Cultures alternatives pour souches pluripotentes humaines production cellulaire, le maintien et l'analyse génétique

Résumé

Here, we present human pluripotent stem cell (hPSC) culture protocols, based on non-colony type monolayer (NCM) growth of dissociated single cells. This new method, utilizing Rho-associated kinase inhibitors or the laminin isoform 521 (LN-521), is suitable for producing large amounts of homogeneous hPSCs, genetic manipulation, and drug discovery.

Résumé

Human pluripotent stem cells (hPSCs) hold great promise for regenerative medicine and biopharmaceutical applications. Currently, optimal culture and efficient expansion of large amounts of clinical-grade hPSCs are critical issues in hPSC-based therapies. Conventionally, hPSCs are propagated as colonies on both feeder and feeder-free culture systems. However, these methods have several major limitations, including low cell yields and generation of heterogeneously differentiated cells. To improve current hPSC culture methods, we have recently developed a new method, which is based on non-colony type monolayer (NCM) culture of dissociated single cells. Here, we present detailed NCM protocols based on the Rho-associated kinase (ROCK) inhibitor Y-27632. We also provide new information regarding NCM culture with different small molecules such as Y-39983 (ROCK I inhibitor), phenylbenzodioxane (ROCK II inhibitor), and thiazovivin (a novel ROCK inhibitor). We further extend our basic protocol to cultivate hPSCs on defined extracellular proteins such as the laminin isoform 521 (LN-521) without the use of ROCK inhibitors. Moreover, based on NCM, we have demonstrated efficient transfection or transduction of plasmid DNAs, lentiviral particles, and oligonucleotide-based microRNAs into hPSCs in order to genetically modify these cells for molecular analyses and drug discovery. The NCM-based methods overcome the major shortcomings of colony-type culture, and thus may be suitable for producing large amounts of homogeneous hPSCs for future clinical therapies, stem cell research, and drug discovery.

Introduction

La capacité de hPSCs de différencier vers les tissus adultes multilignée a ouvert de nouvelles voies pour le traitement des patients qui souffrent de maladies graves qui impliquent cardiovasculaires, hépatiques, pancréatiques, et les systèmes neurologiques ^1-4. Différents types de cellules dérivées de hPSCs seraient également fournir des plates-formes cellulaires robustes pour la modélisation de la maladie, le génie génétique, le dépistage des drogues et de tests toxicologiques ^1,4. La question clé qui assure leurs applications cliniques et pharmacologiques futures est la génération d'un grand nombre de hPSCs clinique de qualité à travers la culture de cellules in vitro. Cependant, les systèmes de culture actuels sont insuffisants ou de nature variable, impliquant diverses cultures nourricières et sans alimentation-de hPSCs les colonies ^5,6.

croissance de type colonie d'actions hPSCs de nombreuses caractéristiques structurelles de la masse cellulaire interne (ICM) d'embryons de mammifères début. L'ICM est sujette à se différencier en trois feuillets germinatifsdans un environnement multicellulaire du fait de l'existence de gradients de signalisation hétérogènes. Ainsi, l'acquisition de l'hétérogénéité dans le développement précoce de l'embryon est considéré comme un processus nécessaire à la différenciation, mais une caractéristique non désirée de la culture HPSC. L'hétérogénéité de la culture HPSC est souvent induite par des signaux apoptotiques excessives et différenciation spontanée en raison des conditions de croissance sous-optimales. Ainsi, dans le type de colonies de culture, les cellules hétérogènes sont souvent observés dans la périphérie des colonies ^7,8. Il a également été montré que les cellules dans les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) colonies réponses différentielles d'exposition à des molécules telles que BMP-4 ⁹ signalisation. En outre, les méthodes de culture des colonies produisent des rendements de cellules faibles ainsi que les taux de cryoconservation de récupération très faible de cellules en raison de taux de croissance et signalisation apoptotique incontrôlables cheminements de ^6,9. Ces dernières années, diverses cultures en suspension ont été développés pour hPSCs de culture, particulArly pour l'expansion de grandes quantités de hPSCs en alimentation-et les conditions sans matrice ^6,10-13. Il est évident que différents systèmes de culture ont leurs propres avantages et inconvénients. En général, la nature hétérogène de hPSCs représente l'un des principaux inconvénients des méthodes colonie de type et de la culture agrégées, qui sont sous-optimal pour la livraison des matériaux d'ADN et d'ARN dans hPSCs pour le génie génétique ^6.

