 °C durante 10 min. Repita el paso anterior para agrandar la herida alrededor de los bordes hasta que alcance una longitud de 2,0 mm y una anchura de 1,5 mm. NOTA: Cada extensión debe seguir el borde de la última lesión. Use un calibrador vernier para medir la longitud y el ancho de la lesión. La lesión debe cubrir el 10% del paladar.</li>
		<li>Use tijeras microquirúrgicas para eliminar cualquier exceso de tejido blando desnaturalizado alrededor de la herida. Use algodón estéril para detener el sangrado y evitar la asfixia por inhalación del ratón. Mida la herida para asegurarse de que forme una lesión de la mucosa del paladar duro de espesor completo que mida 2,0 x 1,5 mm en la línea media.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Cuidados postoperatorios
<ol><li>Administrar Meloxicam al ratón en el momento del despertar postoperatorio, a dosis de 5 mg/kg/d durante 3 días, por vía subcutánea29.</li>
	<li>Coloque el mouse en un dispositivo de mantenimiento de temperatura hasta que recupere completamente la conciencia. NOTA: Asegúrese de que el mouse esté colocado de manera que facilite la respiración. Rotar a los ratones cada 10-15 minutos para evitar que la sangre se acumule o colapse los lóbulos pulmonares. Una vez que el ratón se haya calentado, devuélvelo a su jaula. Proporcione gelatina estéril y alimento irradiado en el fondo de la jaula para que los ratones lo consuman.</li>
</ol>4. Verificación de la creación de la fístula oronasal
NOTA: El éxito de la creación de la fístula oronasal (ONF) se evalúa al 7º día después del procedimiento quirúrgico.
<ol><li>Prepare los suministros quirúrgicos necesarios: banda elástica, cinta adhesiva, jeringas, paños quirúrgicos, guantes de látex, láminas estériles, lámina metálica estéril y cartón pluma.</li>
	<li>Use paños quirúrgicos y guantes estériles para mantener las condiciones asépticas. Desinfecte la placa de espuma, la fuente de luz y el dispositivo de mantenimiento de temperatura con alcohol.</li>
	<li>Inducir anestesia general mediante inyección intraperitoneal de Zoletil50 (80 mg/kg). Espere hasta que no haya una respuesta de pellizco en los dedos de los pies. Utilice el mismo método descrito en los pasos 2.1.3 y 2.1.4 para inmovilizar al ratón y exponer el paladar duro.</li>
	<li>Realice la verificación anatómica estructural asegurándose de que el tabique siga siendo visible en el sitio de la herida, lo que indica una creación exitosa de ONF (Figura 4A, B).</li>
	<li>Realizar la verificación funcional: cerrar la cavidad bucal del ratón e inyectar agua estéril en su cavidad bucal utilizando una jeringa estéril. La creación exitosa de ONF se confirma cuando el líquido fluye desde las fosas nasales del ratón.</li>
	<li>Coloque el ratón en el dispositivo de mantenimiento de la temperatura (37 °C) hasta que recupere completamente la conciencia. Rotar a los ratones cada 10-15 minutos para evitar que la sangre se acumule o colapse los lóbulos pulmonares.</li>
</ol>

Desarrollo de un modelo eficaz en ratones para el estudio de las fístulas oronasales

