Préparation et caractérisation d'un libre-Transgene humain souches pluripotentes induites lignée cellulaire et la conversion en des conditions définies de qualité clinique

Résumé

We describe a protocol for deriving lentiviral-based reprogrammed and characterized factor-free human induced pluripotent stem cells and conversion into putative clinical-grade conditions.

Résumé

Anthropiques cellules souches pluripotentes (de hiPSCs) peuvent être générés avec des méthodologies de reprogrammation base lentivirus. Toutefois, des traces de gènes potentiellement oncogènes restants dans les régions activement transcrits du génome, limitent leur potentiel pour une utilisation dans des applications thérapeutiques humaines ^1. En outre, les antigènes non-humains issus de la reprogrammation de cellules souches ou la différenciation en dérivés thérapeutiques pertinentes empêchent ces hiPSCs d'être utilisé dans un contexte clinique humain ^2. Dans cette vidéo, nous vous présentons une procédure pour reprogrammer et analyser hiPSCs gratuitement facteur-libres de transgènes exogènes. Ces hiPSCs peuvent ensuite être analysés pour des anomalies d'expression génique spécifique dans l'intron contenant le lentivirus. Cette analyse peut être effectuée en utilisant sensible réaction en chaîne par polymérase quantitative (PCR), qui a un avantage sur les techniques moins sensibles précédemment utilisé pour détecter l'expression du gène ³ différences. La conversion totale ende qualité clinique bonnes pratiques de fabrication (BPF) des conditions, permet pertinence clinique humaine. Notre protocole offre une autre méthode-à condition que les critères actuels exemptées seront étendre et inclure caractérisés dérivés de libre-facteur-base-hiPSC pour des applications à des fins thérapeutiques humains découlant hiPSCs de qualité GMP, ce qui devrait éliminer tout risque d'immunogénicité due à des antigènes non-humains. Ce protocole est largement applicable aux cellules reprogrammées lentiviraux de tout type et fournit une méthode reproductible pour convertir cellules reprogrammées dans des conditions de qualité GMP.

Introduction

Adult human cells have been shown to be capable of undergoing epigenetic remodeling and reprogramming, as a result of lentiviral-based expression of four key transcription factors^4,5. An important advancement in the reprogramming field was the use of a single excisable lentiviral stem cell cassette (STEMCCA), which housed all four reprogramming transcription factors that allowed a precise stoichiometric ratio of protein expression⁶. Additionally, when transduced in specific multiplicity of infection ranges, STEMCCA can lead to predominantly single genomic integration events during the reprogramming process⁷. The introduction of an excisable version of STEMCCA, which utilizes Cre/loxP technology followed by excision of the reprogramming vector after derivation of the stem cell line, enabled factor-free human induced pluripotent stem cell (hiPSC) lines to be derived⁸. Additionally, in order to enhance therapeutic applications of hiPSCs, a novel, quick, and readily applicable methodology for good manufacturing practice (GMP)-grade cell line conversion, from xeno-containing to xeno-free conditions, needed to be implemented. Here, we discuss a relevant methodology that more precisely assesses integrated gene expression differences, specifically when integrated into an intron, and clinical-grade cell conversion into putative GMP conditions.

Previous research has used only relatively insensitive microarray transcriptional analysis to analyze gene expression differences in integrated genes after STEMCCA transduction^3,9. Here, we introduce the methodology of sensitive quantitative polymerase chain reaction (PCR) analysis, to further examine integrated gene expression differences. Importantly, current safe-harbor criteria discard hiPSCs that have genes with viral integrations, thus limiting the applicability of these cells for downstream human cellular therapeutics⁹. We propose that the status quo may change with the use of fully characterized and transgene-free intronically reprogrammed hiPSCs. Additionally, we introduce a robust GMP-grade cell conversion protocol that can be readily applied to a variety of different cell types, which were originally derived under xeno-containing conditions¹⁰. This provides significant opportunities for the development of future cell reprogramming experiments, which require clinical-grade conditions to maintain human therapeutic relevance.

