Queremos dar las gracias a EAN University y a la Universidad de La Laguna.

1. Preparación del stock y de las soluciones de trabajo
NOTA: Por razones de seguridad, es recomendable usar guantes de nitrilo, una bata de laboratorio y gafas de seguridad durante todo el protocolo.
<ol><li>Prepare soluciones madre individuales de cada uno de los 45 estándares de plaguicidas comerciales (consulte la Tabla de materiales) a aproximadamente 1,000 mg/L en acetonitrilo en matraces aforados de 10 mL.</li>
	<li>Combine las soluciones madre individuales anteriores para preparar una solución madre de 400 mg/L de acetonitrilo en un matraz aforado de 25 mL. NOTA: Esta solución mixta se utilizará para preparar las soluciones de trabajo para los experimentos de recuperación y calibración.</li>
	<li>Preparar soluciones madre de atrazina-d5 y fosfato de trifenilo (TPP) a concentraciones de 750 mg/L y 1.050 mg/L, respectivamente, en acetonitrilo en matraces aforados de 10 mL. Utilice atrazina-d5 como estándar interno de procedimiento (P-IS) y TPP como estándar interno de inyección (I-IS). NOTA: El escenario ideal implicaría la utilización de un patrón interno marcado isotópicamente para cada analito objetivo específico.</li>
	<li>Preparar soluciones de recuperación de stock en acetonitrilo que contengan 0,05% (v/v) de ácido fórmico (para evitar la degradación) en matraces aforuados de 10 mL para producir 10, 100 y 400 μg/kg de muestras equivalentes para los plaguicidas y 200 μg/kg para el P-IS por separado. Almacene estas soluciones en viales de vidrio ámbar a oscuras a -20 °C.</li>
	<li>Preparar soluciones de calibración de los plaguicidas y P-IS juntos en acetonitrilo con 0,05% (v/v) de ácido fórmico en matraces aforuados de 10 mL para producir 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 μg/kg, y 200 ng/ng, respectivamente, y almacenarlos en viales de vidrio ámbar en la oscuridad a -20 °C. NOTA: Se pueden utilizar las mismas soluciones durante todo el trabajo experimental, pero es esencial almacenarlas en las condiciones especificadas inmediatamente después de cada uso.</li>
	<li>Prepare una mezcla de analitos protectores que contengan 100 g/L de 3-etoxi-1,2-propanodiol, 10 g/L de ácido L-gulónico γ-lactona, 10 g/L de D-sorbitol y 5 g/L de ácido shikímico en una proporción de 4/1 (v/v) de acetonitrilo a agua con 0,5% (v/v) de ácido fórmico. NOTA: Esta mezcla de analitos protectores debe añadirse justo antes de la inyección para mitigar la EM.</li>
</ol>2. Recogida de muestras
<ol><li>Recoja muestras de tres especies de aguacate (por ejemplo, Criollo, Hass y Lorena) disponibles en los supermercados. Garantizar que cada muestra pese aproximadamente 1 kg, lo que es suficiente para realizar todos los estudios posteriores y se alinea con la Directiva 2002/63/CE21. NOTA: Las muestras orgánicas se seleccionaron preferentemente para minimizar la probabilidad de la presencia de residuos de plaguicidas.</li>
	<li>Transportar las muestras de aguacate recolectadas al laboratorio y homogeneizarlas individualmente sin la tubería usando un picador (ver Tabla de Materiales). Almacene las muestras homogeneizadas en recipientes de vidrio ámbar a 4 °C hasta el análisis. NOTA: Se utilizarán las mismas muestras de aguacate durante todo el estudio. Por lo tanto, es crucial almacenarlos en las condiciones especificadas inmediatamente después de cada uso.</li>
</ol>3. Preparación de la muestra utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio
NOTA: La Figura 1 ilustra una representación esquemática del método QuEChERS con formiato de amonio.
<ol><li>Pesar 5 g de cada muestra de aguacate en un tubo de centrífuga de 50 mL (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Añadir 50 μL de la solución de P-IS para obtener una concentración de 200 μg/kg. Para la evaluación de la recuperación, agregue también las soluciones de plaguicidas preparadas en el paso 1.4 para obtener concentraciones de 10, 100 y 400 μg/kg (n = 5 cada una).</li>
	<li>Agite el tubo durante 30 s para garantizar una integración completa de la espiga en la muestra.</li>
	<li>Agregue 10 ml de acetonitrilo al tubo de centrífuga. Agite el tubo a 70 rpm durante 5 min.</li>
	<li>Añadir 2,5 g de formiato de amonio, agitar de nuevo el tubo a 70 rpm durante 5 min y, a continuación, centrifugarlo a 1.800 × g durante 5 min.</li>
	<li>A un tubo de centrífuga de 2 mL que contiene 150 mg de MgSO4 anhidro, 50 mg de amina primaria-secundaria (PSA), 50 mg de octadecilsilano (C18), 10 mg de negro de humo grafitizado (GCB) y 60 mg de un sorbente a base de óxido de circonio Z-Sep+, agregue 1 mL del extracto para la purificación utilizando la extracción en fase sólida dispersiva (d-SPE). Agite el tubo durante 30 s y centrifuérrelo a 1.800 × g durante 5 min.</li>
	<li>Transfiera 200 μL del extracto a un vial de muestreador automático, agregue 20 μL de la solución protectora de analito preparada en el paso 1.6 e incluya 50 μL de la solución de TPP.</li>
	<li>Realice análisis instrumentales utilizando un sistema GC-MS/MS (consulte la sección 4).</li>
