Este proyecto contó con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32201235 a Zhifei Fu), la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Fujian, China (2022J01287 a Zhifei Fu), la Fundación de Investigación para Talentos Avanzados de la Universidad Médica de Fujian, China (XRCZX2021013 a Zhifei Fu), la Fundación de Ciencias Especiales de Finanzas de la Provincia de Fujian, China (22SCZZX002 a Zhifei Fu), Fundación del NHC, Laboratorio Clave de Evaluación Técnica de la Regulación de la Fertilidad para Primates No Humanos y Hospital de Salud Materno-Infantil de Fujian (2022-NHP-04 a Zhifei Fu). Agradecemos a Linying Zhou, Minxia Wu, Xi Lin y Yan Hu del Centro de Servicios Públicos de Tecnología de la Universidad Médica de Fujian por su apoyo en la preparación de muestras de EM y la obtención de imágenes de EM.

La cría de animales y los experimentos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Centro Médico de la Universidad Médica de Fujian. El flujo de trabajo paso a paso del protocolo actual se muestra en la Figura 1.
1. Preparación de la muestra
<ol><li>Cerebro de ratón<ol><li>Compre ratones transgénicos (ver Tabla de Materiales) y cebadores de oligonucleótidos (ver Tabla de Materiales) para genotipar a estos ratones.</li>
		<li>Perfundir y extraer el cerebro intacto de la bóveda craneal siguiendo el protocolo previamente publicado12,13.</li>
		<li>Fije el cerebro del ratón con 10 ml de solución fijadora (ver Tabla de materiales) a 4 °C durante la noche.</li>
		<li>Enjuague la solución fijadora durante 3 x 10 min con tampón fosfato (PB) 0,1 M.</li>
		<li>Corta el cerebro del ratón en secciones de 500 μm de grosor utilizando un micrótomo oscilante (ver Tabla de materiales).</li>
		<li>Corta las regiones fluorescentes en pequeños bloques con un bisturí usando un microscopio estereoscópico (ver Tabla de Materiales). NOTA: El volumen de los bloques pequeños no debe ser superior a 1 mm3.</li>
	</ol></li>
	<li>Células cultivadas<ol><li>Siembre las células HeLa en placas de cultivo celular de 6 cm y manténgalas en un medio de crecimiento (medio Eagle modificado de Dulbecco [DMEM] bajo en glucosa, suplementado con suero fetal bovino [FBS]).</li>
		<li>Al día siguiente, transfecte los plásmidos que contienen mScarlet en células utilizando el reactivo de transfección de ADN (consulte la Tabla de materiales) siguiendo el libro de instrucciones del kit de transfección.</li>
		<li>Cuarenta y ocho horas después de la transfección, tripsinizar las células transfectadas y centrifugarlas para obtener gránulos celulares a 1.000 × g. Los gránulos celulares se denominan bloques de muestra.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Preparación de la muestra EM
<ol><li>Fijación<ol><li>Fije los bloques de muestra con una solución fijadora (véase la tabla de materiales) a 4 °C durante la noche.</li>
		<li>Retire la solución fijadora y enjuague la solución fijadora durante 3 x 10 min con PB 0,1 M de los bloques de muestra.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción con tetróxido de osmio (OsO4)<ol><li>Fijar los bloques de muestra con una solución de OsO4 (ver Tabla de Materiales) a 4 °C durante 1 h.</li>
		<li>Retire la solución de OsO4 y enjuague la solución de OsO4 3 x 10 min con ddH2O de los bloques de muestra.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción de acetato de uranilo (UA)<ol><li>Tiñir los bloques de muestra con una solución de UA al 2% (ver Tabla de Materiales) a 4 °C durante 1 h.</li>
		<li>Retire la solución de UA y enjuague los bloques de muestra con ddH2O durante 3 x 10 min.</li>
	</ol></li>
	<li>Deshidratación por gradiente<ol><li>Deshidratar los bloques de muestra con etanol de gradiente de la siguiente manera: 50% durante 10 min, 70% durante 10 min, 80% durante 10 min, 90% durante 10 min y 2 x 10 min en etanol al 100%.</li>
		<li>Deshidratar los bloques de muestra con acetona anhidra durante 3 x 10 min.</li>
	</ol></li>
	<li>Infiltración de resina<ol><li>Infiltrar los bloques de muestra con resina de gradiente (ver Tabla de Materiales): acetona a resina 3:1 durante 1 h, acetona a resina 1:1 durante 2 h, acetona a resina 1:3 durante 3 h.</li>
		<li>Sustituir por la resina pura durante 3 x 12 h.</li>
	</ol></li>
	<li>Incrustación de resina<ol><li>Transfiera los bloques de muestra a cápsulas (consulte la Tabla de materiales) con un palillo.</li>
		<li>Añadir resina pura a la cápsula que contiene el bloque de muestra y polimerizar la resina en el horno a 60 °C durante 14-16 h.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Recubrimiento del cubreobjetos con nanopartículas de oro
<ol><li>Limpieza de cubrevidrios<ol><li>Lave los cubreobjetos con tampón de limpieza (consulte la tabla de materiales) durante 2 h a 142 °C.</li>
		<li>Enjuague el tampón de limpieza 3 x 10 min con ddH2O.</li>
		<li>Transfiera los cubreobjetos con cuidado a un vaso de precipitados que contenga alcohol etílico anhidro e incube durante la noche.</li>
		<li>Seque al aire los cubreobjetos en un banco limpio durante varios minutos.</li>
	</ol></li>
	<li>Cubre los cubreobjetos con nanopartículas de oro.<ol><li>Fije un portaobjetos de vidrio en el centro de la rotación de una centrífuga de escritorio (consulte la Tabla de materiales) con cemento de vidrio.</li>
