Diese Arbeit wurde durch das Forschungs- und Entwicklungsprogramm, das West China Hospital of Stomatology, die Sichuan University (RD-02-202107), das Sichuan Province Science and Technology Support Program (2022NSFSC0743) und das Stipendium der Sichuan Postdoctoral Science Foundation (TB2022005) an H. Huang unterstützt.

Alle tierexperimentellen Verfahren in dieser Studie wurden vom Ethikkomitee der West China School of Stomatology der Universität Sichuan geprüft und genehmigt. Für die vorliegende Studie wurden adulte C57BL/6 Mäuse (weiblich) verwendet.
1. Chirurgische Vorbereitung
<ol><li>Stellen Sie die für den Eingriff erforderlichen chirurgischen Instrumente zusammen: Keimer, ophthalmologische Kauter, mikrochirurgische Scheren, mikrochirurgische Pinzetten, Spritzen und Nadeln (26 g x 0,63 Zoll) (Abbildung 1A,B) (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Autoklavieren Sie vor dem chirurgischen Eingriff die chirurgischen Instrumente, einschließlich des ophthalmologischen Kauters, der mikrochirurgischen Pinzette und der mikrochirurgischen Schere, bei 102,9 kPa (1,05 kg/cm2) und 121 °C für 20 Minuten.</li>
	<li>Sammeln Sie das erforderliche chirurgische Material: OP-Abdeckungen, Latexhandschuhe, sterile Baumwolle, sterile Bettwäsche, sterile Metallfolie, Schaumstoffplatte als chirurgische Plattform, Gummibänder (die durch Zerreißen eines medizinischen Latexhandschuhs erhalten werden können) und Klebeband (Abbildung 1C) (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Verwenden Sie für jede Maus ein separates Zubehör, einschließlich Spritzen und steriler Tücher für das Operationsfeld.</li>
	<li>Reinigen Sie den Operationsbereich und die Apparatur (Lichtquelle, Schaumstoffplatte und Temperaturerhaltungsgerät, siehe Materialtabelle) mit Alkoholtüchern. Decken Sie die Knöpfe und Griffe von Instrumenten, die während des Eingriffs erforderlich sein können, mit steriler Metallfolie ab.</li>
	<li>Öffnen Sie die einzelnen Instrumente aseptisch und positionieren Sie sie vorsichtig im Operationsgebiet. Aktivieren Sie den Keimer (siehe Materialtabelle) und die Lampen für die Verwendung während des Eingriffs. Den ophthalmologischen Kauter in den Keimer geben und 20 min lang auf 250 °C erhitzen.</li>
</ol>2. Chirurgischer Eingriff
<ol><li>Führen Sie die Fixierung der Maus durch und öffnen Sie die Mundhöhle, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.<ol><li>Wählen Sie eine weibliche C57BL/6J-Maus mit einem Gewicht von 20-25 g und einem Alter von 8-12 Wochen. Bringen Sie die Maus 7 Tage lang unter, bevor Sie Eingriffe durchführen.</li>
		<li>Die Maus wird durch intraperitoneale Injektion von Zoletil50 (80 mg/kg) und Xylazin (5 mg/kg) anästhesiert (siehe Materialtabelle). Tragen Sie Augensalbe auf das Auge der Maus auf. Warten Sie, bis Sie nicht mehr auf das Einklemmen der Zehen reagieren. HINWEIS: Die Maus ist bereit für den Vorgang, wenn sie nicht in der Lage ist, sich selbstständig umzudrehen.</li>
		<li>Befestigen Sie die Maus auf einer mit sterilen Laken ausgekleideten Schaumstoffplatte. Verwenden Sie Klebeband, um die Maus in Rückenlage an der chirurgischen Plattform zu befestigen (Abbildung 2A).</li>
		<li>Öffnen Sie die Mundhöhle der Maus. Positionieren Sie zwei Nadeln (26 g x 0,63 Zoll) vor der Augenhöhle und zwei weitere dahinter. Legen Sie ein Gummiband um die Nadeln und kreuzen Sie die Schneidezähne, um den Mund offen zu halten. Verwenden Sie eine mikrochirurgische Pinzette, um die Mundwinkel zu öffnen (Abbildung 2B). HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der harte Gaumen deutlich freiliegt. Befestigen Sie die Zunge unter dem Gummiband, um eine Behinderung des Sichtfeldes und ein Verbrennen bei nachfolgenden Experimenten zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Erzeugen Sie die oronasale Fistel (ONF) am harten Gaumen (Abbildung 3A-F).<ol><li>Entnehmen Sie den ophthalmologischen Kauter, der 20 Minuten lang auf 250 °C erhitzt wurde. Platzieren Sie die Kauterspitze 1 mm vom Schnittpunkt der Mittellinie des Gaumens und der Linie des ersten Prämolaren entfernt, wodurch eine Schleimhautverletzung des harten Gaumens in der Mittellinie entsteht. HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Zunge der Maus zu verbrühen.</li>