<ol>
	<li>Alonso, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-layered+repair+with+a+collagen+membrane+and+a+mucosal+rotational+flap+reinforced+with+fibrine+for+palatal+fistula+closure+in+children.">Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children.</a> International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679 (2019).</li><li>Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+statistical+analysis+of+incidence,+etiology,+and+management+of+palatal+fistula.">A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula.</a> National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).</li><li>Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+retrospective+analysis+of+incidence+and+management+of+palatal+fistula.">A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula.</a> Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).</li><li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+the+Chinese+Velopharyngeal+Insufficiency+Effects+on+Life+Outcomes+Instrument.">Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument.</a> Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Postoperative+Outcomes+in+Two+Cleft+Palate+Repair+Techniques+without+Relaxing+Incisions.">Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+late+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions.">Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403 (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Sommerlad-Furlow+modified+palatoplasty+technique:+postoperative+complications+and+implicating+factors.">The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors.</a> Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions.">Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).</li><li>Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Obturator+manufacturing+for+oronasal+fistula+after+cleft+palate+repair:+a+review+from+handicraft+to+the+application+of+digital+techniques.">Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques.</a> Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251 (2022).</li><li>Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propylene+mesh+versus+acrylic+resin+stent+for+palatal+wound+protection+following+free+gingival+graft+harvesting:+a+short-term+pilot+randomized+clinical+trial.">Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial.</a> BMC Oral Health. 21 (1), 208 (2021).</li><li>Miron, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-rich+fibrin+and+soft+tissue+wound+healing:+a+systematic+review.">Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review.</a> Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).</li><li>Ballestas, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+hard+palate+wound+healing+using+immune+modulatory+autotherapies.">Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies.</a> Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).</li><li>Ferreira, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+enhances+early+palatal+wound+healing+in+mice.">Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice.</a> Archives of Oral Biology. 122, 105028 (2021).</li><li>Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+Biomarkers+for+Wound+Healing.">Biology and Biomarkers for Wound Healing.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).</li><li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Additive+Manufacturing+of+a+Superlight+Obturator+for+Large+Oronasal+Fistula+in+Pediatric+Patient.">Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient.</a> Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).</li><li>Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+healing+process+of+palatal+tissues+after+palatal+surgery+with+and+without+implantation+of+membranes:+an+experimental+study+in+dogs.">The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs.</a> Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).</li><li>In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wound+healing+and+wound+contraction+after+palatal+surgery+and+implantation+of+poly-(L-lactic)+acid+membranes+in+beagle+dogs.">Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).</li><li>Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+carbonated+drink+on+excisional+palatal+wound+healing:+A+study+on+Wistar+rats.">Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats.</a> Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).</li><li>Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+dimethyloxalylglycine+on+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+a+rat+model.">Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model.</a> BMC Oral Health. 15 (1), 60 (2015).</li><li>Kirschner, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulae+with+acellular+dermal+matrices.">Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).</li><li>Rohleder, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulae+by+interposition+of+multilayered+amniotic+membrane+allograft.">Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).</li><li>Kesting, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulas+with+human+amniotic+membrane+in+minipigs.">Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).</li><li>Ayvazyan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen-gelatin+scaffold+impregnated+with+bFGF+accelerates+palatal+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+dogs.">Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs.</a> Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).</li><li>Takao, K., Miyakawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+greatly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).</li><li>Rongvaux, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+function+of+human+innate+immune+cells+in+a+humanized+mouse+model.">Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model.</a> Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).</li><li>Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+humanized+mouse+models+for+studying+human+NK+cells+in+health+and+disease.">Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease.</a> Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).</li><li>Keswani, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+salivary+vascular+endothelial+growth+factor+(VEGF)+in+palatal+mucosal+wound+healing.">Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing.</a> Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).</li><li>Amanso, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+delivery+of+FTY720+induces+neutrophil+activation+through+chemokine+signaling+in+an+oronasal+fistula+model.">Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model.</a> Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).</li><li>Antiorio, A. T. F. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Administration+of+meloxicam+to+improve+the+welfare+of+mice+in+research:+a+systematic+review+(2000+-+2020).">Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020).</a> Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los investigadores han explorado diversos materiales, fármacos y técnicas novedosas para tratar la FNO 10,11,12,13,14,15,16,17. Con los avances en los procedimientos quirúrgicos, se ha reducido la incidencia y la recurrencia de la FNO. Sin embargo, debid...