		<li>Monta un cubreobjetos en el centro del portaobjetos de vidrio usando notas adhesivas.</li>
		<li>Añadir 75 μL de pioloformo al 1% (ver Tabla de Materiales) en el cubreobjetos. NOTA: También probamos Formvar (ver Tabla de Materiales) y funciona bien.</li>
		<li>Centrifugar durante 3 min a 1.360 × g (Figura 2A) para producir una fina capa de pioloformo en la superficie del cubreobjetos.</li>
		<li>Incubar la superficie del cubreobjetos con 250 μL de poli-L-lisina al 0,1 % (véase la tabla de materiales) durante 1 h a temperatura ambiente (Figura 2B).</li>
		<li>Enjuague con ddH2O y seque al aire el cubreobjetos durante varios minutos.</li>
		<li>Diluir nanopartículas de oro de 80 nm (ver Tabla de Materiales) con ddH2O al 25% (v/v, OD600 = 0.07) (ver Tabla de Materiales) y sonicar durante 15 min.</li>
		<li>Incubar la superficie del cubreobjetos con las nanopartículas de oro diluidas durante 1 h a temperatura ambiente (Figura 2C).</li>
		<li>Enjuague con ddH2O y seque al aire el cubreobjetos durante varios minutos. NOTA: Funciona bien 2 semanas después de ser recubierto con pioloformo y nanopartículas de oro. Pero recomendamos usarlo inmediatamente después de recubrirlo.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Corte ultrafino
<ol><li>Recorte la superficie del bloque de muestra en un trapecio en ángulo recto. Corte secciones con un espesor de 100 nm con un cuchillo de diamante (ver Tabla de Materiales) con un ultramicrótomo (ver Tabla de Materiales). Separe una sola sección de la banda de sección y haga flotar la sección individual en el baño de agua.</li>
	<li>Agregue una gota de ddH2O en el centro del cubreobjetos recubierto de nanopartículas de oro. Tome una sección usando un bucle de muestra e invierta el bucle de muestra en la superficie de la gota de agua. Retire el bucle de muestra, dejando la sección en la superficie de la gota de agua.</li>
	<li>Seque al aire el cubreobjetos durante varios minutos. Dibuja un anillo alrededor de la sección en el lado opuesto del cubreobjetos con un rotulador.</li>
</ol>5. Imágenes de microscopía óptica
<ol><li>Recuperación de fluorescencia NOTA: El flujo de trabajo se muestra en la Figura 3A.<ol><li>Agregue 10 μL de tampón de montaje (consulte la tabla de materiales) en la sección ultradelgada del cubreobjetos. Coloque un nuevo cubreobjetos limpio en el tampón de montaje. NOTA: El componente clave del tampón de montaje es DABCO, que se utiliza para recuperar la fluorescencia de las proteínas fluorescentes. Esto es muy importante para la recuperación de la fluorescencia.</li>
		<li>Coloque estos dos cubreobjetos junto con la sección ultradelgada en una cámara de imágenes (consulte la Tabla de materiales). Asegúrese de que el cubreobjetos con el anillo dibujado esté en la parte superior.</li>
	</ol></li>
	<li>Recopile el mapa de navegación.<ol><li>Encuentre la sección usando el anillo dibujado como marcador en el modo de imagen de campo claro de un microscopio de fluorescencia invertida (ver Tabla de Materiales). Muévase a una esquina de la sección. Encienda la luz blanca y tome la imagen de campo claro.</li>
		<li>Apaga la luz blanca. Encienda el láser (561 nm) y tome imágenes fluorescentes del mismo campo de visión (FOV).</li>
		<li>Apague el láser. Muévase al campo de visión adyacente, asegurándose de que estos dos campos de visión tengan una superposición del 10%. Tome la imagen de campo claro y la imagen fluorescente del segundo campo de visión.</li>
		<li>Repita esta operación hasta cubrir toda la sección. Registre la ruta de imagen que se puede utilizar para unir el campo de visión. NOTA: Para una mayor calidad de la imagen, recomendamos utilizar el microscopio confocal.</li>
	</ol></li>
	<li>Imágenes de celdas de interés.<ol><li>Utilice el mapa de navegación para apuntar fácilmente a las celdas de interés. Encienda el láser (561 nm) y tome 300 fotogramas de imágenes fluorescentes de la célula de interés. Apague el láser.</li>
		<li>Encienda la luz blanca y tome imágenes secuenciales de campo claro (~100 fotogramas).</li>
		<li>Muévase a otra celda de interés.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Preparación para la obtención de imágenes electromagnéticas
NOTA: El flujo de trabajo se muestra en la Figura 3B.
<ol><li>Transfiera la sección ultrafina a la rejilla de la ranura.<ol><li>Llene un frasco de vidrio con ddH2O.</li>
		<li>Retire los cubreobjetos de la cámara y separe los dos cubreobjetos con unas pinzas. Sujete el cubreobjetos en el que se encuentra la sección, lave el tampón de montaje y seque al aire.</li>
		<li>Marque un # alrededor de la sección ultradelgada con una cuchilla de un solo lado y deje caer 10 μL de ácido fluorhídrico al 12% (consulte la Tabla de materiales) en cada esquina del #. Coloque el cubreobjetos lentamente en el agua. NOTA: El ácido fluorhídrico reacciona con el vidrio, lo que facilita la eliminación de la película de pioloformo del vidrio de la cubierta. El ácido fluorhídrico es tóxico. Úselo en una capucha química con guantes. El contacto con la piel requiere atención médica inmediata.</li>
		<li>Haga flotar la película de pioloformo y la sección ultradelgada en la superficie del agua juntas. Coloque una cuadrícula de ranura sin recubrimiento en la sección para capturar la sección en el centro de la cuadrícula.</li>