These methodologies provide a foundation upon which current safe-harbor criteria may be expanded to include characterized STEMCCA reprogrammed hiPSC lines that maintain a normal gene expression profile after STEMCCA excision from the integrated intron. Also, full conversion into clinical-grade conditions, free from non-human animal antigens, will help to incorporate many more cell types, which have previously been reprogrammed and characterized only in xeno-containing conditions. These methodologies combined, are persuasive grounds for the US Food and Drug Administration (FDA) to consider expanding their limited approval from human embryonic stem cell (ESC)-based therapeutics to hiPSC-based therapeutics¹¹.

We recently detailed the derivation of a factor-free hiPSC line that was fully characterized and converted into putative clinical-grade conditions¹⁰. Here, we detail the protocol for hiPSC derivation by utilizing the STEMCCA lentivirus. These stem cells then undergo an excision process followed by gene expression characterization. Finally, the hiPSCs are converted over into GMP-grade conditions by a slow conversion methodology.

Protocole

NOTE: Cette méthode a été utilisée dans la recherche présentée dans la crainte et al ^10..

1. Reprogrammation adulte humain fibroblastes dermiques avec STEMCCA

1. Fibroblastes dermiques adulte Thaw humaines (HUF), passage 4 ou inférieures, dans un bain d'eau à 37 ° pendant 2 min, en prenant soin de ne pas submerger le haut du flacon avec de l'eau.
2. Placez la pâte de 1 ml de fibroblastes humains dans une fiole conique de 15 ml et placer lentement 4 ml de milieu HUF standard, pré-chauffé à 37 ° C, dans un mode goutte à goutte, pour diluer sur le diméthylsulfoxyde (DMSO) et remettre en suspension les cellules.
3. Centrifuger le flacon à 200 xg pendant 10 min à température ambiante. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules dans un volume adéquat de médias pour créer une suspension de 100 000 cellules / ml, puis ajouter 2 ml dans un puits d'une plaque à six puits, pré-revêtu pendant 20 minutes avec 0,2% de gélatine.
   REMARQUE: Une sœur bien avec un nombre égal de cellules par ligne et l'état doit être ensemencée for le comptage / de multiplicité d'infection (MOI) de calcul cellule.
4. Rock the côté de la plaque à l'autre et d'avant en arrière pour répartir les cellules. Incuber pendant une nuit à 37 ° C, 5% _de CO2 dans un incubateur humidifié.
5. Le jour de transduction, d'obtenir le nombre de cellules (s) de la sœur bien (s) environ 24 heures après l'étalement de HUF initiale.
6. Dégeler 2 x 10 ⁸ TU, ou équivalent, concentré lentiviral (STEMCCA) et diluer à 1 x 10 ⁸ TU / ml en HUF médias.
7. Transduction de cellules à un rapport 10-MOI en HUF médias supplémenté avec 8 pg / ml agent de transfection. Mélanger uniformément transduites puits et incuber pendant une nuit à 37 ° C, 5% _de CO2 dans un incubateur humidifié.
8. Environ 24 heures après transduction lentivirale, basculer les médias HUF de cellules souches pluripotentes humaines (CFP) milieu standard.
9. Le jour 2 à 6, changer de support quotidienne avec le milieu CFP humaine.
10. Au jour 6, plaque deux 0,2% revêtues de gélatine plaques de 10 cm de1,5 à 1,75 x 10 ⁶ MEF provenant de souris CF1 en HUF médias ^12.
11. Au jour 7, en faisant attention de ne pas centrifuger plus de 100 XG, l'utilisation la température ambiante de la trypsine pour décoller les jours 7 fibroblastes reprogrammés d'un puits de la plaque à six puits et le passage à un rapport 01:16, en étalant toutes les cellules de façon égale entre deux plaques de 10 cm, avec les médias CFP humain frais, qui ont été plaqué avec MEF la veille. Distribuer des agrégats de cellules dans un mouvement en spirale dans le sens horaire et le lieu dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur humidifié nuit.
12. Environ 48 heures après l'ensemencement des cellules reprogrammées sur MEF et tous les jours par la suite, changer les médias CFP humains passés avec des milieux frais.
13. Après 3 à 4 semaines, prélever des colonies individuelles avec typique ESC comme la morphologie avec une aiguille de calibre 21 et de sous-cloner les dans une plaque de 24 puits en plaçant environ 8 à 10 morceaux individuels de colonies spécifiques dans des puits individuels dans un 0,2% de gélatine-couché plaque de 24 puits de pré-amorçageed avec FAE provenant de souris CF1 en milieu CFP humaine.
    NOTE: Après l'expansion des colonies cueillies, les colonies doivent être caractérisée comme pluripotentes par la formation de corps embryoïdes et l'analyse de l'expression des marqueurs de pluripotence au niveau de la protéine.