De toute évidence, il est impératif de développer de nouveaux systèmes qui contournent certaines lacunes des méthodes de culture actuelles. Les découvertes d'inhibiteurs de petites molécules (comme l'inhibiteur de ROCK Y-27632 et JAK inhibiteur 1) qui améliorent la survie de cellule unique ouvrent la voie à dissociée-HPSC culture ^14,15. Avec l'utilisation de ces petites molécules, nous avons récemment développé un procédé de culture en fonction du type non-colonie (MR) de la croissance dissociées ^hPSCs-9. Cette nouvelle méthode de culture combine à la fois des passages à cellule unique et de haute densitéplacage méthodes, ce qui nous permet de produire de grandes quantités de hPSCs homogènes sous des cycles de croissance cohérentes sans grandes anomalies chromosomiques ^9. En variante, la culture peut être mise en œuvre NCM avec différentes petites molécules et des matrices telles que définies (laminines) afin d'optimiser le procédé de culture pour les applications de large. Ici, nous présentons plusieurs protocoles détaillés sur la base de la culture NCM et délimiter des procédures détaillées pour l'ingénierie génétique. Pour démontrer la polyvalence de protocoles MR, nous avons également testé la culture NCM avec des inhibiteurs de ROCK diverses et avec la seule isoforme de laminine 521 (c.-à-LN-521).

Protocole

Base unique cellule non-colonie de type monocouche (NCM) culture de hPSCs.

1. Préparatifs

1. Ajoutez 500 ml de milieu de culture de fibroblastes embryonnaires de souris (MEF): milieu DMEM supplémenté avec 10% de FBS, 2 mM de L-glutamine et 0,1 mM d'acides aminés non essentiels (NEAA).
2. Isoler les fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) des cellules dérivées de la souche CF1 suivant un protocole de routine ¹⁶ et MEF culture sur 0,1% de gélatine revêtues plaque à 6 puits de culture de cellules dans du milieu DMEM. Sinon, acheter des actions du MEF au passage 3 de ressources commerciales.
3. Préparer plaques Matrigel.
   1. Diluer 5 ml de CSEh qualifié Matrigel actions avec 5 ml de milieu DMEM/F12 (refroidi à ~ 4 ° C) et l'enregistrer comme 50% des aliquotes dans un congélateur à -20 ° C. Décongeler le stock congelé Matrigel dans un réfrigérateur (4 ° C ~) O / N et diluer encore le Matrigel dans du milieu DMEM/F12 froid (pour donner lieu à une concentration de travail de 2,5%).
   2. Manteau 6 puits des plaques de culture cellulaire avec 1,5 ml de 2,5% Matrigel par puits, de stocker les plaques enduites au réfrigérateur O / N (Note: utiliser la plaque Matrigel revêtu dans les 2 semaines).
   3. Retirer la plaque Matrigel du réfrigérateur, laisser la plaque se réchauffer à la température ambiante dans la hotte de culture cellulaire pour 10 à 30 min (Note: ne pas chauffer la plaque dans un incubateur de culture cellulaire), et aspirer milieu DMEM avant le placage hPSCs.
4. Ajoutez 500 ml de milieu de hESC: moyenne de 80% de DMEM/F12, 20% KSR, 2 mM de L-glutamine, 0,1 mM d'acides aminés non essentiels, 0,1 mM de β-mercaptoéthanol, et 4 ng / ml de FGF-2.
5. Préparer 10 ml de 2X HPSC milieu de congélation: 60% de FBS, 20% de DMSO et 20 uM Y-27632 dans un milieu mTeSR1, stériliser par filtration, et utiliser le support dans 1 semaine.