La fístula oronasal (FNO), una abertura anormal entre las cavidades oral y nasal, se manifiesta clínicamente como un defecto en un área estructural desde la apófisis alveolar hasta la úvula, que comúnmente ocurre como una complicación después de la reparación del paladar hendido1. Los pacientes con FNO experimentan reflujo alimentario, trastornos articulares y deterioro de la función velofaríngea, lo que afecta significativamente su calidad de vida 2,3,4. La tasa de FNO postoperatoria oscila entre el 2,4% y el 55% debido a factores como el ancho de la hendidura, el tipo de Veau y el método quirúrgico 5,6,7,8. Además, la tasa de recurrencia después de la reparación de ONF es alta, oscilando entre el 0% y el 43%9.
Varios tratamientos novedosos se han mostrado recientemente prometedores en el campo de la ONF, incluyendo diferentes materiales, fármacos y técnicas novedosas 10,11,12,13,14,15,16,17. La evaluación precisa de los efectos terapéuticos es esencial, ya que proporciona la base para seleccionar y desarrollar tratamientos con FENO. Sin embargo, obtener una evaluación válida a corto plazo para efectos terapéuticos distintos de la cirugía es un desafío, ya que las características de las FNO varían entre los diferentes pacientes. Por lo tanto, es necesario establecer un modelo de enfermedad de ONF para verificar la efectividad de estos métodos de tratamiento.
Durante varias décadas, los investigadores han generado el modelo de fístula oronasal (ONF) en varias especies animales, incluidas ratas18,19, lechones 20,21, minicerdos22 y perros 23, ya que estas especies poseen un paladar duro sustancial adecuado para la manipulación quirúrgica. Sin embargo, los ratones tienen una secuencia genética y un genoma completo similar al de los humanos, lo que los convierte en un modelo importante para la investigación y el desarrollo de nuevos fármacos24,25,26. Además, los ratones ofrecen poca variación de un lote a otro, lo que los convierte en una opción favorable para establecer el modelo ONF12,13,27.
Sin embargo, no se describieron los pasos detallados para crear ONF y no se tuvo en cuenta la estabilidad del tamaño de ONF. Además, la verificación de la formación de ONF se basó únicamente en la observación28, sin garantizar la comunicación directa entre las cavidades oral y nasal. No se demostró a través de otros medios, como la pérdida de peso corporal del ratón debido a las dificultades para comer causadas por la ONF. Además, no se tuvo en cuenta la variación normal en el tamaño de la herida, lo cual es crucial para los estudios sobre fármacos o materiales que promueven o inhiben la cicatrización de heridas. Por lo tanto, existe una gran necesidad de establecer un modelo ONF estable y validado.
El objetivo de este estudio fue desarrollar un modelo práctico de ONF que aborde los problemas antes mencionados, con la esperanza de que este protocolo sirva como base para futuras investigaciones sobre los mecanismos de cicatrización de heridas palatinas y nuevos tratamientos para ONF.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Germinator</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences&#160;</td>
			<td>66118-20</td>
			<td>Heating and disinfection equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex gloves</td>
			<td>Allmed</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lights</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>A1813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>MedChemExpress</td>
			<td>HY-B0261</td>
			<td>crushed; 5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical instruments (scissors and tweezers)</td>
			<td>Jiangsu Tonghui Medical Devices Co.</td>
			<td>M-Y-0087</td>
			<td>Surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmologic cautery</td>
			<td>Suqian Wenchong Medical Equipment Co.</td>
			<td>1.00234E+13</td>
			<td>Surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton,</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile metal foil</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile sheets</td>
			<td>3M</td>
			<td>XH003801129</td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td>S-015301</td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Bkmamlab</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature maintenance device</td>
			<td>Harvard Apparatus&#160;</td>
			<td>LE-13-2104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil50</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>80 mg/kg</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment of an oronasal fistula mice model

Este estudio presenta un método que utiliza cauterización oftalmológica calentada para desarrollar un modelo viable para investigar las fístulas oronasales. Se utilizaron ratones C57BL/6 para establecer el modelo de fístula oronasal (ONF). Para crear el ONF, los ratones fueron anestesiados, inmovilizados y sus paladares duros fueron expuestos. Durante el procedimiento quirúrgico, se indujo una lesión de la mucosa de espesor total de 2,0 x 1,5 mm en la línea media del paladar duro mediante cauterización oftalmológica. Era crucial controlar el tamaño de la ONF y minimizar el sangrado para garantizar el éxito del experimento. La verificación de la efectividad del modelo ONF se llevó a cabo en el 7º día postoperatorio, abarcando tanto evaluaciones anatómicas como funcionales. La presencia del tabique nasal dentro de la cavidad oral y la salida de agua estéril de las fosas nasales tras la inyección en la cavidad oral confirmaron el establecimiento exitoso del modelo de ONF. El modelo demostró una fístula oronasal práctica y exitosa, caracterizada por una baja tasa de mortalidad, cambios significativos de peso y una variación mínima en el tamaño de la FNO. Los estudios futuros pueden considerar la adopción de esta metodología para dilucidar los mecanismos de cicatrización de las heridas del paladar y explorar nuevos tratamientos para las fístulas oronasales.