2. vecteur d'intégration Analyse du site et STEMCCA Excision

1. Analyser le site d'intégration STEMCCA par linéaire non restrictive amplification par PCR comme décrit ^10.
2. Après dosage pour assurer une intégration dans une zone souhaitée du génome, accise STEMCCA par aspiration hors l'ancien milieu ESC humaine. Ensuite, mélanger 45 pi de virus concentré adéno-Cre-PuroR avec 8 pg / ml agent de transfection dans 3 ml de médias CFP standards pendant 24 heures.
3. Après la période d'incubation de 24 h, aspirer le surnageant virale mixte et laver les cellules deux fois avec les médias de la CFP humaines. Placez médias CFP humains frais le long avec 2 ug / ml de puromycine pour une période de cinq jours, en changeant les médias esprit quotidienneh médias et antibiotiques frais.
4. Après 5 jours, les colonies restantes sous-clone avec une aiguille de calibre 21 sur 0,2% puits revêtues de gélatine, dans une plaque à 12 puits pré-enduits avec MEF dérivés de CF1mice et étendre comme indiqué ci-dessus.
   NOTE: Après une dilatation suffisante pour obtenir un stock congelé, conversion en conditions libre-alimentation est nécessaire. Attendez au moins 95% des colonies de cellules souches mort comme la plupart des cellules ne seront pas transduites avec succès et succomberont à l'antibiotique au cours de la période de 5 jours d'incubation. Bien adéno-Cre-PuroR intègre à un rendement de 0,001 à 1% dans les chromosomes de l'hôte de cellules infectées, reexposing un échantillon de colonies facteur libre à la puromycine pour assurer 100% de mort cellulaire confirmera pas d'intégration se est produite ^13.
5. Dégeler une fiole de pré-aliquoté matrice de membrane basale sur de la glace, sur une période d'environ 2 heures (les recommandations du fabricant) jusqu'à ce que la matrice est un liquide et diluer jusqu'à une concentration finale de 1:30 dans un milieu basal froid. Coau nombre désiré de puits dans une plaque à six puits avec 1 ml par puits. Laisser reposer à la température ambiante pendant 1 heure.
6. Croix-Hatch (en utilisant une aiguille de calibre 18, ou un verre ou en plastique "pointe") au moins 20 à 30 colonies d'un puits préalablement revêtu d'MEF. Soyez prudent de réduire MEF édifiante et transférer de la plaque.
   1. Générer le dispositif hachures par un certain nombre d'approches différentes, provenant du chauffage plus compliqué, tirant, et la finition d'une pipette Pasteur en verre sur une flamme nue, à la simple utilisation d'une pointe de pipette en plastique stérile ou, comme dans notre cas, 21- et / ou de calibre 18 aiguilles.
7. Aspirer la matrice de l'enduit bien après incubation.
8. Retirer les morceaux de colonies par grattant délicatement la vieille plaque avec une pipette de 200 pi et placer soigneusement dans 3 ml de médias combinés frais 1 dans la plaque de matrice revêtu. Incuber pendant une nuit dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur humidifié. Changer les médias 48 heures après repiquage.
9. Extraire l'ADN génomique de hiPSCs soumettre excisées et sans alimentation converties, à plus de 80% de confluence, en utilisant des kits d'extraction d'ADN commercial.
10. Analyser pour l'excision correcte avec des amorces spécifiques pour les intégrations exogènes du lentivirus STEMCCA: gDNA-Hendo-MycS-avant, 5'-acgagcacaagctcacctct-3 '; gDNA-hWPRE-inverse, 5'-tcagcaaacacagtgcacacc-3 '. Reconstituer amorces lyophilisées avec de l'eau de qualité PCR à une solution stock de 10 uM.
11. Exécuter une PCR avec le protocole en cinq étapes suivantes: dénaturation initiale à 95 ° C pendant 3 min; 35 cycles de chacun de ce qui suit: dénaturation à 98 ° C pendant 20 s, annelage d'amorce à 62 ° C pendant 15 secondes, et extension à 72 ° C pendant 15 s; suivie d'une extension finale unique de cycle à 72 ° C pendant 3 min.
12. Ajouter un gel d'agarose à 3% en pesant 1,5 g d'agarose et en le plaçant dans 50 ml de tampon 1 x Tris-acétate-EDTA. Micro-ondes jusqu'à agarose est dissoute et le lieu dans un gel d'ADN tache à la pRoper dilution, mélanger et distribuer volume correct dans la cassette de gel se solidifier pendant 1 heure à température ambiante.
13. Charge 12 pi de produit de PCR a mélangé avec 3 ul de colorant de charge en un gel d'agarose à 3%. Exécutez le gel pendant 30 min à 80 V.
14. Visualisez de la lumière ultraviolette pour l'absence d'une bande indiquant excision correcte.