	<li>Realice la calibración de la matriz siguiendo el mismo procedimiento descrito anteriormente, utilizando extractos en blanco, excepto, durante el paso d-SPE (paso 3.6), limpie 5 mL del sobrenadante en tubos de 15 mL. Agregue las soluciones de pico y P-IS en el paso 3.7. Agregue las soluciones estándar de calibración a los viales del muestreador automático para producir 5, 10, 25, 50, 100, 200, 400 y 600 μg/kg, junto con el TPP, lo que da como resultado un volumen final de 270 μL. NOTA: En general, asegúrese de construir curvas de calibración que coincidan con la matriz para cada variedad de aguacate más las calibraciones de solo acetonitrilo.</li>
</ol>4. Análisis instrumental mediante GC-MS/MS
<ol><li>Realice los análisis empleando un sistema GC-MS/MS con un triple cuadrupolo (TQ) equipado con una interfaz de ionización de electrones (-70 eV) y un muestreador automático (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Emplee una columna MS GC (enlace de sílice de 30 m de longitud, 0,25 mm de diámetro interior, 0,25 μm de espesor de película) junto con helio de ultra alta pureza como gas portador a un caudal constante de 1,2 mL/min.</li>
	<li>Verifique los siguientes parámetros antes de continuar con la operación del equipo:<ol><li>Asegúrese de que las presiones de gas sean correctas: helio a 140 psi y argón a 65 psi.</li>
		<li>Compruebe el estado del aceite de la bomba rotativa para asegurarse de que esté limpio y en el nivel adecuado.</li>
		<li>Asegúrese de que la jeringa de inyección no tenga ninguna obstrucción de inyecciones anteriores.</li>
		<li>Confirme que los viales de lavado contienen un volumen suficiente de cada disolvente.</li>
		<li>Compruebe que el contador de consumibles (tabique, revestimiento) no haya alcanzado su límite.</li>
	</ol></li>
	<li>Encienda el interruptor GC principal ubicado en el panel frontal y encienda el interruptor MS ubicado en la parte posterior.</li>
	<li>Abra el software de análisis en tiempo real GCMS que controla todos los parámetros del sistema GC-MS/MS. NOTA: El sistema de instrumentos incluye el software de análisis en tiempo real GCMS de forma predeterminada.</li>
	<li>Haga clic en Control de vacío | Avanzado | Bomba rotativa 1 para iniciar el sistema de vacío. NOTA: En esta ventana, controle la presión para determinar los valores óptimos de vacío, que deben ser inferiores a 9,0 Pa. Tendrá una duración aproximada de 12 h.</li>
	<li>Haga clic en Iniciar para encender la bomba turbomolecular 1 y la bomba turbomolecular 2.</li>
	<li>Haga clic en Iniciar para la opción Calentador de fuente de iones . NOTA: Después de un tiempo recomendado de 1 h, verifique el vacío del sistema para confirmar que el valor recomendado es inferior a 1.6e-3 Pa.</li>
	<li>Ajuste la temperatura de la interfaz MS a 250 °C y la temperatura de la fuente de iones a 300 °C.</li>
	<li>Mantenga el horno GC a una temperatura inicial de 50 °C durante 1 min, luego aumente a 180 °C a una velocidad de 25 °C/min. A continuación, aumente la temperatura a 230 °C a 5 °C/min y luego a 290 °C a 25 °C/min. Finalmente, mantenga la temperatura constante a 290 °C durante 6 min. El tiempo total de análisis es de 24,6 min.</li>
	<li>Haga clic en Cerrar una vez que todos estos sistemas estén encendidos.</li>
	<li>Haga clic en la opción Ajuste del software de análisis y haga clic en Vista del monitor de picos para realizar una verificación inicial de las condiciones del espectrómetro de masas. NOTA: Si es necesario, realice el ajuste automático.</li>
	<li>Haga clic en Adquisición y, en la ventana que se muestra, haga clic en Descargar parámetros iniciales. Verifique que el equipo esté listo GC y listo MS.</li>
</ol>5. Adquisición de datos
<ol><li>Haga clic en Nuevo archivo de lote del software y cree una secuencia que contenga información como el nombre de la muestra, el ID de la muestra, el archivo de método, el archivo de datos, el volumen de inyección y el archivo de ajuste. Agregue filas según sea necesario y haga clic en Guardar.</li>
	<li>Haga clic en Inicio por lotes y deje que comience el proceso de inyección.</li>
	<li>Realice la inyección a 250 °C en el modo splitless, manteniendo un volumen de inyección de 1 μL. Después de 1 minuto después de la inyección, abra el split. NOTA: Entre inyecciones, asegúrese de limpiar la jeringa de 10 μL con metanol, acetato de etilo y acetonitrilo, usando un solo enjuague con cada solvente. Todas las inyecciones se realizan por triplicado.</li>
	<li>Analice los analitos utilizando el modo de monitorización de reacciones múltiples (MRM), que es el modo estándar empleado en los sistemas MS/MS con un TQ. NOTA: La Tabla 1 proporciona los tiempos de retención (en min) y las transiciones de cuantificadores y calificadores para los plaguicidas multiclase, P-IS, e I-IS. El análisis cuantitativo se basa en la relación entre el área del pico del ion de cuantificación y el ion P-IS. El I-IS se emplea para el control de calidad durante la inyección. El Archivo Suplementario 1 contiene cromatogramas para los 45 plaguicidas analizados.</li>
	<li>Abra el software Análisis posterior a la ejecución para el análisis de datos. NOTA: El sistema de instrumentos incluye el software GCMS Postrun Analysis de forma predeterminada.</li>
	<li>Haga clic en la inyección que se va a analizar, navegue por la tabla que contiene los analitos y seleccione el pico de interés.</li>
	<li>Haga clic en el pico o en la región de interés para visualizar el cromatograma. Revise las integraciones máximas y, si es necesario, realice la integración manual. Verificar las áreas de todos los analitos para realizar los cálculos necesarios y la evaluación del método.</li>
</ol>