Oronasal fistula (ONF), an abnormal opening between the oral and nasal cavities, clinically manifests as a defect in a structural area from the alveolar process to the uvula, which commonly occurs as a complication following cleft palate repair1. Patients with ONF experience food reflux, articulation disorders, and impaired velopharyngeal function, significantly impacting their quality of life2,3,4. The rate of post-operative ONF ranges from 2.4% to 55% due to factors such as cleft width, Veau type, and surgical method5,6,7,8. Additionally, the recurrence rate after ONF repair is high, ranging from 0% to 43%9.
Several novel treatments have recently shown promise in the field of ONF, including different materials, drugs, and novel techniques10,11,12,13,14,15,16,17. Accurate evaluation of therapeutic effects is essential as it provides the basis for selecting and further developing ONF treatments. However, obtaining a valid assessment in the short term for therapeutic effects other than surgery is challenging, as the characteristics of ONFs vary among different patients. Therefore, establishing an ONF disease model is necessary to verify the effectiveness of these treatment methods.
For several decades, researchers have generated the oronasal fistula (ONF) model in various animal species, including rats18,19, piglets20,21, minipigs22, and dogs23, as these species possess a substantial hard palate suitable for surgical manipulation. However, mice have a genetic sequence and whole genome similar to that of humans, making them an important model for researching and developing new drugs24,25,26. Furthermore, mice offer little variation from batch to batch, making them a favorable choice for establishing the ONF model12,13,27.
However, the detailed steps for creating ONF were not described, and the stability of the ONF size was not taken into consideration. Additionally, the verification of ONF formation relied solely on observation28, without ensuring direct communication between the oral and nasal cavities. It was not demonstrated through other means, such as the mouse&#39;s loss of body weight due to difficulties in eating caused by the ONF. Furthermore, normal variation in wound size was not considered, which is crucial for studies on drugs or materials that promote or inhibit wound healing. Therefore, there is a strong need to establish a stable and validated ONF model.
The objective of this study was to develop a practical ONF model that addresses the aforementioned issues, with the hope that this protocol will serve as the foundation for future research on the mechanisms of palatal wound healing and novel treatments for ONF.

Autor destacado: Investigación de la cicatrización de heridas en ratones Modelos de fístulas oronasales 

Establecimiento de un modelo de ratones con fístula oronasal

Our research has focused on how to establish the stable and standardized mouse model of oronasal fistula. This protocol has also demonstrated the body weight changes, wound size changes, and the histologic features of the oral nasal fistula formation. The current experimental challenges of establishing oronasal fistula models are the mice mortality by suffocation or blood loss as well as the standardization of the wound size.Our protocol significantly reduces the amount of bleeding in mice during surgery relative to the traditional use of a biopsy punch. This reduces the risk of suffocation due to severe bleeding. Additionally, our experimental method is also simpler and less technically sensitive.Our future research aims to focus on observing the inflammatory response during oronasal fistula formation. We also plan on developing novel strategies to reduce the inflammatory response while promoting palatal wound healing to reduce the incidence of oronasal fistula.

Para evaluar la viabilidad y estabilidad de este método experimental, se realizó el mismo procedimiento en diez ratones, y se realizaron observaciones sobre la mortalidad, los cambios en el tamaño de la herida, el peso corporal y el análisis histológico. Los ratones fueron sacrificados el día 7.
El procedimiento presentó una baja tasa de mortalidad. La cauterización oftalmológica y el germinador, representados en la Figura 1A-C</s...

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Este artículo describe un procedimiento paso a paso para establecer un modelo de ratones con una fístula oronasal. La fístula oronasal se creó mediante el empleo de cauterización oftalmológica calentada para dañar la porción de la línea media del paladar duro, lo que resultó en la formación de una abertura entre las cavidades oral y nasal.

This study presents a method utilizing heated ophthalmologic cautery to develop a viable model for investigating oronasal fistulas. C57BL/6 mice were used ...