		<li>Entfernen Sie nach einigen Sekunden den ophthalmologischen Kauter, wenn die Schleimhaut um die Kauterspitze weiß wird.</li>
		<li>Den ophthalmologischen Kauter in den Keimer geben und 10 Minuten lang auf 250 °C erhitzen. Wiederholen Sie den vorherigen Schritt, um die Wunde an den Rändern zu vergrößern, bis sie eine Länge von 2,0 mm und eine Breite von 1,5 mm erreicht. HINWEIS: Jede Verlängerung sollte der Kante der letzten Verletzung folgen. Verwenden Sie einen Messschieber, um die Länge und Breite der Verletzung zu messen. Die Verletzung sollte 10% des Gaumens bedecken.</li>
		<li>Verwenden Sie eine mikrochirurgische Schere, um überschüssiges denaturiertes Weichgewebe um die Wunde herum zu entfernen. Verwenden Sie sterile Watte, um Blutungen zu stoppen und ein Einatmen des Erstickens der Maus zu verhindern. Messen Sie die Wunde, um sicherzustellen, dass sie eine Verletzung der harten Gaumenschleimhaut in voller Dicke bildet, die 2,0 x 1,5 mm in der Mittellinie misst.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Nachsorge
<ol><li>Verabreichen Sie der Maus Meloxicam zum Zeitpunkt des postoperativen Aufwachens in einer Dosis von 5 mg/kg/d für 3 Tage subkutan29.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf ein Temperaturerhaltungsgerät, bis sie wieder vollständig zu Bewusstsein kommt. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Maus so positioniert ist, dass das Atmen erleichtert wird. Drehen Sie die Mäuse alle 10-15 Minuten, um Blutansammlungen oder Kollaps der Lungenlappen zu verhindern. Sobald sich die Maus aufgewärmt hat, setzen Sie sie wieder in ihren Käfig zurück. Stellen Sie steriles Gelee und bestrahltes Futter am Boden des Käfigs bereit, damit die Mäuse es fressen können.</li>
</ol>4. Überprüfung der Entstehung der Mund-Nasen-Fistel
HINWEIS: Der Erfolg der Bildung der Mund-Nasen-Fistel (ONF) wird am 7. Tag nach dem chirurgischen Eingriff beurteilt.
<ol><li>Bereiten Sie die notwendigen chirurgischen Utensilien vor: Gummiband, Klebeband, Spritzen, OP-Abdecktücher, Latexhandschuhe, sterile Laken, sterile Metallfolie und Schaumstoffplatte.</li>
	<li>Tragen Sie OP-Abdecktücher und sterile Handschuhe, um die aseptischen Bedingungen aufrechtzuerhalten. Desinfizieren Sie die Schaumstoffplatte, die Lichtquelle und das Temperaturerhaltungsgerät mit Alkohol.</li>
	<li>Induktion einer Vollnarkose durch intraperitoneale Injektion von Zoletil50 (80 mg/kg). Warten Sie, bis Sie nicht mehr auf das Einklemmen der Zehen reagieren. Verwenden Sie die gleiche Methode wie in den Schritten 2.1.3 und 2.1.4 beschrieben, um die Maus bewegungsunfähig zu machen und den harten Gaumen freizulegen.</li>
	<li>Führen Sie eine anatomische Strukturüberprüfung durch, indem Sie sicherstellen, dass das Septum an der Wundstelle noch sichtbar ist, was auf eine erfolgreiche ONF-Bildung hinweist (Abbildung 4A,B).</li>
	<li>Führen Sie eine Funktionsüberprüfung durch: Schließen Sie die Mundhöhle der Maus und injizieren Sie steriles Wasser mit einer sterilen Spritze in die Mundhöhle. Die erfolgreiche Bildung von ONF wird bestätigt, wenn Flüssigkeit aus den Nasenlöchern der Maus fließt.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf das Temperaturerhaltungsgerät (37 °C), bis sie wieder zu Bewusstsein kommt. Drehen Sie die Mäuse alle 10-15 Minuten, um Blutansammlungen oder Kollaps der Lungenlappen zu verhindern.</li>
</ol>