Análisis de plaguicidas en aguacate utilizando el método QuEChERS y CG-MS/MS

<ol>
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J., Hern&#225;ndez-Borges, J., Rodr&#237;guez Delgado, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ammonium+formate+buffer+in+QuEChERS+for+high+throughput+analysis+of+pesticides+in+food+by+fast,+low-pressure+GC-MS/MS+and+LC-MS/MS.">Ammonium formate buffer in QuEChERS for high throughput analysis of pesticides in food by fast, low-pressure GC-MS/MS and LC-MS/MS.</a> Abstracts of Papers of the American Chemical Society. 248, (2014).</li><li>Gonz&#225;lez-Curbelo, M. &. #. 1. 9. 3. ;., Lehotay, S. J., Hern&#225;ndez-Borges, J., Rodr&#237;guez-Delgado, M. &. #. 1. 9. 3. ;. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+ammonium+formate+in+QuEChERS+for+high-throughput+analysis+of+pesticides+in+food+by+fast,+low-pressure+gas+chromatography+and+liquid+chromatography+tandem+mass+spectrometry.">Use of ammonium formate in QuEChERS for high-throughput analysis of pesticides in food by fast, low-pressure gas chromatography and liquid chromatography tandem mass spectrometry.</a> J Chromatogr A. 1358, 75-84 (2014).</li><li>Varela-Mart&#237;nez, D. A., Gonz&#225;lez-S&#225;lamo, J., Gonz&#225;lez-Curbelo, M. &. #. 1. 9. 3. ;., Quick Hern&#225;ndez-Borges, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quick,+easy,+cheap,+effective,+rugged,+and+safe+(QuEChERS)+extraction.">Quick, easy, cheap, effective, rugged, and safe (QuEChERS) extraction.</a> Handbooks in Separation Science. , 399-437 (2020).</li><li>Gonz&#225;lez-Curbelo, M. &. #. 1. 9. 3. ;. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+organochlorine+pesticides+in+a+soil+sample+by+a+modified+QuEChERS+approach+using+ammonium+formate.">Analysis of organochlorine pesticides in a soil sample by a modified QuEChERS approach using ammonium formate.</a> J Vis Exp. 191, e64901 (2023).</li><li>Gonz&#225;lez-Curbelo, M. &. #. 1. 9. 3. ;., Dionis-Delgado, S., Asensio-Ramos, M., Hern&#225;ndez-Borges, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pesticide+analysis+in+toasted+barley+and+chickpea+flours.">Pesticide analysis in toasted barley and chickpea flours.</a> J Sep Sci. 35 (2), 299-307 (2012).</li><li>Varela-Mart&#237;nez, D. A., Gonz&#225;lez-Curbelo, M. &. #. 1. 9. 3. ;., Gonz&#225;lez-S&#225;lamo, J., Hern&#225;ndez-Borges, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+analysis+of+pesticides+in+minor+tropical+fruits+from+Colombia.">High-throughput analysis of pesticides in minor tropical fruits from Colombia.</a> Food Chem. 280, 221-230 (2019).</li><li>Li, L., Li, W., Qin, D. M., Jiang, S. R., Liu, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+graphitized+carbon+black+to+the+QuEChERS+method+for+pesticide+multiresidue+analysis+in+spinach.">Application of graphitized carbon black to the QuEChERS method for pesticide multiresidue analysis in spinach.</a> J AOAC Int. 92 (2), 538-547 (2009).</li></ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

La principal limitación asociada con la calibración emparejada por matrices surge del uso de muestras en blanco como patrones de calibración. Esto conduce a un mayor número de muestras que se deben procesar para el análisis y a una mayor inyección de componentes de la matriz en cada secuencia analítica, lo que puede conducir a mayores demandas de mantenimiento de los instrumentos. Sin embargo, esta estrategia es más adecuada que la adición estándar, que generaría un número mucho mayor de muestras a inyectar d...