3. La quantification des différences d'expression génétique à l'aide de PCR quantitative de pré et post-hiPSCs excisées

1. Extraire l'ARN total de hiPSCs soumettre excisées et sans alimentation converties en utilisant les kits d'extraction d'ARN commerciales.
2. Reverse-transcrire jusqu'à 1 ug d'ARN total en utilisant des kits commerciaux en conformité avec les instructions du fabricant. Utilisez-oligo ancrée (dT) ₁₈ et amorces hexamères aléatoires.
   REMARQUE: Assurez-vous que le protocole PCR est adapté pour les transcriptions de gènes de plus de ou moins de 4 ko. Amorces spécifiques devront être prises pour i selon gène STEMCCA origine intégrénto.
3. Reconstituer l'amorce lyophilisée avec de l'eau de qualité PCR à une solution stock de 20 uM.
4. Utilisation de 5 ng par échantillon 20 ul de la réaction qui se compose de sonde UPL 10 uM, 2x LightCycler 480 Probes Master, et 20 uM des amorces directe et inverse.

4. La conversion en conditions de qualité GMP

1. Le premier jour de la transition les hiPSCs soumettre excisées plus aux conditions de qualité GMP, faire un mélange des médias composé de CFP humaine combinée médias 1 (médias combinée 1) et grade clinique bonnes pratiques de fabrication (BPF) médias conforme (médias combinés 2 ) dans un rapport 80:20.
2. Aspirer les anciens médias combinés 1 et 3 ml placer des nouveaux médias combinés 1 et 2, préchauffé, le ratio 80:20. Changer de support jour pendant 3 jours avec ce rapport spécifique. La place des cellules de nouveau dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur.
3. Le jour 4, assurez les médias combinée 1 et 2 à un ratio 50:50. Aspirer l'ancien milieu et REPLACe avec les médias préchauffé, combinés avec les médias 1 et 2 à la proportion 50:50. Changer de support pour 3 jours avec ce rapport spécifique. La place des cellules de nouveau dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur.
4. Au jour 7, faire les médias combinée 1 et 2 à un ratio 20:80. Aspirer l'ancien milieu et remplacer avec les médias préchauffées, combinés avec les médias 1 et 2 au rapport 20:80. Changer de support pour 3 jours avec ce rapport spécifique. La place des cellules de nouveau dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur.
5. Au jour 10, rendre les médias combinés 1 et 2 à un 0: rapport 100. Aspirer l'ancien milieu et remplacer avec les médias pré-chauffé, avec les médias combinés 1 et 2 au 0: rapport 100. Changer les médias tous les jours à ce rapport spécifique. Les cellules sont maintenant dans un milieu exempt de xéno-complètement défini. La place des cellules de nouveau dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur.