Entwicklung eines effektiven Mäusemodells zur Untersuchung von Mund-Nasen-Fisteln

<ol>
	<li>Alonso, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-layered+repair+with+a+collagen+membrane+and+a+mucosal+rotational+flap+reinforced+with+fibrine+for+palatal+fistula+closure+in+children.">Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children.</a> International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679 (2019).</li><li>Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+statistical+analysis+of+incidence,+etiology,+and+management+of+palatal+fistula.">A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula.</a> National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).</li><li>Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+retrospective+analysis+of+incidence+and+management+of+palatal+fistula.">A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula.</a> Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).</li><li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+the+Chinese+Velopharyngeal+Insufficiency+Effects+on+Life+Outcomes+Instrument.">Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument.</a> Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Postoperative+Outcomes+in+Two+Cleft+Palate+Repair+Techniques+without+Relaxing+Incisions.">Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+late+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions.">Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403 (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Sommerlad-Furlow+modified+palatoplasty+technique:+postoperative+complications+and+implicating+factors.">The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors.</a> Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).</li><li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions.">Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).</li><li>Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Obturator+manufacturing+for+oronasal+fistula+after+cleft+palate+repair:+a+review+from+handicraft+to+the+application+of+digital+techniques.">Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques.</a> Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251 (2022).</li><li>Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propylene+mesh+versus+acrylic+resin+stent+for+palatal+wound+protection+following+free+gingival+graft+harvesting:+a+short-term+pilot+randomized+clinical+trial.">Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial.</a> BMC Oral Health. 21 (1), 208 (2021).</li><li>Miron, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-rich+fibrin+and+soft+tissue+wound+healing:+a+systematic+review.">Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review.</a> Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).</li><li>Ballestas, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+hard+palate+wound+healing+using+immune+modulatory+autotherapies.">Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies.</a> Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).</li><li>Ferreira, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrical+stimulation+enhances+early+palatal+wound+healing+in+mice.">Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice.</a> Archives of Oral Biology. 122, 105028 (2021).</li><li>Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+Biomarkers+for+Wound+Healing.">Biology and Biomarkers for Wound Healing.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).</li><li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Additive+Manufacturing+of+a+Superlight+Obturator+for+Large+Oronasal+Fistula+in+Pediatric+Patient.">Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient.</a> Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).</li><li>Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+healing+process+of+palatal+tissues+after+palatal+surgery+with+and+without+implantation+of+membranes:+an+experimental+study+in+dogs.">The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs.</a> Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).</li><li>In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wound+healing+and+wound+contraction+after+palatal+surgery+and+implantation+of+poly-(L-lactic)+acid+membranes+in+beagle+dogs.">Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).</li><li>Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+carbonated+drink+on+excisional+palatal+wound+healing:+A+study+on+Wistar+rats.">Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats.</a> Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).</li><li>Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+dimethyloxalylglycine+on+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+a+rat+model.">Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model.</a> BMC Oral Health. 15 (1), 60 (2015).</li><li>Kirschner, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulae+with+acellular+dermal+matrices.">Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).</li><li>Rohleder, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulae+by+interposition+of+multilayered+amniotic+membrane+allograft.">Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).</li><li>Kesting, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+of+oronasal+fistulas+with+human+amniotic+membrane+in+minipigs.">Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).</li><li>Ayvazyan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collagen-gelatin+scaffold+impregnated+with+bFGF+accelerates+palatal+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+dogs.">Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs.</a> Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).</li><li>Takao, K., Miyakawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+greatly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).</li><li>Rongvaux, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+function+of+human+innate+immune+cells+in+a+humanized+mouse+model.">Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model.</a> Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).</li><li>Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+humanized+mouse+models+for+studying+human+NK+cells+in+health+and+disease.">Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease.</a> Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).</li><li>Keswani, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+salivary+vascular+endothelial+growth+factor+(VEGF)+in+palatal+mucosal+wound+healing.">Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing.</a> Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).</li><li>Amanso, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+delivery+of+FTY720+induces+neutrophil+activation+through+chemokine+signaling+in+an+oronasal+fistula+model.">Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model.</a> Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).</li><li>Antiorio, A. T. F. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Administration+of+meloxicam+to+improve+the+welfare+of+mice+in+research:+a+systematic+review+(2000+-+2020).">Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020).</a> Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Forscher haben verschiedene Materialien, Medikamente und neuartige Techniken zur Behandlung von ONF 10,11,12,13,14,15,16,17 erforscht. Mit Fortschritten bei den chirurgischen Verfahren konnten die Inzidenz und das Wiederauftreten von ONF reduziert werden. A...