En el análisis químico, el efecto matriz (ME) se puede definir de varias maneras, pero una definición general ampliamente aceptada es la siguiente: se refiere al cambio en la señal, particularmente un cambio en la pendiente de la curva de calibración cuando la matriz de la muestra o parte de ella está presente durante el análisis de un analito específico. Como aspecto crítico, la EM requiere una investigación exhaustiva durante el proceso de validación de cualquier método analítico, ya que afecta directamente a la precisión de la medición cuantitativa de los analitos objetivo1. Idealmente, un procedimiento de pretratamiento de muestras debe ser lo suficientemente selectivo como para evitar extraer ningún componente de la matriz de la muestra. Sin embargo, a pesar de los importantes esfuerzos, en la mayoría de los casos muchos de estos componentes de la matriz terminan en los sistemas de determinación final. En consecuencia, estos componentes de la matriz a menudo comprometen los valores de recuperación y precisión, introducen ruido adicional y aumentan el costo total y la mano de obra involucrados en el método.
En la cromatografía de gases (GC), la EM surge debido a la presencia de sitios activos dentro del sistema de GC, que interactúan con los analitos objetivo a través de varios mecanismos. Por un lado, los constituyentes de la matriz bloquean o enmascaran estos sitios activos que, de otro modo, interactuarían con los analitos diana, lo que resulta en una mejora frecuente de la señal2. Por otro lado, los sitios activos que permanecen sin obstrucciones pueden causar picos de cola o descomposición del analito debido a interacciones fuertes, lo que conduce a una EM negativa. Sin embargo, esto puede ofrecer beneficios potenciales en ciertos casos2. Es crucial enfatizar que lograr la inercia completa en un sistema de GC es extremadamente desafiante, a pesar de utilizar componentes altamente inertes y un mantenimiento adecuado. Con el uso continuo, la acumulación de componentes de la matriz en el sistema de GC se vuelve más pronunciada, lo que provoca un aumento de la EM. Hoy en día, es ampliamente reconocido que los analitos que contienen oxígeno, nitrógeno, fósforo, azufre y elementos similares, exhiben una mayor EM ya que interactúan fácilmente con estos sitios activos. Por el contrario, los compuestos altamente estables, como los hidrocarburos o los organohalógenos, no experimentan tales interacciones y no muestran EM observable durante el análisis 2,3.
En general, la EM no se puede eliminar por completo, lo que lleva al desarrollo de varias estrategias de compensación o corrección cuando la eliminación completa de los componentes de la matriz no es factible. Entre estas estrategias, se ha documentado en la literatura científica la utilización de patrones internos (IS) deuterados, protectores de analitos, la calibración emparejada por matrices, el método de adición de patrones o la modificación de técnicas de inyección 1,2,4,5. Las directrices SANTE/11312/2021 también han recomendado estas estrategias6.
Con respecto a la aplicación de la calibración emparejada por matrices para compensar las EM, las secuencias de muestras en situaciones prácticas abarcan diversos tipos de alimentos o varias muestras del mismo producto. En este caso, se supone que el empleo de cualquier muestra del mismo producto compensará efectivamente la EM en todas las muestras. Sin embargo, en la literatura existente no existen suficientes estudios que investiguen específicamente esta cuestión7.
La determinación multirresiduo de plaguicidas en matrices que contienen un porcentaje apreciable de grasa y pigmentos constituye una tarea difícil. La considerable cantidad de material coextraído puede afectar significativamente la eficiencia de la extracción e interferir con la determinación cromatográfica posterior, dañando potencialmente la columna, la fuente y el detector, y dando lugar a EM significativas 8,9,10. En consecuencia, el análisis de plaguicidas a niveles de trazas en dichas matrices requiere una reducción significativa de los componentes de la matriz antes del análisis, al tiempo que garantiza altos valores de recuperación7. La obtención de altos valores de recuperación es crucial para garantizar que los análisis de plaguicidas sigan siendo fiables, precisos y cumplan con las normas reglamentarias. Esto es vital para garantizar la inocuidad de los alimentos, la protección del medio ambiente y la toma de decisiones informadas en la agricultura y campos relacionados.
El aguacate es una fruta de alto valor comercial, cultivada en climas tropicales y mediterráneos de todo el mundo y ampliamente consumida tanto en sus regiones de origen como en los numerosos mercados de exportación. Desde el punto de vista analítico, el aguacate es una matriz compleja que contiene un número significativo de ácidos grasos (es decir, oleico, palmítico y linoleico), similar a los frutos secos, un contenido significativo de pigmentos, como en las hojas verdes, así como azúcares y ácidos orgánicos, similares a los que se encuentran en otras frutas11. Debido a su naturaleza grasa, se debe prestar especial atención al emplear cualquier método analítico para el análisis. Si bien el análisis de residuos de plaguicidas en aguacates utilizando GC-MS en algunos casos 8,12,13,14,15,16,17,18,19,20, ha sido relativamente menos frecuente en comparación con otras matrices. En la mayoría de los casos, se ha aplicado una versión del método Qu ick-E asy-Cheap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) 8,12,13,14,15,16,17,18. Ninguno de estos estudios ha investigado la consistencia de los EM entre las diferentes variedades de aguacate.
Por lo tanto, el objetivo de este trabajo fue estudiar la consistencia de los MEs y los valores de recuperación de 45 plaguicidas representativos en diferentes variedades de aguacate (i.e., Criollo, Hass y Lorena) utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio y GC-MS/MS. Hasta donde sabemos, esta es la primera vez que se realiza este tipo de estudio en muestras de matriz grasa.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>3-Ethoxy-1,2-propanediol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>260428-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetonitrile</td>
			<td>Merk</td>
			<td>1006652500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium formate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>156264-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AOAC 20i/s autosampler</td>
			<td>Shimadzu</td>
			<td>221-723115-58</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Automatic shaker MX-T6-PRO</td>
			<td>SCILOGEX</td>
			<td>8.23222E+11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance</td>
			<td>OHAUS</td>
			<td>PA224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes, 15 mL</td>
			<td>Nest</td>
			<td>601002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes, 2 mL</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>4610-1815</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tubes, 50 mL</td>
			<td>Nest</td>
			<td>602002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge Z206A</td>
			<td>MERMLE</td>
			<td>6019500118</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Choper 2L</td>
			<td>Oster</td>
			<td>2114111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Column SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0.25 mm, 0.25 &#181;m</td>
			<td>Shimadzu</td>
			<td>221-75954-30</td>
			<td>MS GC column&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensette 5-50 mL</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>4600361</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DSC-18</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>52600-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Sorbitol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>240850-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl acetate</td>
			<td>Merk</td>
			<td>1313181212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GCMS-TQ8040&#160;</td>
			<td>Shimadzu</td>
			<td>211552</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graphitized carbon black</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>57210-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection syringe</td>
			<td>Shimadzu</td>
			<td>LC2213461800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Gulonic acid &#947;-lactone</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>310301-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linner splitless</td>
			<td>Shimadzu</td>
			<td>221-4887-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate anhydrus</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M7506-2KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Panreac</td>
			<td>131091.12.12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Milli-Q ultrapure (type 1) water</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>F4H4783518</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips 10 - 100 &#181;L</td>