   REMARQUE: Pendant ce processus de conversion, des passages de routine avec une aiguille de calibre 18 est nécessaire pour maintenir la taille des colonies et la densité correcte. Plan sur la passaging cellules toutes les 4 à 5 jours, sur la base de la taille des colonies, la confluence, et la différenciation.
6. Revêtez un puits dans une plaque à six puits avec un substrat sans xéno-défini comme recommandé par le fabricant.
7. Passage mécaniquement une confluence ainsi, déjà converti aux conditions de médias Xeno-libre, d'une plaque à six puits avec une aiguille de calibre 18. Surtout, placer les nouveaux médias (médias combinés 2) sur les cellules avec un inhibiteur de ROCK 1x pendant 1 heure, avant repiquage d'effectuer une pré-état les médias.
8. Aspirer la solution de substrat synthétique au large de la nouvelle plaque que les cellules sont transférés. Retirez tous les médias contenant les amas de cellules souches de la vieille plaque et transférer à la nouvelle plaque.
9. La place des cellules de nouveau dans un 37 ° C, 5% de CO ₂ incubateur pour deux jours avec un minimum de perturbation physique (idéalement plaques, une fois dans l'incubateur, ne sont pas directement touchés en aucune façon) pour permettre la fixation maximale.
   Note: Les cellules nécessiteront des changements quotidiens des médias. Passagin continueg tous les 4 jours seront importants. En utilisant une aiguille de calibre 21, passage que les parties de colonies avec la morphologie optimale ESC-like (rapport nucléocytoplasmique élevé). Cela permettra d'assurer la sélection pour les colonies de hiPSC appropriées qui poussent bien et finalement donneront colonies homogènes. Temps global à la dérivation de l'ESC comme colonies se situe entre 15 à 20 jours après le changement initial combiné de médias.
10. Geler les bas hiPSCs post-excisé de qualité GMP d'abord quadrillé toutes les colonies en utilisant une aiguille de calibre 18. Lever toutes les pièces en utilisant un large ul pipette 200 et transférer tous les médias contenant les cellules à un 15 ml flacon et centrifuger conique à 200 g pendant 5 min à 4 ° C.
11. Bien que les cellules sont centrifugation, faire un support de gel consistant en des volumes égaux de deux supports combinés à froid et un milieu de congélation avec une concentration finale en DMSO de 7,5%.
12. Après que les cellules sont culottées, Aspirer ancien milieu et goutte à goutte re-suspendre le culot avec les médias de congélation. Immédiatement transfert dans des flacons de gel et mis dans un congélateur à -80 ° C.