. 2 Protocole 1 (de base): Cultivez HPSC colonies en distribution

1. Utilisez des numéros de passage du MEF à 5 ou 6 (désigné comme P5 et P6) pour la culture HPSC afin d'obtenir résul cohérentets. Inactiver mitotique MEF en traitant les cellules avec 10 pg / ml C mitomycine pendant 3 heures à 37 ° C, laver les cellules 3 fois avec du tampon phosphate salin de 1X Dulbecco (D-PBS), puis se dissocient MEF avec 0,05% de trypsine dans 0,53 mM EDTA. Sinon, irradier MEF à une dose de 8000 rads avec un irradiateur X-ray.
2. Compter le nombre de cellules en utilisant la méthode d'exclusion du colorant bleu Trypan sous microscope. Vous pouvez également utiliser un compteur de cellules automatique.
3. Plate MEF irradiés sur des plaques de polystyrène à 6 puits revêtus avec 0,1% de gélatine à une densité de 1,88 x 10 ⁵ cellules par puits (par exemple, 1,96 x 10 ⁴ cellules / cm ^2). Incuber les cellules à 37 ° C et 5% _de CO2 pendant 24 heures.
4. Retirez le milieu de culture MEF par aspiration avec une pipette Pasteur (Remarque: aucun des étapes de lavage nécessaires à ce moment).
5. Colonies triturer HPSC de la culture précédente en petits bouquets, examinent les touffes sous microscope pour s'assurer que leurs tailles allant from 50 à 100 um de diamètre, et de la plaque touffes HPSC sur le dessus de couches nourricières du MEF dans un puits contenant 2 ml de milieu HPSC.
6. Changer CSEh moyen quotidien de 3 à 5 jours, une croissance record de la colonie par la photo, marquer les colonies morphologiquement modifiés ou différenciées (~ 5%), et supprimer manuellement les colonies marquées par aspiration doucement avec une pipette Pasteur.
7. Rincer les colonies restantes sur les MEF deux fois (2 min chacun avec du D-PBS) et incuber les colonies avec 2 ml de 1 mg / ml de collagénase IV en milieu HPSC pendant 10 à 30 min), et examiner le détachement des colonies HPSC de l' MEF surface revêtue (Remarque: Utilisez un grattoir pour aider le processus de détachement que si les colonies sont étroitement attachés à la plaque).
8. Ajouter 5 ml de milieu HPSC à chaque puits pour minimiser les réactions enzymatiques, les colonies de transfert à un tube de 15 ml, permet colonies HPSC dans les sédiments de 3 à 5 min à température ambiante, et de veiller à la sédimentation des colonies par la visualisation directe de la caunes au fond du tube (Note: ne pas centrifuger le tube à cette étape).
9. Retirez les surnageants contenant MEF résiduelles et dissocié des cellules individuelles, remettre en suspension les colonies avec 5 ml de milieu de CSEh, et répéter deux fois l'étape de sédimentation.
10. Retirez les moyennes, les colonies triturer HPSC en petits bouquets, magasin en 1X HPSC milieu de congélation (ou CryoStore CS10 milieu de congélation) pour la cryoconservation (1 confluent bien par flacon congelé) ou une plaque sur une plaque à 6 puits pour des passages de cellule.