			<td>Biologix</td>
			<td>200010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips 100 - 1000 &#181;L</td>
			<td>Brand</td>
			<td>541287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips 20 - 200 &#181;L</td>
			<td>Brand</td>
			<td>732028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes Pasteur</td>
			<td>NORMAX</td>
			<td>5426023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippette Transferpette S variabel 10 - 100 &#181;L</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>704774</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippette Transferpette S variabel 100 - 1000 &#181;L</td>
			<td>BRAND</td>
			<td>704780</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pippette Transferpette S variabel 20 - 200 &#181;L</td>
			<td>SCILOGEX</td>
			<td>7.12111E+11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primary-secondary amine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>52738-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shikimic acid</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S5375-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Filter PTFE/L 25 mm, 0.45 &#181;m</td>
			<td>NORMAX</td>
			<td>FE2545I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triphenyl phosphate (QC)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>241288-50G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vials with fused-in insert</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>29398-U</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Z-SEP+</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>55299-U</td>
			<td>zirconium oxide-based sorbent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pesticides</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>CAS registry number</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4,4&#180;-DDD</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>35486-250MG</td>
			<td>72-54-8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4,4&#180;-DDE</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>35487-100MG</td>
			<td>72-55-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4,4&#180;-DDT</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>31041-100MG</td>
			<td>50-29-3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alachlor</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45316-250MG</td>
			<td>15972-60-8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aldrin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36666-25MG</td>
			<td>309-00-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atrazine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45330-250MG-R</td>
			<td>1912-24-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atrazine-d5 (IS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>34053-10MG-R</td>
			<td>163165-75-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprofezin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>37886-100MG</td>
			<td>69327-76-0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbofuran</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32056-250-MG</td>
			<td>1563-66-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorpropham</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45393-250MG</td>
			<td>101-21-3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorpyrifos</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45395-100MG</td>
			<td>2921-88-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorpyrifos-methyl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45396-250MG</td>
			<td>5598-13-0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltamethrin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45423-250MG</td>
			<td>52918-63-5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichloran</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45435-250MG</td>
			<td>99-30-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichlorvos</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45441-250MG</td>
			<td>62-73-7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dieldrin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>33491-100MG-R</td>
			<td>60-57-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diphenylamine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45456-250MG</td>
			<td>122-39--4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endosulfan A</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32015-250MG</td>
			<td>115-29-7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endrin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32014-250MG</td>
			<td>72-20-8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EPN</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36503-100MG</td>
			<td>2104-64-5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Esfenvalerate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>46277-100MG</td>
			<td>66230-04-4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethion</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45477-250MG</td>
			<td>563-12-2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenamiphos</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45483-250MG</td>
			<td>22224-92-6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenitrothion</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45487-250MG</td>
			<td>122-14-5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenthion</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36552-250MG</td>
			<td>55-38-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fenvalerate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45495-250MG</td>
			<td>51630-58-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCB</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45522-250MG</td>
			<td>118-74-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iprodione</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36132-100MG</td>
			<td>36734-19-7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lindane</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45548-250MG</td>
			<td>58-89-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Malathion</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36143-100MG</td>
			<td>121-75-5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metalaxyl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32012-100MG</td>
			<td>57837-19-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methidathion</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36158-100MG</td>
			<td>950-37-8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Myclobutanil</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>34360-100MG</td>
			<td>88671-89-0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxyfluorfen</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>35031-100MG</td>
			<td>42874-03-3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parathion-methyl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36187-100MG</td>
			<td>298-00-0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penconazol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>36189-100MG</td>
			<td>66246-88-6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pirimiphos-methyl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32058-250MG</td>
			<td>29232-93-7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propiconazole</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45642-250MG</td>
			<td>60207-90-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propoxur</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45644-250MG</td>
			<td>114-26-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propyzamide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45645-250MG</td>
			<td>23850-58-5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyriproxifen</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>34174-100MG</td>
			<td>95737-68-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tolclofos-methyl</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>31209-250MG</td>
			<td>5701804-9</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triadimefon</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>45693-250MG</td>
			<td>43121-43-3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triflumizole</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>32611-100MG</td>
			<td>68694-11-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#945;-HCH</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>33377-50MG</td>
			<td>319-86-8</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-HCH</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>33376-100MG</td>
			<td>319-85-7</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of 45 pesticides in avocado varieties by the quechers method and gas chromatography-tandem mass spectrometry