Die oronasale Fistel (ONF), eine abnorme Öffnung zwischen Mund- und Nasenhöhle, manifestiert sich klinisch als Defekt in einem strukturellen Bereich vom Alveolarfortsatz bis zum Zäpfchen, der häufig als Komplikation nach einer Gaumenspaltenreparatur auftritt1. Patienten mit ONF leiden unter Nahrungsreflux, Artikulationsstörungen und einer Beeinträchtigung der velopharyngealen Funktion, was ihre Lebensqualität erheblich beeinträchtigt 2,3,4. Die postoperative ONF-Rate liegt zwischen 2,4 % und 55 %, was auf Faktoren wie Spaltbreite, Veau-Typ und Operationsmethode zurückzuführenist 5,6,7,8. Darüber hinaus ist die Rezidivrate nach einer ONF-Reparatur hoch und liegt zwischen 0 % und 43 %9.
Mehrere neuartige Behandlungen haben sich in letzter Zeit auf dem Gebiet der ONF als vielversprechend erwiesen, darunter verschiedene Materialien, Medikamente und neuartige Techniken 10,11,12,13,14,15,16,17. Eine genaue Bewertung der therapeutischen Effekte ist von entscheidender Bedeutung, da sie die Grundlage für die Auswahl und Weiterentwicklung von ONF-Behandlungen bildet. Es ist jedoch schwierig, kurzfristig eine valide Bewertung für andere therapeutische Wirkungen als die Operation zu erhalten, da die Eigenschaften von ONFs von Patient zu Patient unterschiedlich sind. Daher ist die Etablierung eines ONF-Krankheitsmodells notwendig, um die Wirksamkeit dieser Behandlungsmethoden zu überprüfen.
Seit mehreren Jahrzehnten haben Forscher das Modell der oronasalen Fistel (ONF) bei verschiedenen Tierarten entwickelt, darunter Ratten18,19, Ferkel 20,21, Minischweine22 und Hunde 23, da diese Arten einen beträchtlichen harten Gaumen besitzen, der für chirurgische Eingriffe geeignet ist. Mäuse haben jedoch eine genetische Sequenz und ein vollständiges Genom, die dem des Menschen ähneln, was sie zu einem wichtigen Modell für die Erforschung und Entwicklung neuer Medikamente macht24,25,26. Darüber hinaus bieten Mäuse nur geringe Variationen von Charge zu Charge, was sie zu einer günstigen Wahl für die Etablierung des ONF-Modells12,13,27 macht.
Die detaillierten Schritte zur Erstellung von ONF wurden jedoch nicht beschrieben, und die Stabilität der ONF-Größe wurde nicht berücksichtigt. Darüber hinaus stützte sich der Nachweis der ONF-Bildung ausschließlich auf die Beobachtung28, ohne eine direkte Kommunikation zwischen der Mund- und der Nasenhöhle zu gewährleisten. Es wurde nicht mit anderen Mitteln nachgewiesen, wie z. B. dem Verlust des Körpergewichts der Maus aufgrund von Schwierigkeiten beim Fressen, die durch die ONF verursacht wurden. Darüber hinaus wurde die normale Variation der Wundgröße nicht berücksichtigt, was für Studien zu Medikamenten oder Materialien, die die Wundheilung fördern oder hemmen, von entscheidender Bedeutung ist. Daher besteht ein dringender Bedarf an der Etablierung eines stabilen und validierten ONF-Modells.
Das Ziel dieser Studie war es, ein praktisches ONF-Modell zu entwickeln, das die oben genannten Probleme adressiert, in der Hoffnung, dass dieses Protokoll als Grundlage für zukünftige Forschungen zu den Mechanismen der palatinalen Wundheilung und neuartigen Behandlungen für ONF dienen wird.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Germinator</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences&#160;</td>
			<td>66118-20</td>
			<td>Heating and disinfection equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Latex gloves</td>
			<td>Allmed</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lights</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>A1813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Meloxicam</td>
			<td>MedChemExpress</td>
			<td>HY-B0261</td>
			<td>crushed; 5 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical instruments (scissors and tweezers)</td>
			<td>Jiangsu Tonghui Medical Devices Co.</td>
			<td>M-Y-0087</td>
			<td>Surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmologic cautery</td>
			<td>Suqian Wenchong Medical Equipment Co.</td>
			<td>1.00234E+13</td>
			<td>Surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton,</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile metal foil</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile sheets</td>
			<td>3M</td>
			<td>XH003801129</td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringes</td>
			<td>Yancheng Begu Technology Co.</td>
			<td>S-015301</td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Bkmamlab</td>
			<td></td>
			<td>or similar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature maintenance device</td>
			<td>Harvard Apparatus&#160;</td>
			<td>LE-13-2104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zoletil50</td>
			<td>Virbac</td>
			<td></td>
			<td>80 mg/kg</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment of an oronasal fistula mice model