3 protocole n ° 2:. Autre HPSC colonies de mangeoires pour NCM

1. Rincer pastilles HPSC par D-PBS une fois, incuber les boulettes avec 1 ml d'Accutase 1X pendant 10 min, et la réaction enzymatique examiner au microscope pour assurer la dissociation de cellule unique.
2. Terminer les réactions enzymatiques en remettant en suspension les cellules doucement dans 5 ml de milieu contenant 10 uM mTeSR1 Y-27632 suivie d'une centrifugation à 200 x g à température ambiante pendant 5 min(Note, ne pas utiliser les forces de centrifugation excessives qui causent des dommages aux cellules).
3. Ajouter 5 ml de milieu mTeSR1 au culot, remettre le culot de cellules individuelles, et filtre dissocié cellules à travers un tamis cellulaire de 40 pm (pour éviter les agrégats de cellules résiduelles).
4. Semences 1.3-2 x 10 ⁶ hPSCs dans un puits (1.4 à 2.1 x 10 ⁵ cellules / cm ²⁾ d'une plaque à 6 puits revêtu de 2,5% CSEh qualifié Matrigel, ajoutent moyen mTeSR1 jusqu'à 2,5 ml, et comprennent 10 uM Y-27632 dans le milieu (pour faciliter le départ de 24 h à cellule unique placage). Sinon, utiliser les petites molécules suivantes pour remplacer 10 uM Y-27632 pour l'amélioration de placage seule cellule: 1 uM Y-39983 (ROCK je inhibiteur), 1 uM phenylbenzodioxane (inhibiteur ROCK II), 1 uM thiazovivin (un inhibiteur de ROCK roman) , et l'inhibiteur de JAK 2 pM 1.
5. Remplacez le support avec un milieu de mTeSR1 sans drogue le jour suivant (à moins de 24 h), dissocier les cellules d'un supplémentbien, et compter le nombre de cellules pour déterminer l'efficacité de placage seule cellule (Note: environ 50 à 90% de mono-cellulaire efficacité de placage qui peut être atteint à ce stade).
6. Permettent aux cellules de se développer comme un seul formé de cellules monocouche pour quelques jours avec 3 ml de milieu mTeSR1. Changer le milieu tous les jours.
7. Empiriquement déterminer le calendrier pour repiquer adapté MR en fonction de la densité cellulaire. Passage lorsque la croissance cellulaire atteint confluence à jour 3 ou 4 jours, ou au point de temps de 4 heures après la disparition des frontières de cellule à cellule. Dissocier les cellules dans 1 ml d'Accutase, utiliser un rapport de 1 à 3 de fendage (c.-à-confluente bien une des cellules étalées dans 3 puits de plaque à 6 puits) de passages des cellules, et de stabiliser adapté NCM par cinq passages.
8. Cellule de congélation
   1. Utiliser un puits de confluence (5-6 ~ x10 ⁶ cellules) pour un flacon congelé: dissocier les cellules d'un puits confluentes avec 1 ml d'Accutase pendant 10 min.
   2. Diluer with 5 ml de mTeSR1 cellules moyen et centrifugation comme décrit ci-dessus.
   3. Reprendre le culot dans 500 ul de milieu mTeSR1 puis ajouter lentement 500 pi de 2X HPSC milieu de congélation (contenant 20 uM Y-27632) dans un flacon de cryoconservation. En variante, remettre en suspension les cellules dans 1X HPSC milieu de congélation contenant un inhibiteur de JAK 2 uM 1 ou 1X milieu CryoStor CS10 en présence de 10 pM soit Y-27632 ou 2, l'inhibiteur de JAK de 1 uM.
   4. Placez les flacons congelés dans un réservoir cryogénique de glace réfrigéré (en bas-rempli avec isopranol) et transférer immédiatement le cryogénique à -80 ° C congélateur.
   5. les cellules de transfert à partir de la congélation de -80 ° C à un réservoir d'azote liquide (le jour suivant) pour la cryoconservation à long terme.
9. Cellule dégel
   1. Utiliser un flacon de cryoconservation pour le placage 1 puits d'une plaque à 6 puits.
   2. Préchauffer mTeSR1 milieu dans un bain à 37 ° C de l'eau pendant 10 min, les cellules de dégel dans le même bain d'eau pendant 2 min,goutte à goutte ajouter des cellules à 5 ml de milieu mTeSR1 préchauffé contenant 10 uM Y-27632, et centrifuger comme décrit ci-dessus.
   3. Resuspendre doucement les boulettes de cellules avec 2 ml de milieu mTeSR1 contenant 10 uM Y-27632 et transférer progressivement les cellules à un bien pré-enduit de Matrigel (Remarque: éviter de produire des bulles d'air).
   4. Changer moyen quotidien et s'attendent à une croissance HPSC pour atteindre la confluence à jour 3 ou 4.

4 Protocole 3:. Autre HPSC colonies sur Matrigel à NCM Culture

1. Retirer une plaque revêtue de Matrigel réfrigérateur, placez la plaque dans la culture de tissus capot pour 10 à 30 min, retirez le support de chaque puits de la plaque, et ajouter 2 ml de milieu mTeSR1 préchauffé à chaque puits.
2. Transfert des touffes HPSC trituré à partir de la culture d'alimentation (étape 2.10 du protocole de base) à la plaque de Matrigel ci-dessus. Ajouter à moyen mTeSR1 jusqu'à 2,5 ml volume final dans chaque puits.
3. Changer le milieu tous les jours pendant 3 à 4 jourss jusqu'à ce que les colonies atteignent 80 à 90% de confluence.
4. Pour des passages de cellule: rincer les colonies avec D-PBS deux fois, traiter les cellules avec 1 ml de 2 mg / ml dispase à 37 ° C pendant 15 à 20 minutes, et les cellules de sédiments et de passage comme les grumeaux.
5. Pour la culture NCM: répétez les étapes 3.1 à 3.9 décrites dans le protocole 2.