La espectrometría de masas en tándem (MS/MS) por cromatografía de gases (GC) es un instrumento analítico preeminente ampliamente empleado para la vigilancia de residuos de plaguicidas en los alimentos. Sin embargo, estos métodos son vulnerables a los efectos de matriz (ME), que pueden afectar potencialmente a la cuantificación precisa en función de la combinación específica de analito y matriz. Entre las diversas estrategias para mitigar las EM, la calibración emparejada con matrices representa el enfoque predominante en las aplicaciones de residuos de plaguicidas debido a su rentabilidad y a su sencilla implementación. En este estudio, se analizaron un total de 45 plaguicidas representativos en tres variedades diferentes de aguacate (i.e., Criollo, Hass y Lorena) utilizando el método Qu ick-Easy-Ch eap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) con formiato de amonio y GC-MS/MS.
Para ello, se extrajeron 5 g de la muestra de aguacate con 10 mL de acetonitrilo, y luego se añadieron 2,5 g de formiato de amonio para inducir la separación de fases. Posteriormente, el sobrenadante se sometió a un proceso de limpieza mediante extracción dispersiva en fase sólida empleando 150 mg de MgSO4 anhidro, 50 mg de amina primaria-secundaria, 50 mg de octadecisilano, 10 mg de negro de humo grafitizado y 60 mg de un sorbente a base de óxido de circonio (Z-Sep+). El análisis GC-MS/MS se realizó con éxito en menos de 25 minutos. Se llevaron a cabo rigurosos experimentos de validación para evaluar el rendimiento del método. El examen de una curva de calibración emparejada con la matriz para cada variedad de aguacate reveló que la EM se mantuvo relativamente consistente y menos del 20% (considerada como una EM blanda) para la mayoría de las combinaciones de plaguicidas/variedades. Además, los límites de cuantificación del método fueron inferiores a 5 μg/kg para las tres variedades. Por último, los valores de recuperación de la mayoría de los plaguicidas se situaron dentro del rango aceptable del 70-120%, con valores relativos de desviación estándar inferiores al 20%.