		<li>Cubra un portaobjetos de vidrio con parafilm (ver Tabla de materiales) y recoja la rejilla con la película pioloform. Seque la rejilla al aire a temperatura ambiente.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción de secciones<ol><li>Tiñe la sección con un 2% de UA y la triple ventaja de Sato. Para obtener más detalles, consulte el protocolo2 publicado anteriormente.</li>
	</ol></li>
</ol>7. Análisis de imágenes
<ol><li>Cose el mapa de navegación.<ol><li>Busque la ubicación de los datos sin procesar. Abra el software ImageJ (consulte Tabla de materiales) para unir el mapa de navegación.</li>
		<li>Haga clic en Plugins | Costura | Costuras de cuadrícula/colección | (Tipo) Cuadrícula: serpiente por columna | (Orden) Arriba e izquierda (según la secuencia de disparo) | Establecer el tamaño de la rebanada | Seleccionar ruta de datos | Establecer el nombre del archivo | Marque Fusión de pantalla. Observe el resultado, que es un mapa de navegación compuesto por varias imágenes de campo claro de diferentes campos de visión.</li>
		<li>Utilice el mismo método para unir un mapa de navegación de fluorescencia.</li>
	</ol></li>
	<li>Combine las imágenes de campo claro con las imágenes de fluorescencia.<ol><li>En el software ImageJ, haga clic en Archivo | Importación | Secuencia de imágenes para importar las imágenes secuenciales de campo claro de la celda de interés.</li>
		<li>Haga clic en la imagen | Pilas | Proyección Z | Suma de cortes para obtener la imagen de proyección de suma intensidad (SIP) de las imágenes secuenciales de campo claro.</li>
		<li>Haga clic en Editar | Invertir para invertir la imagen SIP del campo claro de modo que las señales de las nanopartículas de oro se conviertan en puntos blancos brillantes.</li>
		<li>En ImageJ, haga clic en Archivo | Importación | Secuencia de imágenes para importar las imágenes FM secuenciales.</li>
		<li>Haga clic en la imagen | Pilas | Proyección Z | Suma de sectores para obtener la imagen SIP de las imágenes FM secuenciales.</li>
		<li>Haga clic en la imagen | Color | Fusionar canales para fusionar la imagen de campo claro SIP con la imagen SIP FM como una imagen compuesta.</li>
		<li>Las nanopartículas de oro son verdes y la proteína fluorescente es roja. Haga clic en la imagen | Tipo | Color RGB para convertir el formato de la imagen compuesta a RGB.</li>
	</ol></li>
</ol>8. Imágenes EM
<ol><li>Coloque la rejilla en la retención de muestras, manteniendo el lado de la sección de la rejilla hacia arriba.</li>
	<li>Utilice el mapa de navegación para identificar aproximadamente la posición de las células correspondientes bajo un microscopio electrónico a través de cuatro distancias relativas a las cuatro esquinas diferentes del trapecio derecho de la sección ultrafina.</li>
	<li>Confirme las células usando las nanopartículas de oro.</li>
	<li>Tome imágenes EM a diferentes aumentos (4.200x, 6.000x u 8.200x) con un microscopio electrónico de transmisión (TEM) (consulte la Tabla de materiales).</li>
</ol>9. Registro de la imagen FM con la imagen EM
<ol><li>Abra el software de registro (consulte la Tabla de materiales). Escriba easyCLEMv014en la ventana de búsqueda. Haga clic en easyCLEMv0 para abrir easyCLEMv0. Haga clic en Imagen/Secuencia | Ábralo para importar la imagen EM y la imagen compuesta en el panel del software.</li>
	<li>En la ventana EasyCLEMv0, haga clic en 2D (x,y,[T]) para elegir no rígido (2D o 3D) como modo de alineación.</li>
	<li>En la ventana EasyCLEMv0, haga clic en el cuadro desplegable a la derecha de Seleccionar imagen que se transformará y cambiará de tamaño (probablemente FM) para elegir Compuesto (RGB)color.tif. A continuación, haz clic en el cuadro desplegable a la derecha de Seleccionar imagen que no se modificará (probablemente EM) para elegir EMimage. tif.</li>
	<li>Haga clic en Iniciar para comenzar el registro.</li>
	<li>En la ventana de la imagen EM llamada EMimage. tif, haga clic en una nanopartícula de oro para poner el punto 1 en la nanopartícula de oro. En la ventana de imagen FM llamada Composite (RGB)color.tif, haga clic en la nanopartícula de oro correspondiente para colocar el Punto 1 en la nanopartícula de oro.</li>
	<li>Haga clic en Actualizar transformación para confirmar la señal LM con la señal EM de las nanopartículas de oro.</li>
	<li>Repita la operación anterior en la ventana de imagen EM llamada EMimage. tif y haga coincidir la señal LM con la señal EM de la misma nanopartícula de oro una por una.</li>
	<li>Haga clic en Detener para finalizar el registro.</li>
	<li>Después de la alineación de la imagen, haga clic en Imagen superpuesta y haga clic en Imagen/Secuencia | Guardar como para exportar una pila de imágenes que contenga imágenes de cuatro canales (rojo, verde, azul y gris).</li>
	<li>Abra ImageJ y haga clic en Archivo | Ábralo para importar la imagen superpuesta . Haga clic en la imagen | Pilas | Apilar en imágenes para separar la imagen superpuesta en imágenes de cuatro canales.</li>
	<li>Haga clic en la imagen | Color | Fusionar canales para combinar imágenes de tres canales (rojo, verde y gris) en una imagen compuesta.</li>
	<li>Haga clic en la imagen | Tipo | Color RGB para convertir la imagen compuesta en una imagen CLEM.</li>
</ol>