5. hiPSCs Caractérisation GMP grade post-excisées

1. Pour assurer une bonne expression de marqueurs de pluripotence post-conversion, utilisez QPCR de quantifier l'expression des marqueurs de pluripotence clés (SOX2, OCT4 et NANOG) en utilisant les amorces énumérées dans le tableau 1 avec les mêmes étapes que mentionné dans l'étape 3. méthodologies de QPCR suivre la mêmes étapes énumérées à l'étape 3.
2. Utilisation cytométrie en flux pour détecter l'acide sialique non humain Neu5Gc (l'acide -glycolylneuraminic N) conformément aux conditions standards listés dans la trousse comme précédemment publiée ^10.
3. Lavez délicatement les plaques de culture cellulaire avec des cellules en utilisant 1x phosphate salin (PBS).
4. Dissocier colonies en utilisant 1x réactif de dissociation pendant 5 min à température ambiante.
5. Pendant le temps d'incubation de 5 minutes de l'étape 5.4, de préparer la solution de blocage (fourni danskit) en faisant un 0,5% d'agent de blocage dans du PBS glacé.
6. Étiqueter l'ensemble des tubes pour cytométrie en flux analyse suivante: Unstained; 4 ', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) DAPI; anticorps de contrôle 1: 200; L'anticorps primaire 1: 200; Anticorps secondaire 1: 200 d'âne anti-Poulet IgG (H + L); MEF échantillon; Cellules post-excisée échantillon sur la matrice; et les cellules sur substrat synthétique échantillon post-excisée.
7. Secouant doucement agrégats de cellules de l'étape 5.4 en ajoutant 2 ml de solution de blocage et transférer le contenu dans un tube conique de 15 ml. Centrifuger à 80 g pendant 5 min à 4 ° C.
8. Laver les cellules deux fois avec une solution de blocage et centrifuger comme indiqué dans l'étape 5.7.
9. Remettre en suspension doucement environ 1 x 10 ⁶ cellules dans 100 ul de solution de blocage avec le volume de dilution correspondant de chaque anticorps. Incuber avec doux balancement à 4 ° C pendant 1 heure.
10. Répétez lavages trois fois à l'étape 5.8.
11. Remettre en suspension le culot cellulaire dans 400 pi de diluant Buffer (dans le kit) avec 1: 100 de DAPI pour les tubes 2, 6, 7, et 8 comme indiqué dans l'étape 5.6.
12. cellules souches à travers une passoire 40 uM et traversent cytomètre de flux.

Résultats

Nous présentons un protocole pour dériver hiPSCs gratuitement facteur-qualité clinique en utilisant l'approche de reprogrammation base-lentiviral STEMCCA. Figure 1A montre une image représentative de trois lignes hiPSC pré-excisée différents, après la reprogrammation à l'approche STEMCCA sur une couche de MEF. Le principal avantage de l'approche de reprogrammation STEMCCA réside dans le succès de reprogrammation cohérente atteint par plusieurs scientifiques, dans les différents ...