5 Protocole 4:. NCM Culture de hPSCs sur LN-521

1. Décongeler la solution recombinant LN-521 à 4 ° C avant le jour de l'utilisation et de préparer la solution de revêtement de la laminine (LCS) en diluant la laminine décongelé avec 1X D-PBS (contenant du Ca ^{2 +} / Mg ^{2 +)} à une concentration finale de 10 pg / ml.
2. Ajouter 1 ml de la LCS à un puits dans une plaque à 6 puits (note: éviter à sec pendant le processus de revêtement).
3. Sceller la plaque enduite avec du Parafilm pour éviter l'évaporation et stocker la plaque au réfrigérateur (4 ° C) O / N (note: utiliser la plaque dans 1 semaine).
4. Retirez délicatement les LCS avec une pipette Pasteur sans pouruching la surface revêtue et ajouter 2 ml de milieu mTeSR1 pour un bien.
5. Réchauffer toutes les solutions de culture (y compris D-PBS) dans un bain à 37 ° C de l'eau pendant 25 min.
6. Convertir colonies HPSC à NCM
   1. Dissocier les agrégats de cellules à cellules individuelles avec Accutase comme décrit dans le protocole 2.
   2. Semences 1.3-2 x 10 ⁶ hPSCs dans un puits LN-521-enduit (1.4 à 2.1 x 10 ⁵ cellules / cm ²⁾ sans la présence d'inhibiteurs de ROCK.
   3. Changer le milieu tous les jours pendant 3 à 4 jours.
   4. Dissocier les cellules dans 1 ml d'Accutase au jour 3 ou 4, pour le repiquage de la cellule suivante en utilisant un rapport de 1 à 3 de fendage.

. 6 Protocole 5: NCM Culture pour l'ADN plasmidique transfection

1. Adapter colonies HPSC à la culture NCM comme décrit dans les protocoles de 2 à 4.
2. Plate dissocié hPSCs en plaque de 12 puits avec une densité de cellules de 7,5 x 10 ⁵ cellules / puits dans du milieu mTeSR1 en présence de 10 pM de Y-27632.
3. Remplacer moyen mTeSR1 avec le milieu mTeSR1 sans drogue entre 4-8 heures après l'étalement des cellules.
4. Pour chaque transfection, diluer 2,5 pg de plasmides d'expression (par exemple, pmaxGFP) et 5 ul de Lipofectamine 2000 dans des tubes Eppendorf séparées dans 125 pi de chacun d'Opti-MEM Reduced Serum Medium.
5. Après 5 min, mélanger les réactifs dilués et incuber pendant 20 min à température ambiante (pour former des complexes de transfection).
6. Ajouter les complexes de transfection de 250 ul à chaque puits contenant 1 ml hPSCs en milieu mTeSR1 et incuber les cellules à 37 ° C dans un incubateur à CO ₂ pendant 24 heures.
7. Examiner l'efficacité de la transfection sous un microscope à fluorescence et la photographie de manière aléatoire pour le calcul de l'efficacité de transfection réelle.

. 7 Protocole 6: NCM Culture pour la transfection de microARN

1. Dissocier hPSCs semi-confluentes à jour 2 dans des conditions NCM en ajoutant 1 ml de Accutase par puits dans 6 Puits plaque.
2. Ajouter 10 ml de milieu mTeSR1 pour diluer les réactions enzymatiques et centrifuger à 200 g pendant 5 min.
3. Reprendre le culot cellulaire avec du milieu mTeSR1, ensemencer les cellules à une densité de 7,5 x 10 ⁵ cellules par puits dans une plaque de 12 puits dans un milieu contenant 10 uM mTeSR1 Y-27632, et que les cellules se fixent pendant 4 heures.
4. Remplacez le support avec le milieu Y27632 sans mTeSR1.
5. Utilisez disponible dans le commerce microARN (par exemple, un miRIDIAN miRNA contrôle de transfection non-ciblage marqué avec Dy547). Titrer des concentrations allant de 0 à 160 nm en utilisant les réactifs fournis et suivez les instructions du fabricant.
6. Optimiser l'efficacité de la transfection pour chaque concentration en traits HPSC par imagerie de la fluorescence Dy547 des cellules vivantes sous un microscope à 24 h après la transfection.
7. Calculer les efficacités de transfection en fonction du pourcentage de cellules positives Dy547 sur toutes les cellules imagées.