Nuevo protocolo para la conservación simultánea de fluorescencia y ultraestructura

<ol>
	<li>de Boer, P., Hoogenboom, J. P., Giepmans, B. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlated+light+and+electron+microscopy:+ultrastructure+lights+up.">Correlated light and electron microscopy: ultrastructure lights up.</a> Nat Methods. 12 (6), 503-513 (2015).</li><li>Kopek, B. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diverse+protocols+for+correlative+super-resolution+fluorescence+imaging+and+electron+microscopy+of+chemically+fixed+samples.">Diverse protocols for correlative super-resolution fluorescence imaging and electron microscopy of chemically fixed samples.</a> Nat Protoc. 12 (5), 916-946 (2017).</li><li>Watanabe, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+localization+in+electron+micrographs+using+fluorescence+nanoscopy.">Protein localization in electron micrographs using fluorescence nanoscopy.</a> Nat Methods. 8 (1), 80-84 (2011).</li><li>Johnson, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlative+in-resin+super-resolution+and+electron+microscopy+using+standard+fluorescent+proteins.">Correlative in-resin super-resolution and electron microscopy using standard fluorescent proteins.</a> Sci Rep. 5 (1), 9583 (2015).</li><li>Paez-Segala, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixation-resistant+photoactivatable+fluorescent+proteins+for+CLEM.">Fixation-resistant photoactivatable fluorescent proteins for CLEM.</a> Nat Methods. 12 (3), 215-218 (2015).</li><li>Fu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mEosEM+withstands+osmium+staining+and+Epon+embedding+for+super-resolution+CLEM.">mEosEM withstands osmium staining and Epon embedding for super-resolution CLEM.</a> Nat Methods. 17 (1), 55-58 (2020).</li><li>Kukulski, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlated+fluorescence+and+3D+electron+microscopy+with+high+sensitivity+and+spatial+precision.">Correlated fluorescence and 3D electron microscopy with high sensitivity and spatial precision.</a> J Cell Biol. 192 (1), 111-119 (2011).</li><li>Peng, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+fluorescent+proteins+for+dual-colour+post-embedding+CLEM.">Improved fluorescent proteins for dual-colour post-embedding CLEM.</a> Cells. 11 (7), 1077 (2022).</li><li>Campbell, B. C., Paez-Segala, M. G., Looger, L. L., Petsko, G. A., Liu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemically+stable+fluorescent+proteins+for+advanced+microscopy.">Chemically stable fluorescent proteins for advanced microscopy.</a> Nat Methods. 19 (12), 1612-1621 (2022).</li><li>Tanida, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-color+in-resin+CLEM+of+Epon-embedded+cells+using+osmium+resistant+green+and+red+fluorescent+proteins.">Two-color in-resin CLEM of Epon-embedded cells using osmium resistant green and red fluorescent proteins.</a> Sci Rep. 10 (1), 21871 (2020).</li><li>Tanida, I., Kakuta, S., Oliva Trejo, J. A., Uchiyama, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+cytoplasmic+organelles+via+in-resin+CLEM+using+an+osmium-resistant+far-red+protein.">Visualization of cytoplasmic organelles via in-resin CLEM using an osmium-resistant far-red protein.</a> Sci Rep. 10 (1), 11314 (2020).</li><li>MacManus, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excision+of+whole+intact+mouse+brain.">Excision of whole intact mouse brain.</a> MethodsX. 10, 102246 (2023).</li><li>Lu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preserving+extracellular+space+for+high-quality+optical+and+ultrastructural+studies+of+whole+mammalian+brains.">Preserving extracellular space for high-quality optical and ultrastructural studies of whole mammalian brains.</a> Cell Rep Methods. 3 (7), 24 (2023).</li><li>Paul-Gilloteaux, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=eC-CLEM:+flexible+multidimensional+registration+software+for+correlative+microscopies.">eC-CLEM: flexible multidimensional registration software for correlative microscopies.</a> Nat Methods. 14 (2), 102-103 (2017).</li><li>Fenno, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+dual-+and+triple-feature+intersectional+single-vector+delivery+of+diverse+functional+payloads+to+cells+of+behaving+mammals.">Comprehensive dual- and triple-feature intersectional single-vector delivery of diverse functional payloads to cells of behaving mammals.</a> Neuron. 107 (5), 836-853 (2020).</li><li>Shcherbo, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Far-red+fluorescent+tags+for+protein+imaging+in+living+tissues.">Far-red fluorescent tags for protein imaging in living tissues.</a> Biochem J. 418 (3), 567-574 (2009).</li><li>Shen, Y., Chen, Y., Wu, J., Shaner, N. C., Campbell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+of+mCherry+variants+with+long+Stokes+shift,+red-shifted+fluorescence,+and+low+cytotoxicity.">Engineering of mCherry variants with long Stokes shift, red-shifted fluorescence, and low cytotoxicity.</a> PLoS One. 12 (2), e0171257 (2017).</li><li>Ai, H. W., Olenych, S. G., Wong, P., Davidson, M. W., Campbell, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hue-shifted+monomeric+variants+of+Clavularia+cyan+fluorescent+protein:+identification+of+the+molecular+determinants+of+color+and+applications+in+fluorescence+imaging.">Hue-shifted monomeric variants of Clavularia cyan fluorescent protein: identification of the molecular determinants of color and applications in fluorescence imaging.</a> BMC Biol. 6 (13), 1741 (2008).</li><li>Ogoh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual-color-emitting+green+fluorescent+protein+from+the+sea+cactus+Cavernularia+obesa+and+its+use+as+a+pH+indicator+for+fluorescence+microscopy.">Dual-color-emitting green fluorescent protein from the sea cactus Cavernularia obesa and its use as a pH indicator for fluorescence microscopy.</a> Luminescence. 28 (4), 582-591 (2013).</li><li>Bindels, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=mScarlet:+a+bright+monomeric+red+fluorescent+protein+for+cellular+imaging.">mScarlet: a bright monomeric red fluorescent protein for cellular imaging.</a> Nat Methods. 14 (1), 53-56 (2017).</li><li>Xu, P., Xu, T., Zhang, M., Fu, Z., He, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+Epon-embedding-based+correlative+super-resolution+light+and+electron+microscopy.">A protocol for Epon-embedding-based correlative super-resolution light and electron microscopy.</a> Research Square. , (2019).</li><li>Johnson, E., Kaufmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preserving+the+photoswitching+ability+of+standard+fluorescent+proteins+for+correlative+in-resin+super-resolution+and+electron+microscopy.">Preserving the photoswitching ability of standard fluorescent proteins for correlative in-resin super-resolution and electron microscopy.</a> Methods Cell Biol. 140, 49-67 (2017).</li><li>Zhou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liquid-liquid+phase+separation+mediates+the+formation+of+herpesvirus+assembly+compartments.">Liquid-liquid phase separation mediates the formation of herpesvirus assembly compartments.</a> J Cell Biol. 222 (1), 17 (2023).</li><li>Tao, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+and+characterization+of+excitatory+and+inhibitory+synapses+by+cryo-electron+tomography+and+correlative+microscopy.">Differentiation and characterization of excitatory and inhibitory synapses by cryo-electron tomography and correlative microscopy.</a> J Neurosci. 38 (6), 1493-1510 (2018).</li></ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