Discussion

Nous décrivons une méthode consistant à dériver hiPSCs libre-facteur et de les rendre cliniquement significative par la conversion de ces cellules dans des conditions de qualité GMP de différenciation cellulaire en aval dans les futurs thérapeutique humaine. Bien que ce protocole est largement applicable à une variété de types de cellules, nous avons choisi de reprogrammer les fibroblastes dermiques humains, en raison de la facilité d'extraction du patient et de leur applicabilité à la thérapeutique hu...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Media and reagents
DMEM/F12 (basal media)	Invitrogen (Carlsbad, CA, USA)	11330057
Fetal bovine serum	Invitrogen	16000044
Minimum essential medium (MEM) non-essential amino acids (NEAA), 100x	Invitrogen	11140050
Glutamax, 100x	Invitrogen	35050-061
PenStrep, penicillin-streptomycin, 100x	Invitrogen	15140-122	Thaw at 4 °C, aliquot and store at −20 °C
Knockout serum replacement	Invitrogen	10828028	Thaw at 4 °C, aliquot and store at −20 °C
Trypsin/EDTA, 0.5%	Invitrogen	15400-054	Dilute stock out to 0.05% in 1x PBS
Basic fibroblast growth factor	GlobalStem (Rockville, MD, USA)	GSR-2001	Reconstitute to 10 µg/ml stock in 0.1% bovine serum albumin dissolved in 1x PBS and store at −80 °C
β-mercaptoethanol	Millipore (Billerica, MA, USA)	ES-007-E
Matrigel (basement membrane matrix)	BD Biosciences (San Jose, CA, USA)	356231	Dilute stock Matrigel vial with 10 ml of DMEM/F12 while on ice for a 1:2 dilution. Aliquot and store at −20 °C.
CELLstart (Synthetic Substrate)	Invitrogen	A1014201
Stemmolecule Y27632	Stemgent (Cambridge, MA, USA)	04-0012-02
Puromycin	Invitrogen	A1113802
LightCycler 480 Probes Master	Roche (Basel, Switzerland)	4707494001
ProFreeze-CDM Medium/freezing medium	Lonza (Basel, Switzerland)	12-769E
Dimethyl sulfoxide	Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, USA)	D8418
PBS	Invitrogen	14190-250
100 BP DNA Ladder	Invitrogen	15628019
SYBR Safe DNA Gel Stain 10,000x	Invitrogen	S33102
Agarose	Bio-Rad Laboratories, Inc. (Hercules, CA, USA)	161-3101
Gelatin, from porcine skin	Sigma-Aldrich	G1890-100G	Make stock at 0.2% in PBS, autoclave and store at room temperature.
mTeSR1	StemCell Technologies (Vancouver, BC, Canada)	5850	Combine Supplement 5x with the basic medium, aliquot and store at 4 °C for up to 2 weeks.
Stemedia NutriStem XF/FF Culture Medium	Stemgent	05-100-1A	Thaw at 4 °C O/N, aliquot and store at 4 °C for up to 2 weeks.
Primocin	InvivoGen (San Diego, CA, USA)	ant-pm-1
Accutase (Dissociation Reagent)	Invitrogen	A1110501
Donkey anti-Chicken IgG AlexaFluor 488	Jackson ImmunoResearch (West Grove, PA, USA)	703-546-155
Polybrene/transfection agent	Millipore	TR-1003-G
Plasticware
12-well plates	VWR (West Chester, PA, USA)	29442-038
6-well plates	VWR	29442-042
10-cm plates	Sigma-Aldrich	Z688819
18-gauge needle	Fisher Scientific (Pittsburgh, PA, USA)	148265D
21-gauge needle	Fisher Scientific	14-829-10D
Equipment
BD LSRII Flow Cytometer	KSystem by Nikon (Tokyo, Japan)
BD FACSDiva Version 6.1.3 Software	BD Biosciences
Kits
PureLink Genomic DNA Mini Kit	Invitrogen	K182000
KAPA HiFi Hotstart ReadyMix PCR Kit	KAPA Biosystems (Wilmington, MA, USA)	KK2601
High Pure RNA Isolation Kit	Roche	11828665001
Transcriptor First Strand cDNA Synthesis Kit	Roche	4379012001
Sialix anti-Neu5Gc Basic Pack Kit	Sialix (Newton, MA, USA)	Basic Pack
Media
Combined media 1	StemCell Technologies and Stemgent		Consists of equal parts mTeSR1 and Nutristem
Combined media 2	StemCell Technologies and Stemgent		Consists of equal parts TeSR2 and Nutristem
HUF Media			Dulbecco’s modified Eagle’s medium/F12 [DMEM/F12] supplemented with 10% fetal bovine serum, 1x non-essential amino acids, 1x Glutamax, and 1x Primocin
Human Pluripotent Stem Cell Media			DMEM/F12 supplemented with 20% knockout serum replacement, 1x Glutamax, 1x non-essential amino acids, 1x Primocin, 1x β-mercaptoethanol, and 10 ng/ml basic fibroblast growth factor.
DMEM/F12, Dulbecco’s modified Eagle’s medium/F12; PBS, phosphate-buffered saline.