In chemical analysis, the matrix effect (ME) can be defined in various ways, but a widely accepted general definition is as follows: it refers to the change in the signal, particularly a change in the slope of the calibration curve when the sample matrix or portion of it is present during the analysis of a specific analyte. As a critical aspect, ME necessitates thorough investigation during the validation process of any analytical method, as it directly affects the accuracy of quantitative measurement for the target analytes1. Ideally, a sample pretreatment procedure should be selective enough to avoid extracting any components from the sample matrix. However, despite significant efforts, many of these matrix components still end up in the final determination systems in most cases. Consequently, such matrix components often compromise the recovery and precision values, introduce additional noise, and escalate the overall cost and labor involved in the method.
In gas chromatography (GC), ME arises due to the presence of active sites within the GC system, which interact with the target analytes through various mechanisms. On the one hand, the matrix constituents block or mask these active sites that would otherwise interact with the target analytes, resulting in frequent signal enhancement2. On the other hand, active sites that remain unobstructed may cause peak tailing or analyte decomposition due to strong interactions, leading to a negative ME. However, this can offer potential benefits in certain cases2. It is crucial to emphasize that achieving complete inertness in a GC system is exceedingly challenging, despite using highly inert components and proper maintenance. With continuous use, the accumulation of matrix components in the GC system becomes more pronounced, causing an increased ME. Nowadays, it is widely recognized that analytes containing oxygen, nitrogen, phosphorus, sulfur, and similar elements, exhibit a greater ME as they readily interact with these active sites. Conversely, highly stable compounds such as hydrocarbons or organohalogens do not undergo such interactions and do not show observable ME during analysis2,3.
Overall, ME cannot be fully eliminated, leading to the development of several strategies for compensation or correction when complete removal of matrix components is not feasible. Among these strategies, the utilization of deuterated internal standards (ISs), analyte protectants, matrix-matched calibration, the standard addition method, or the modification of injection techniques have been documented in scientific literature1,2,4,5. The SANTE/11312/2021 guidelines have also recommended these strategies6.
Regarding the application of matrix-matched calibration to compensate for MEs, sample sequences in practical situations encompass diverse types of foods or various samples from the same commodity. In this case, the assumption is made that employing any sample from the same commodity will effectively compensate for ME in all samples. However, there is a lack of sufficient studies in the existing literature that specifically investigate this issue7.
The multiresidue determination of pesticides in matrices containing an appreciable percentage of fat and pigments constitutes a challenging task. The considerable amount of coextracted material can significantly affect the extraction efficiency and interfere with the subsequent chromatographic determination, potentially damaging the column, source, and detector, and resulting in significant MEs8,9,10. Consequently, the analysis of pesticides at trace levels in such matrices necessitates a significant reduction of matrix components before analysis while ensuring high recovery values7. Obtaining high recovery values is crucial to ensure that pesticide analyses remain reliable, accurate, and compliant with regulatory standards. This is vital for ensuring food safety, environmental protection, and informed decision-making in agriculture and related fields.
Avocado is a fruit of high commercial value cultivated in tropical and Mediterranean climates worldwide and widely consumed both in its regions of origin and in the numerous export markets. From the analytical point of view, avocado is a complex matrix containing a significant number of fatty acids (i.e., oleic, palmitic, and linoleic), similar to nuts, a significant pigment content, as in green leaves, as well as sugars and organic acids, similar to those found in other fruits11. Due to its fatty nature, special attention must be given when employing any analytical method for analysis. While pesticide residue analysis has been conducted on avocados using GC-MS in some instances8,12,13,14,15,16,17,18,19,20, it has been relatively less frequent compared to other matrices. In most cases, a version of the Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) method has been applied8,12,13,14,15,16,17,18. None of these studies have investigated the consistency of MEs among different avocado varieties.
Therefore, the aim of this work was to study the consistency of MEs and recovery values for 45 representative pesticides across different varieties of avocado (i.e., Criollo, Hass, and Lorena) using the QuEChERS method with ammonium formate and GC-MS/MS. To the best of our knowledge, this is the first time that this type of study has been conducted on such fatty matrix samples.