. tle "> 8 Protocole 7: NCM Culture pour la transduction du vecteur lentiviral

1. Répétez les étapes 7.1 à 7.4 du Protocole 6.
2. Calculer les quantités de particules virales à être utilisés pour la transduction: Utilisez la formule suivante: TU = (MOI x CN) / VT, alors TU représente le nombre total d'unités de transformation, MOI est égale à la multiplicité souhaitée de l'infection dans le puits (MOI ou TU / cellule), le CN indique le nombre de cellules dans chaque puits, et VT indique d'titres viraux (TU / ml). Par exemple, étant donné que les actions des titres viraux pour SMART-shRNA vecteur est égal à 1 x 10 ⁹ TU / ml (unités de transformation par ml), 7,5 x 10 ⁵ cellules par puits au moment de la transduction, et une MOI attendue de 20: 15 utilisent pl des actions particules virales pour chaque bien (à noter: cette condition est recommandé pour l'induction transitoire lentivirus).
3. Préchauffage 300 ul de milieu mTeSR1 avec 10 mg / ml de polybrène pendant 30 min.
4. Ajouter 15 ul de particules virales dans d'le milieu mTeSR1 préchauffé contenant polybrene et mélanger doucement la solution.
5. Remplacer le milieu de culture de cellules avec 300 pi de milieu préchauffé contenant les particules virales.
6. Après 4 heures d'incubation, examiner turboGFP fluorescence (un fabricant d'expression shRNA) pour déterminer l'efficacité de transduction.
7. Ajouter 300 ul de milieu mTeSR1 supplémentaire pour la transduction bien lorsque les cellules commencent à exprimer turboGFP.
8. Après 12-16 heures d'incubation, réexaminer expression turbo-GFP.
9. Réaliser des expériences de suivi souhaités avec ces cellules transduites dans les 72 heures.

Résultats

Un schéma général de la culture NCM

La figure 1 représente un schéma typique de culture NCM montrant les changements dynamiques de hPSCs après placage à forte densité de cellule unique en présence de l'inhibiteur de ROCK Y-27632. Ces changements morphologiques comprennent des connexions intercellulaires après placage, la formation de grappes cellulaires, et la croissance cellulaire exponentielle suivie d'une condensation de cellules