El protocolo que aquí se presenta es un método de imagen versátil, que puede combinar la información de localización de la proteína diana de la microscopía óptica (LM) y el contexto que rodea a la proteína diana de la microscopía electrónica (EM)6. Con las limitaciones de las proteínas fluorescentes actuales, el método ampliamente utilizado es la microscopía correlativa de luz y electrónica (CLEM), lo que significa que la imagen de LM se realiza antes de la preparación de la muestr...

La microscopía de fluorescencia (FM) se puede utilizar para obtener la localización y distribución de la proteína diana. Sin embargo, se pierde el contexto que rodea a la proteína diana, lo cual es crucial para investigar a fondo la proteína diana. La microscopía electrónica (EM) tiene la resolución de imagen más alta y proporciona varios detalles subcelulares. Sin embargo, EM carece de etiquetado de objetivos. Al fusionar con precisión la imagen de fluorescencia tomada por FM con la imagen gris adquirida por EM, la microscopía correlativa de luz y electrónica (CLEM) puede combinar la información obtenida por estos dos modos de imagen 1,2,3,4.
CLEM es un compromiso entre la fluorescencia y la ultraestructura1. Debido a las limitaciones de las proteínas fluorescentes actuales y a los procedimientos tradicionales de preparación de muestras EM, especialmente el uso de ácido ósmico (OsO4) y resinas hidrofóbicas como el Epon, la ultraestructura siempre compromete la fluorescencia5. OsO4 es un reactivo indispensable en la preparación de muestras EM, que se utiliza para mejorar el contraste de las imágenes EM. En comparación con otras resinas de incrustación, Epon es superior en propiedades de conservación y seccionamiento de la ultraestructura5. Sin embargo, ninguna proteína fluorescente puede retener la señal de fluorescencia después del tratamiento de OsO4 y Epon embedding6. Para superar las limitaciones de las proteínas fluorescentes, se desarrolló el CLEM de pre-inclusión, en el que se realizan imágenes de FM antes de la preparación de la muestra EM6. Sin embargo, el inconveniente de la preincrustación de CLEM es el registro impreciso entre las imágenes FM y EM5.
Por el contrario, el método CLEM posterior a la inclusión realiza la obtención de imágenes FM después de la preparación de la muestra EM, cuya precisión de registro puede alcanzar los 6-7 nm 5,6. Para retener la fluorescencia de las proteínas fluorescentes, se han utilizado concentraciones muy bajas de OsO4 (0,001%)3 o los métodos de preparación de EM congelados a alta presión (HPF) y de sustitución por congelación (FS) 4,7 a expensas de la ultraestructura comprometida o del contraste de la imagen EM. El desarrollo de mEos4b promueve en gran medida el progreso del CLEM posterior a la inclusión, aunque el metacrilato de glicidil se utiliza como resina de inclusión5. Con el desarrollo de mEosEM, que puede sobrevivir a la tinción de OsO4 y a la inclusión de Epon, se logró por primera vez el CLEM de superresolución posterior a la incrustación de Epon, manteniendo la fluorescencia y la ultraestructura simultáneamente6. Después de mEosEM, se desarrollaron varias proteínas fluorescentes que pueden sobrevivir a la tinción de OsO4 y a la inclusión de Epon 8,9,10,11. Esto promueve en gran medida el desarrollo de CLEM.
Hay tres aspectos clave en el CLEM posterior a la incrustación de Epon. La primera es la proteína fluorescente, que debe mantener la señal fluorescente después de la preparación de la muestra EM. De acuerdo con nuestra experiencia, mScarlet es superior a otras proteínas fluorescentes reportadas. La segunda es cómo encontrar la misma célula de la que se obtienen imágenes de FM en imágenes de EM. Para resolver este problema, mejoramos el procedimiento para este paso para que uno pueda encontrar fácilmente la célula objetivo. El último es el método para alinear la imagen FM con la imagen EM. A continuación, detallamos el registro entre las imágenes FM y EM. En este protocolo, expresamos mScarlet en neuronas VGLUT2 y demostramos que mScarlet puede dirigirse a los lisosomas secundarios utilizando Epon post-inclusión de CLEM. Proporcionamos detalles paso a paso para el CLEM posterior a la inclusión de Epon, sin comprometer la fluorescencia y la ultraestructura.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>0.2 M Phosphate Buffer (PB)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>NaH2PO4 &#183; 2H2O+Na2HPO4 &#183; 12H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 M Tris-Cl (pH 8.5)</td>
			<td>Shanghai yuanye Bio-Technology</td>
			<td>R26284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25% Glutaraldehyde (GA)</td>
			<td>Alfa Aesar</td>
			<td>A17876</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abbelight 3D</td>
			<td>Nanolnsights</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10000418</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium hydroxide</td>
			<td>J&#38;K Scientific</td>
			<td>335213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BioPhotometer D30</td>
			<td>eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cleaning buffer of cover glasses</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>50 mL Ammonium hydroxide, 50 mL Hydrogen peroxide, 250 mL H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverglass</td>
			<td>Warner</td>
			<td>64-0715</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DABCO&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>290734</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DDSA</td>