Preparación de muestras de aguacate utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio para el análisis de pesticidas

Determinación de 45 plaguicidas en variedades de aguacate por el método QuEChERS y cromatografía de gases-espectrometría de masas en tándem

To begin the sample preparation using the QuEChERS method, weigh five grams of an avocado sample of interest in a 50 milliliter centrifuge tube. Add 50 microliters of the procedural internal standard or P-IS solution to the tube. Add 10 milliliters of aceto nitrile to the centrifuge tube and shake the tube at 70 RPM for five minutes.Then add 2.5 grams of ammonium formate to it and shake the tube again at 70 RPM for five minutes. Subsequently, centrifuge the tube at 1, 800 G for five minutes. Next, in a two milliliter centrifuge tube, take the appropriate amounts of the reagents displayed on the screen.Then add one milliliter of the extract into the tube for purification using dispersive solid phase extraction. Vortex the tube for 30 seconds before centrifuging it at 1, 800 G for five minutes. Transfer 200 microliters of the purified extract to an auto-sampler vial, and add 20 microliters of the analyte protectant solution, followed by adding 50 microliters of a pre-prepared triphenyl phosphate solution.Finally, perform instrumental analysis using a GC-MS/MS system.

Se llevó a cabo una validación exhaustiva del método analítico de acuerdo con las directrices6 de SANTE/11312/2021, que abarcó evaluaciones de linealidad, EM, recuperación y repetibilidad.
Para la evaluación de la linealidad, se construyeron curvas de calibración emparejadas con matrices utilizando muestras en blanco enriquecidas a múltiples niveles de concentración (que oscilan entre 5 y 600 μg/kg). Se encontró que los coeficientes de determinación (R...

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El presente protocolo describe el análisis de residuos de plaguicidas multiclase en variedades de aguacate utilizando el método Qu ick-Easy-Ch eap-E ffective-R ugged-S afe (QuEChERS) con formiato de amonio, seguido de cromatografía de gases-espectrometría de masas en tándem.

Gas chromatography (GC) tandem mass spectrometry (MS/MS) stands as a preeminent analytical instrument extensively employed for the surveillance of ...

Para comenzar la preparación de la muestra utilizando el método QuEChERS, pese cinco gramos de una muestra de aguacate de interés en un tubo de centrífuga de 50 mililitros. Agregue 50 microlitros del estándar interno del procedimiento o de la solución P-IS al tubo. Agregue 10 mililitros de acetonitrilo al tubo de centrífuga y agite el tubo a 70 RPM durante cinco minutos.A continuación, añada 2,5 gramos de formiato de amonio y vuelva a agitar el tubo a 70 RPM durante cinco minutos. A continuación, centrifugar el tubo a 1.800 G durante cinco minutos. A continuación, en un tubo de centrífuga de dos mililitros, tome las cantidades adecuadas de los reactivos que se muestran en la pantalla.A continuación, añada un mililitro del extracto en el tubo para su purificación mediante extracción dispersiva en fase sólida. Agite el tubo durante 30 segundos antes de centrifugarlo a 1.800 g durante cinco minutos. Transfiera 200 microlitros del extracto purificado a un vial de muestreo automático y agregue 20 microlitros de la solución protectora de analitos, seguido de la adición de 50 microlitros de una solución de fosfato de trifenilo preparada previamente.Por último, realizar análisis instrumentales utilizando un sistema GC-MS/MS.

determination-45-pesticides-avocado-varieties-quechers-method-gas

Research

JoVE Journal

Chemistry

Determination of 45 Pesticides in Avocado Varieties by the QuEChERS Method and Gas Chromatography-Tandem Mass Spectrometry

407 vistas.  Universidad EAN. Para comenzar la preparación de la muestra utilizando el método QuEChERS, pese cinco gramos de una muestra de aguacate de interés en un tubo de centrífuga de 50 mililitros. Agregue 50 microlitros del estándar interno del procedimiento o de la solución P-IS al tubo. Agregue 10 mililitros de acetonitrilo al tubo de centrífuga y agite el tubo a 70 RPM durante cinco minutos.A continuación, añada 2,5 gramos de formiato de amonio y vuelva a agitar el tubo a 70 RPM durante cinco minu...

Video: Preparación de muestras de aguacate utilizando el método QuEChERS con formiato de amonio para el análisis de pesticidas

Gas chromatography (GC) tandem mass spectrometry (MS/MS) stands as a preeminent analytical instrument extensively employed for the surveillance of pesticide residues in food. Nevertheless, these methods are vulnerable to matrix effects (MEs), which can potentially affect accurate quantification depending on the specific combination of analyte and matrix. Among the various strategies to mitigate MEs, matrix-matched calibration represents the prevailing approach in pesticide residue applications due to its cost-effectiveness and straightforward implementation. In this study, a total of 45 representative pesticides were analyzed in three different varieties of avocado (i.e., Criollo, Hass, and Lorena) using the Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) method with ammonium formate and GC-MS/MS. 
For this purpose, 5 g of the avocado sample was extracted with 10 mL of acetonitrile, and then 2.5 g of ammonium formate was added to induce phase separation. Subsequently, the supernatant underwent a cleanup process via dispersive solid-phase extraction employing 150 mg of anhydrous MgSO4, 50 mg of primary-secondary amine, 50 mg of octadecylsilane, 10 mg of graphitized carbon black, and 60 mg of a zirconium oxide-based sorbent (Z-Sep+). The GC-MS/MS analysis was successfully performed in less than 25 min. Rigorous validation experiments were carried out to assess the performance of the method. The examination of a matrix-matched calibration curve for each variety of avocado revealed that the ME remained relatively consistent and less than 20% (considered as a soft ME) for most pesticide/variety combinations. Furthermore, the method&#180;s limits of quantification were lower than 5 &#181;g/kg for all three varieties. Finally, the recovery values for most pesticides fell within the acceptable range of 70-120%, with relative standard deviation values below 20%.

The present protocol describes the analysis of multiclass pesticide residues in avocado varieties using the Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) method with ammonium formate, followed by gas chromatography-tandem mass spectrometry.