Nuestra investigación utiliza un modelo de cáncer de riñón en chip para investigar las interacciones entre las células renales sanas y las cancerosas. Este sistema nos ayuda a replicar una condición viva que nos permite estudiar los cambios impulsados por tumores en la expresión génica, la inflamación y el metabolismo. También proporciona información muy clara sobre la progresión del cáncer de riñón y sus efectos en los tejidos sanos circundantes.
El sistema avanzado en chip para el cáncer de riñón utiliza muchos enfoques como la microfluídica, la bioimpresión 3D, las imágenes de alta resolución, los biosensores en tiempo real, la secuenciación de ARN y el cribado CRISPR. Estas tecnologías nos permiten crear una simulación muy precisa de las enfermedades renales vivas que nos permite estudiar las respuestas celulares y los cambios en la expresión génica. Lograr la reproducibilidad en experimentos microfluídicos es un gran desafío.
Los problemas técnicos, como el manejo preciso de líquidos, pueden conducir a una variabilidad en los resultados. Además, las complejas fluctuaciones de los protocolos en los caudales y las condiciones ambientales influyen aún más en los resultados consistentes. Nuestra próxima investigación se centrará en la identificación de microfirmas de ARN asociadas con la progresión del cáncer de riñón y en la evaluación de su potencial como biomarcadores de enfermedades.
Para comenzar, diseñe la cámara requerida que comprende cuatro compartimentos paralelos utilizando un software de diseño asistido por computadora. La cámara debe contener dos compartimentos de celdas, un compartimento de matriz y un canal de conexión. Para la impresión 3D de la cámara, se funde un filamento bioplástico, concretamente polipropileno, utilizando una boquilla de calentamiento y se deposita capa a capa.
Después de la impresión, mezcle 1.000 microlitros de colágeno tipo I con la solución de genepina e hidróxido de sodio mientras mantiene la mezcla en hielo. Agregue con cuidado el agar y la solución de colágeno en los respectivos compartimentos de la matriz de la cámara impresa en 3D. Coloque la cámara en una incubadora de dióxido de carbono a 37 grados centígrados durante 60-90 minutos para permitir que la matriz se polimerice.
A continuación, añadir 150 microlitros de medio de cultivo sobre la matriz e incubar durante la noche. Para la inclusión de células caki-1, agregue 25 microlitros de suspensión celular, seguidos de 75 microlitros de colágeno tipo I en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mililitros. Agita la mezcla a fondo.
Ahora, agregue con cuidado 100 microlitros de gel de agarosa al 2% fundido al tubo y continúe agitando en vórtice hasta que el gel se vuelva homogéneo. Coloque la cámara en la incubadora y mantenga las condiciones a 37 grados centígrados con 5% de dióxido de carbono. Después de una hora, agregue 150 microlitros de medio celular sobre la matriz para evitar que se seque.
Al día siguiente, use una espátula para quitar la matriz de la cámara. Coloque la matriz 3D con células en una placa de 24 pocillos que contenga 1.000 microlitros de medio de cultivo e incube a 37 grados centígrados con 5% de dióxido de carbono durante 24 horas. Para la inyección de pilas RPTEC/TERT1, cargue 10 microlitros de la suspensión de pilas en una micropipeta con una punta de 10 microlitros.
Inyecte cuidadosamente la suspensión celular en la matriz de colágeno solidificado previamente preparada a través del compartimiento celular dentro de la cámara. Coloque la cámara en una incubadora de dióxido de carbono al 5% a 37 grados centígrados. Después de 60 minutos, agregue 150 microlitros de medio celular sobre la matriz para evitar que se seque e incube las células durante 24 horas.
A continuación, retire la matriz de la cámara con una espátula y colóquela en una placa de 24 pocillos que contenga 1.000 microlitros de medio de cultivo e incube a 37 grados centígrados con un 5% de dióxido de carbono. Ahora agregue los geles al chip. Conecte el chip con la matriz celular 3D al sistema de perfusión mediante tubos.
Configure los parámetros del sistema y coloque el chip en la incubadora. Una vez finalizada la perfusión, retire los geles del sistema de perfusión y enjuáguelos con PBS. La tinción con inmunofluorescencia confirmó que la morfología típica de los túbulos renales es continua con una monocapa apretada ubicada en el centro del gel.
El carcinoma de células renales esferoide apareció redondeado y de tamaño homogéneo. La viabilidad celular se mantuvo constante durante el período de cultivo sin tratamientos, como lo demuestra la fuga estable de LDH entre los días uno a cinco. El aumento de la actividad de las caspasas en presencia de células inmunitarias indicó una mayor apoptosis.
Bajo la influencia del carcinoma de células renales esferoide, los túbulos renales exhibieron una expresión enriquecida de genes asociados con la regulación del sistema inmunológico. La secreción de TNF-alfa se elevó en los túbulos renales en el cocultivo con los esferoides del carcinoma de células renales.