			<td>SPI company</td>
			<td>GS02827</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Desktop centrifuge</td>
			<td>WIGGENS</td>
			<td>MINICEN 10E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diamond knife</td>
			<td>DiATOME</td>
			<td>MX6353</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMP-30</td>
			<td>SPI company</td>
			<td>GS02823</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA transfection reagent</td>
			<td>Thermo Fisher&#160;</td>
			<td>2696953</td>
			<td>Lipofectamine 3000 Transfection Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epon 812&#160;</td>
			<td>SPI company</td>
			<td>GS02659</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10009218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiji image J</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fixative solution&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>4% PFA+0.25% GA+0.02 M PB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formvar</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>9823</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10010618</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold nanoparticles</td>
			<td>Corpuscular</td>
			<td>790120-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gradient resin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Acetone to resin 3:1, 1:1, 1:3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrofluoric acid</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10011118</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen peroxide</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10011218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ICY (https://icy.bioimageanalysis.org/about/)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Easy CLEMv0 Plugin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging chamber</td>
			<td>Thermo Fisher&#160;</td>
			<td>A7816</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large gelatin capsules</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>70117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Mowiol 4-88, Glycerol, 0.2 M Tris-Cl (pH 8.5), DABCO</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mowiol 4-88</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>9002-89-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na2HPO4&#160;&#382;12H2O</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10020318</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4&#160;&#382;2H2O</td>
			<td>SCR</td>
			<td>20040718</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NMA</td>
			<td>SPI company</td>
			<td>GS02828</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oligonucleotide primers</td>
			<td>Takara Biomedical Technology (Beijing)</td>
			<td></td>
			<td>Three oligonucleotides primers were used to detect Vglut2-ires-Cre and wild-type simultaneously. The primers 5,-ATCGACCGGTAATGCAGGCAA-3, and 5,-CGGTACCACCAAATCTTACGG-3, aimed to detect Vglut2-ires-Cre. The primers&#160; 5,-CGGTACCACCAAATCTTACGG-3, and 5,-CATGGTCTGTTTTGAATTCAG-3, aimed to detect wild-type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oscillating microtome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>VT1000S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide</td>
			<td>SCR</td>
			<td>L01210302</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OsO4 solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1% Osmium tetroxide+1.5% K4Fe (CN)6&#183;3H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Amcor</td>
			<td>PM-996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde (PFA)</td>
			<td>SCR</td>
			<td>80096618</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>4% PFA+0.1 M PB</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pioloform</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>63148-65-2</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-lysine&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>25986-63-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium ferrocyanide (K4Fe (CN)6&#183;3H2O)&#160;</td>
			<td>SCR</td>
			<td>10016818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blades</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S2771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handles</td>
			<td>Merck</td>
			<td>S2896-1EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>OLYMPUS</td>
			<td>MVX10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transgenic mice</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td></td>
			<td>Vglut2-ires-Cre mice (strain: 129S6/SvEvTac) were housed in standard conditions (25 &#176;C, a 12 h light/dark cycle, with water and food given ad libitum. Male and Female mice were used at 2&#8211;3 months old, weight range 20-30 g.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transmission electron microscope (TEM)</td>
			<td>FEI</td>
			<td></td>
			<td>TECNAL G2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UA solution (2% UA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Aqueous solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>LEICA EM UC6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl acetate (UA)</td>
			<td>TED PELLA</td>
			<td>19481</td>
			<td>Hazardous chemical</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epon post embedding correlative light and electron microscopy