In dieser Studie wird eine Methode vorgestellt, bei der erhitzter ophthalmologischer Kauter verwendet wird, um ein tragfähiges Modell für die Untersuchung oronasaler Fisteln zu entwickeln. C57BL/6-Mäuse wurden verwendet, um das Modell der oronasalen Fistel (ONF) zu etablieren. Um die ONF zu erzeugen, wurden die Mäuse betäubt, immobilisiert und ihre harten Gaumen freigelegt. Während des chirurgischen Eingriffs wurde eine 2,0 x 1,5 mm große Schleimhautverletzung in voller Dicke in der Mittellinie des harten Gaumens mittels ophthalmologischem Kauter induziert. Es war entscheidend, die Größe des ONF zu kontrollieren und Blutungen zu minimieren, um den Erfolg des Experiments sicherzustellen. Die Überprüfung der Wirksamkeit des ONF-Modells wurde am 7. Tag nach der Operation durchgeführt und umfasste sowohl anatomische als auch funktionelle Beurteilungen. Das Vorhandensein der Nasenscheidewand in der Mundhöhle und der Abfluss von sterilem Wasser aus den Nasenlöchern bei Injektion in die Mundhöhle bestätigten die erfolgreiche Etablierung des ONF-Modells. Das Modell zeigte eine praktische und erfolgreiche Mund-Nasen-Fistel, die durch eine niedrige Mortalitätsrate, signifikante Gewichtsveränderungen und minimale Variationen in der ONF-Größe gekennzeichnet ist. Zukünftige Studien könnten die Anwendung dieser Methodik in Betracht ziehen, um die Mechanismen der Wundheilung am Gaumen aufzuklären und neue Behandlungen für oronasale Fisteln zu erforschen.

Oronasal fistula (ONF), an abnormal opening between the oral and nasal cavities, clinically manifests as a defect in a structural area from the alveolar process to the uvula, which commonly occurs as a complication following cleft palate repair1. Patients with ONF experience food reflux, articulation disorders, and impaired velopharyngeal function, significantly impacting their quality of life2,3,4. The rate of post-operative ONF ranges from 2.4% to 55% due to factors such as cleft width, Veau type, and surgical method5,6,7,8. Additionally, the recurrence rate after ONF repair is high, ranging from 0% to 43%9.
Several novel treatments have recently shown promise in the field of ONF, including different materials, drugs, and novel techniques10,11,12,13,14,15,16,17. Accurate evaluation of therapeutic effects is essential as it provides the basis for selecting and further developing ONF treatments. However, obtaining a valid assessment in the short term for therapeutic effects other than surgery is challenging, as the characteristics of ONFs vary among different patients. Therefore, establishing an ONF disease model is necessary to verify the effectiveness of these treatment methods.
For several decades, researchers have generated the oronasal fistula (ONF) model in various animal species, including rats18,19, piglets20,21, minipigs22, and dogs23, as these species possess a substantial hard palate suitable for surgical manipulation. However, mice have a genetic sequence and whole genome similar to that of humans, making them an important model for researching and developing new drugs24,25,26. Furthermore, mice offer little variation from batch to batch, making them a favorable choice for establishing the ONF model12,13,27.
However, the detailed steps for creating ONF were not described, and the stability of the ONF size was not taken into consideration. Additionally, the verification of ONF formation relied solely on observation28, without ensuring direct communication between the oral and nasal cavities. It was not demonstrated through other means, such as the mouse&#39;s loss of body weight due to difficulties in eating caused by the ONF. Furthermore, normal variation in wound size was not considered, which is crucial for studies on drugs or materials that promote or inhibit wound healing. Therefore, there is a strong need to establish a stable and validated ONF model.
The objective of this study was to develop a practical ONF model that addresses the aforementioned issues, with the hope that this protocol will serve as the foundation for future research on the mechanisms of palatal wound healing and novel treatments for ONF.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Wundheilung in Mausmodellen von Mund-Nasen-Fisteln 

Etablierung eines Oronasale Fistel-Mausmodells

Um die Durchführbarkeit und Stabilität dieser experimentellen Methode zu beurteilen, wurde das gleiche Verfahren an zehn Mäusen durchgeführt und Beobachtungen hinsichtlich Mortalität, Veränderungen der Wundgröße, des Körpergewichts und der histologischen Analyse gemacht. Die Mäuse wurden am 7. Tag eingeschläfert.
Das Verfahren wies eine niedrige Mortalitätsrate auf. Der ophthalmologische Kauter und der Keimer, die in Abbildung 1A-C<str...