Discussion

Il ya deux façons principales de hPSCs de culture in vitro: culture classique de type colonie (des cellules sur des mangeoires ou des matrices extracellulaires) et de la culture de suspension de hPSCs que les agrégats sans mangeoires ^6. Les limites de ces deux type de colonie et de la suspension des méthodes de culture comprennent hétérogénéité accumulé et les changements épigénétiques héritables. NCM culture, sur la base à la fois des passages à cellule unique et à haute den...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Countess automated cell counter	Invitrogen Inc.	C10227	Automatic cell counting
Faxitron Cabinet X-ray System	Faxitron X-ray Corporation, Wheeling, IL	Model RX-650	X-ray irradiation of MEFs
MULTIWELL 6-well plates	Becton Dickinson Labware	353046	Polystyrene plates
DMEM	Invitrogen Inc.	11965–092	For MEF medium
Mitomycin C	Roche	107409	Mitotic inhibitor
Trypsin	Invitrogen Inc.	25300-054	For MEF dissociation
DMEM/F12	Invitrogen Inc.	11330–032	For hPSC medium
Opti-MEM I Reduced Serum Medium	Invitrogen Inc.	31985-062	For hPSC transfection
Heat-inactivated FBS	Invitrogen Inc.	16000–044	Component of MEF medium
Knockout Serum Replacement	Invitrogen Inc.	10828–028	KSR, Component of hPSC medium
Dulbecco’s Phosphate-Buffered Saline	Invitrogen Inc.	14190-144	D-PBS, free of Ca2+/Mg2+
Non-essential amino acids	Invitrogen	11140–050	NEAA, component of hPSC medium
L-Glutamine	Invitrogen	25030–081	Component of hPSC medium
mTeSR1 & Supplements	StemCell Technologies	5850	Animal protein-free
TeSR2 & Supplements	StemCell Technologies	5860	Xeno-free medium
β-mercaptoethanol	Sigma	M7522	Component of hPSC medium
MEF (CF-1) ATCC	American Type Culture Collection (ATCC)	SCRC-1040	For feeder culture of hPSCs
hESC-qualified Matrigel	BD Bioscience	354277	For feeder-free culture of hPSCs
Laminin-521	BioLamina	LN521-02	Human recombinant protein
FGF-2 (recombinant FGF, basic)	R&D Systems, MN	223-FB	Growth factor in hPSC medium
CryoStor CS10	StemCell Technologies	7930
Accutase	Innovative Cell Technologies	AT-104	1X mixed enzymatic solution
JAK inhibitor I	EMD4 Biosciences	420099	An inhibitor of Janus kinase
Y-27632	EMD4 Biosciences	688000	ROCK inhibitor
Y-27632	Stemgent	04-0012	ROCK inhibitor
Y-39983	Stemgent	04-0029	ROCK I inhibitor
Phenylbenzodioxane	Stemgent	04-0030	ROCK II inhibitor
Thiazovivin	Stemgent	04-0017	A novel ROCK inhibitor
BD Falcon Cell Strainer	BD Bioscience	352340	40 µm cell strainer
Nalgene 5100-0001 Cryo 1 °C	Thermo Scientific	C6516F-1	“Mr. Frosty” Freezing Container
Lipofectamine 2000	Invitrogen Inc.	11668-027	Transfection reagents
DharmaFECT Duo	Thermo Scientific	T-2010-02	Transfection reagent
Non-targeting miRIDIAN miRNA Transfection Control	Thermo Scientific	IP-004500-01-05	Labeled with Dy547, to monitor the delivery of microRNAs
SMART-shRNA	Thermo Scientific	To be determined	Lentiviral vector
pmaxGFP	amaxa Inc (Lonza)	Included in every transfection kit	Expression plasmid for transfection control
Oct-4	Santa Cruz Biotechnology	sc-5279	Mouse IgG2b, pluripotent marker
SSEA-1	Santa Cruz Biotechnology	sc-21702	Mouse IgM, differentiation marker
SSEA-4	Santa Cruz Biotechnology	sc-21704	Mouse IgG3, pluripotent marker
Tra-1-60	Santa Cruz Biotechnology	sc-21705	Mouse IgM, pluripotent marker
Tra-1-81	Santa Cruz Biotechnology	sc-21706	Mouse IgM, pluripotent marker
CK8 (C51)	Santa Cruz Biotechnology	sc-8020	Mouse IgG1, against cytokeratin 8
α-fetoprotein	Santa Cruz Biotechnology	sc-8399	AFP, mouse IgG2a
HNF-3β (P-19)	Santa Cruz Biotechnology	sc-9187	FOXA2, goat polyclonal antibody
Troponin T (Av-1)	Thermo Scientific	MS-295-P0	Mouse IgG1
Desmin	Thermo Scientific	RB-9014-P1	Rabbit IgG
Anti-NANOG	ReproCELL Inc, Japan	RCAB0004P-F	Polyclonal antibody
Rat anti-GFAP	Zymed	13-0300	Glial fibrillary acidic protein
Albumin (clone HSA1/25.1.3)	Cedarlane Laboratories Ltd.	CL2513A	Mouse IgG1
Smooth muscle actin (clone 1A4)	DakoCytomation Inc	IR611/IS611	Mouse IgG2a
Nestin	Chemicon International	MAB5326	Rabbit polyclonal antibody
TUBB3	Convance Inc	MMS-435P	Tuj1, mouse IgG2a
HNF4α (C11F12)	Cell Signaling Technologies	3113	Rabbit monoclonal antibody
Paraformaldehyde (solution)	Electron Microscopy Sciences	15710	PFA, fixative, diluted in D-PBS