La microscopía correlativa de luz y electrónica (CLEM) es una microscopía integral que combina la información de localización proporcionada por la microscopía de fluorescencia (FM) y el contexto de la ultraestructura celular adquirida por la microscopía electrónica (EM). CLEM es un compromiso entre fluorescencia y ultraestructura y, por lo general, la ultraestructura compromete la fluorescencia. En comparación con otras resinas de inclusión hidrofílicas, como el metacrilato de glicidilo, HM20 o K4M, Epon es superior en propiedades de conservación y seccionamiento de la ultraestructura. Anteriormente, habíamos demostrado que mEosEM puede sobrevivir a la fijación de tetróxido de osmio y a la inclusión de Epon. Usando mEosEM, logramos, por primera vez, Epon post embeding CLEM, que mantiene la fluorescencia y la ultraestructura simultáneamente. Aquí, proporcionamos detalles paso a paso sobre la preparación de la muestra EM, las imágenes FM, las imágenes EM y la alineación de la imagen. También mejoramos los procedimientos para identificar la misma célula fotografiada por imágenes FM durante la imagen EM y detallamos el registro entre las imágenes FM y EM. Creemos que se puede lograr fácilmente la microscopía electrónica y de luz correlativa posterior a la inclusión de Epon siguiendo este nuevo protocolo en instalaciones EM tradicionales.

Fluorescence microscopy (FM) can be used to obtain the localization and distribution of the target protein. However, the context that surrounds the target protein is lost, which is crucial for investigating the target protein thoroughly. Electron microscopy (EM) has the highest imaging resolution, providing several subcellular details. Nevertheless, EM lacks target labeling. By accurately merging the fluorescence image taken by FM with the gray image acquired by EM, correlative light and electron microscopy (CLEM) can combine the information obtained by these two imaging modes1,2,3,4.
CLEM is a trade-off between fluorescence and the ultrastructure1. Because of the limitations of current fluorescent proteins and the traditional EM sample preparation procedures, especially the use of osmic acid (OsO4) and hydrophobic resins such as Epon, the ultrastructure always compromises fluorescence5. OsO4 is an indispensable reagent in EM sample preparation, which is used to improve the contrast of EM images. Compared with other embedding resins, Epon is superior in ultrastructure preservation and sectioning properties5. However, no fluorescent proteins can retain the fluorescence signal after the treatment of OsO4 and Epon embedding6. To overcome the limitations of fluorescent proteins, pre embedding CLEM was developed, in which FM imaging is done before EM sample preparation6. However, the drawback of pre embedding CLEM is the imprecise registration between the FM and the EM images5.
On the contrary, post embedding CLEM method performs the FM imaging after the EM sample preparation, the registration accuracy of which can reach 6-7 nm5,6. To retain the fluorescence of fluorescent proteins, very low concentrations of OsO4 (0.001%)3 or the high-pressure frozen (HPF) and freeze substitution (FS) EM preparation methods4,7 have been used at the expense of compromised ultrastructure or the contrast of the EM image. The development of mEos4b greatly promotes the progress of post embedding CLEM, although glycidyl methacrylate is used as the embedding resin5. With the development of mEosEM, which can survive the OsO4 staining and Epon embedding, Epon post embedding super-resolution CLEM was achieved for the first time, maintaining the fluorescence and ultrastructure simultaneously6. After mEosEM, several fluorescent proteins that can survive the OsO4 staining and the Epon embedding were developed8,9,10,11. This greatly promotes the development of CLEM.
There are three key aspects to Epon post-embedding CLEM. The first is the fluorescent protein, which should maintain the fluorescent signal after EM sample preparation. According to our experience, mScarlet is superior to other reported fluorescent proteins. The second is how to find the same cell imaged by FM imaging in EM imaging. To solve this problem, we improve the procedure for this step so that one can readily find the targeted cell. The last is the method to align the FM image with the EM image. Here, we detail the registration between the FM and the EM images. In this protocol, we express mScarlet in VGLUT2 neurons and demonstrate that mScarlet can target secondary lysosomes using Epon post-embedding CLEM. We provide step-by-step details for Epon post-embedding CLEM, without compromising the fluorescence and the ultrastructure.