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In diesem Artikel wird eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Etablierung eines Mausmodells mit einer Mund-Nasen-Fistel beschrieben. Die oronasale Fistel wurde durch den Einsatz eines erhitzten ophthalmologischen Kauters erzeugt, um den Mittellinienteil des harten Gaumens zu schädigen, was zur Bildung einer Öffnung zwischen Mund- und Nasenhöhle führte.

This study presents a method utilizing heated ophthalmologic cautery to develop a viable model for investigating oronasal fistulas. C57BL/6 mice were used ...

Unsere Forschung konzentrierte sich auf die Etablierung eines stabilen und standardisierten Mausmodells der oronasalen Fistel. Dieses Protokoll hat auch die Veränderungen des Körpergewichts, die Veränderungen der Wundgröße und die histologischen Merkmale der oralen Nasenfistelbildung gezeigt. Die aktuellen experimentellen Herausforderungen bei der Etablierung von Oronanarbenfistelmodellen sind die Sterblichkeit der Mäuse durch Ersticken oder Blutverlust sowie die Standardisierung der Wundgröße.Unser Protokoll reduziert die Blutungsmenge bei Mäusen während der Operation im Vergleich zur herkömmlichen Verwendung einer Biopsiestanze erheblich. Dadurch sinkt die Erstickungsgefahr durch starke Blutungen. Darüber hinaus ist unsere experimentelle Methode auch einfacher und weniger technisch sensibel.Unsere zukünftige Forschung zielt darauf ab, die Entzündungsreaktion während der Bildung von oronasale Fisteln zu beobachten. Wir planen auch, neue Strategien zu entwickeln, um die Entzündungsreaktion zu reduzieren und gleichzeitig die palatinale Wundheilung zu fördern, um die Häufigkeit von Oronasalfisteln zu reduzieren.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Establishment of an Oronasal Fistula Mice Model

827 Aufrufe.  Sichuan University. Unsere Forschung konzentrierte sich auf die Etablierung eines stabilen und standardisierten Mausmodells der oronasalen Fistel. Dieses Protokoll hat auch die Veränderungen des Körpergewichts, die Veränderungen der Wundgröße und die histologischen Merkmale der oralen Nasenfistelbildung gezeigt. Die aktuellen experimentellen Herausforderungen bei der Etablierung von Oronanarbenfistelmodellen sind die Sterblichkeit der Mäuse durch Ersticken oder Blutverlust sowie die Standardisierung der Wu...

Serie: Autor im Rampenlicht: Untersuchung der Wundheilung in Mausmodellen von Mund-Nasen-Fisteln 

This study presents a method utilizing heated ophthalmologic cautery to develop a viable model for investigating oronasal fistulas. C57BL/6 mice were used to establish the oronasal fistula (ONF) model. To create the ONF, the mice were anesthetized, immobilized, and their hard palates were exposed. During the surgical procedure, a 2.0 x 1.5 mm full-thickness mucosal injury was induced in the midline of the hard palate using ophthalmologic cautery. It was crucial to control the size of the ONF and minimize bleeding in order to ensure the success of the experiment. Verification of the ONF model's effectiveness was conducted on the 7th-day post-operation, encompassing both anatomical and functional assessments. The presence of the nasal septum within the oral cavity and the outflow of sterile water from the nostrils upon injection into the oral cavity confirmed the successful establishment of the ONF model. The model demonstrated a practical and successful oronasal fistula, characterized by a low mortality rate, significant weight changes, and minimal variation in ONF size. Future studies may consider adopting this methodology to elucidate the mechanisms of palate wound healing and explore novel treatments for oronasal fistulas.

This article outlines a step-by-step procedure for establishing a mice model with an oronasal fistula. The oronasal fistula was created by employing heated ophthalmologic cautery to damage the midline portion of the hard palate, resulting in the formation of an opening between the oral and nasal cavities.