Nuestra investigación se ha centrado en cómo establecer el modelo murino estable y estandarizado de fístula oronasal. Este protocolo también ha demostrado los cambios en el peso corporal, los cambios en el tamaño de la herida y las características histológicas de la formación de la fístula nasal oral. Los retos experimentales actuales del establecimiento de modelos de fístula oronasal son la mortalidad de ratones por asfixia o pérdida de sangre, así como la estandarización del tamaño de la herida.Nuestro protocolo reduce significativamente la cantidad de sangrado en ratones durante la cirugía en relación con el uso tradicional de un punzón de biopsia. Esto reduce el riesgo de asfixia debido a hemorragias graves. Además, nuestro método experimental también es más simple y menos sensible técnicamente.Nuestra investigación futura tiene como objetivo centrarse en la observación de la respuesta inflamatoria durante la formación de fístulas oronasales. También planeamos desarrollar estrategias novedosas para reducir la respuesta inflamatoria y promover la cicatrización de heridas palatinas para reducir la incidencia de fístula oronasal.

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Establishment of an Oronasal Fistula Mice Model

815 vistas.  Sichuan University. Nuestra investigación se ha centrado en cómo establecer el modelo murino estable y estandarizado de fístula oronasal. Este protocolo también ha demostrado los cambios en el peso corporal, los cambios en el tamaño de la herida y las características histológicas de la formación de la fístula nasal oral. Los retos experimentales actuales del establecimiento de modelos de fístula oronasal son la mortalidad de ratones por asfixia o pérdida de sangre, así como la estandarización del ta...

Video: Autor destacado: Investigación de la cicatrización de heridas en ratones Modelos de fístulas oronasales 

This study presents a method utilizing heated ophthalmologic cautery to develop a viable model for investigating oronasal fistulas. C57BL/6 mice were used to establish the oronasal fistula (ONF) model. To create the ONF, the mice were anesthetized, immobilized, and their hard palates were exposed. During the surgical procedure, a 2.0 x 1.5 mm full-thickness mucosal injury was induced in the midline of the hard palate using ophthalmologic cautery. It was crucial to control the size of the ONF and minimize bleeding in order to ensure the success of the experiment. Verification of the ONF model's effectiveness was conducted on the 7th-day post-operation, encompassing both anatomical and functional assessments. The presence of the nasal septum within the oral cavity and the outflow of sterile water from the nostrils upon injection into the oral cavity confirmed the successful establishment of the ONF model. The model demonstrated a practical and successful oronasal fistula, characterized by a low mortality rate, significant weight changes, and minimal variation in ONF size. Future studies may consider adopting this methodology to elucidate the mechanisms of palate wound healing and explore novel treatments for oronasal fistulas.

This article outlines a step-by-step procedure for establishing a mice model with an oronasal fistula. The oronasal fistula was created by employing heated ophthalmologic cautery to damage the midline portion of the hard palate, resulting in the formation of an opening between the oral and nasal cavities.

Investigación

Medicina

Development of a Mouse Model for Studying Oronasal Fistula Using Opthalmologic Cautery

Begin by securing an anesthetized female mouse to a foam board covered with sterile sheets. Then, carefully tape the mouse in a supine position to a surgical platform. Position two needles in front of the orbital airplane.Place two more needles behind it. Next, place a rubber band around the needles and cross the incisors to hold the mouth open. Use microsurgical tweezers to prop open the corners of the mouth.Proceed to retrieve the heated ophthalmologic cautery. Now position the cautery tip one millimeter from the midline intersection of the palate and first premolar to create a full thickness mucosal injury to the hard palate. Remove the cautery when the mucosa around the tip turns white.Heat the ophthalmologic cautery to 250 degrees Celsius in the germinator for 10 minutes. Then, place it on the hard palate and enlarge the wound around the edges. Finally, use microsurgical scissors to excise any excess denatured soft tissue surrounding the wound.Afterward, apply sterile cotton to stop bleeding and prevent inhalation asphyxiation in the mouse. Notable variability was observed in the size of the generated oral nasal fistula. The wound size showed a significant variation on the seventh day post-surgery.A significant reduction in the body weights of the mice was also observed on day seven, which is approximately 25%Histological analysis of the oral nasal fistula revealed a loss of hard palate mucosa, denuded bone, and oronasal fistula formation.