Autor destacado: Avances en microscopía electrónica y de luz correlativa con preservación de proteínas fluorescentes

Microscopía electrónica y de luz correlativa de inclusión posterior a Epon

Correlative light and electron microscopy is a completely stable microscopy technique, which can combine the localization information provided by fluorescent microscopy and is the ultra structure by electron microscopy. However, the mentality of this technique is to preserve the fluorescence of after you have a simple preparation. Using this fluorescent protein, we can achieve correlative light and the electron microscope which can maintain fluorescence and ultra structure simultaneously.

Informes anteriores demostraron que mScarlet puede atacar el lisosoma15. En este protocolo, se inyectó AAV que expresa mScarlet (rAAV-hSyn-DIO-mScarlet-WPRE-pA) en el M1 (ML: ±1.2 AP: +1.3 DV: -1.5) del cerebro de ratón Vglut2-ires-cre utilizando instrumentos estereotáxicos. Siguiendo el protocolo descrito anteriormente, la imagen final correlacionada se muestra en la Figura 4A. La imagen FM se puede alinear con precisión con la imagen EM utiliza...

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Presentamos un protocolo detallado para la microscopía correlativa de luz y electrónica posterior a la inclusión de Epon utilizando una proteína fluorescente llamada mScarlet. Este método puede mantener la fluorescencia y la ultraestructura simultáneamente. Esta técnica es susceptible de una amplia variedad de aplicaciones biológicas.

Correlative light and electron microscopy (CLEM) is a comprehensive microscopy that combines the localization information provided by fluorescence ...

La microscopía correlativa de luz y electrónica es una técnica de microscopía completamente estable, que puede combinar la información de localización proporcionada por la microscopía fluorescente y es la ultraestructura por microscopía electrónica. Sin embargo, la mentalidad de esta técnica es preservar la fluorescencia después de tener una preparación simple. Usando esta proteína fluorescente, podemos lograr luz correlativa y el microscopio electrónico que puede mantener la fluorescencia y la ultraestructura simultáneamente.

epon-post-embedding-correlative-light-and-electron-microscopy

Research

JoVE Journal

Biology

Epon Post Embedding Correlative Light and Electron Microscopy

840 vistas.  Fujian Medical University. La microscopía correlativa de luz y electrónica es una técnica de microscopía completamente estable, que puede combinar la información de localización proporcionada por la microscopía fluorescente y es la ultraestructura por microscopía electrónica. Sin embargo, la mentalidad de esta técnica es preservar la fluorescencia después de tener una preparación simple. Usando esta proteína fluorescente, podemos lograr luz correlativa y el microscopio electrónico que puede mantener la fl...

Video: Autor destacado: Avances en microscopía electrónica y de luz correlativa con preservación de proteínas fluorescentes

Correlative light and electron microscopy (CLEM) is a comprehensive microscopy that combines the localization information provided by fluorescence microscopy (FM) and the context of cellular ultrastructure acquired by electron microscopy (EM). CLEM is a trade-off between fluorescence and ultrastructure, and usually, ultrastructure compromises fluorescence. Compared with other hydrophilic embedding resins, such as glycidyl methacrylate, HM20, or K4M, Epon is superior in ultrastructure preservation and sectioning properties. Previously, we had demonstrated that mEosEM can survive osmium tetroxide fixation and Epon embedding. Using mEosEM, we achieved, for the first time, Epon post embedding CLEM, which maintains the fluorescence and the ultrastructure simultaneously. Here, we provide step-by-step details about the EM sample preparation, the FM imaging, the EM imaging, and the image alignment. We also improve the procedures for identifying the same cell imaged by FM imaging during the EM imaging and detail the registration between the FM and EM images. We believe one can easily achieve Epon post embedding correlative light and electron microscopy following this new protocol in traditional EM facilities.

We present a detailed protocol for Epon post-embedding correlative light and electron microscopy using a fluorescent protein called mScarlet. This method can maintain the fluorescence and the ultrastructure simultaneously. This technique is amenable to a wide variety of biological applications.

Investigación

Biología

Ultrathin Sectioning for Epon Post-Embedding Correlative Light and Electron Microscopy (CLEM)

Corte ultrafino para microscopía correlativa de luz y electrónica posterior a la inclusión de epon (CLEM)

Creating the Navigation Map for CLEM and Preparation of the Ultrathin Sections for Electron Microscopy

Creación del mapa de navegación para CLEM y preparación de las secciones ultrafinas para microscopía electrónica 

Image Analysis of Brightfield and Fluorescence Images of the Mouse Brain Sections for Epon Post-Embedding Correlative Light and Electron Microscopy

Análisis de imágenes de campo claro e imágenes de fluorescencia de las secciones cerebrales de ratón para microscopía electrónica y de luz correlativa posterior a la inclusión de Epon