Étape par étape: méthode de formation Microsurgical combinant deux modèles animaux inanimés

Résumé

Here we describe how to set up a small microsurgical practice station and a simple and inexpensive method for the training of microsurgery with non-living animal models.

Résumé

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly laboratory rats. This method although extremely valuable can be economically demanding both for the surgeon and the sponsoring institution; it also requires special training facilities that may not always be available or accessible. Furthermore ethical concerns can limit the use of living animals for training purposes. Alternative training methods, such as inert tubes and gloves have not gained popularity among surgeons since they do not offer an experience similar to that of a clinical situation. Non-living animal models include the use of chicken thighs and wings; they offer a practice experience that resembles a clinical situation to a considerable extent. This type of training is relatively cheap and easily available. The microscope and instruments required can be acquired over the internet, and the chicken pieces can be bought at the local supermarket.

This approach allows a motivated trainee to rehearse different types of surgical techniques several times at a reasonable expense, helping to develop or maintain his surgical expertise if more complex facilities are not available. On the current manuscript we describe how to setup a small practice station, how to dissect the specimens, and how to practice both with the chicken thighs and with the chicken wings in a progressive fashion. This approach takes advantage on the versatility of the chicken thigh model and the small size of the chicken wing Brachial artery.

Introduction

An ample array of training models have been described for the learning and maintenance of both basic and advanced microsurgical skills. These include living animals^1,2, human cadaveric specimens³, inert models^4,5 and non-living animal models^6-9.The Living animal models, specifically those using rats have been extensively used in the teaching of microsurgery ^1,2; and they are considered the current gold standard of training. In spite of their remarkable instructive value, when an intensive or prolonged training is required; economical and ethical concerns can hinder their practical usage.

Cadaveric models³ offer the opportunity to practice in an environment similar to that of the actual clinical situation; they are unfortunately restricted to anatomy labs and similar facilities, a microscope must be available at the lab as well; these models are therefore not widely available. Inert models such as rubber tubes, or gloves^4,5 are cheap, and easily accessible, the required equipment for their application is minimal. The resemblance to a clinical situation is tenuous however; and their application is generally limited to the introductory stages of training, before the trainee starts practicing on rats. To the best of our knowledge Hino⁶ was the first to propose the use of non-living chicken for the development and maintenance of clinical microsurgical skills. His model is based on the extraction and subsequent usage of the chicken brachial artery from commercial chicken wings. This approach does not need institution review board approval, rodent anaesthesia, laboratory technicians or postoperative care.

Following Hino´s description of the chicken wing artery model numerous other nonliving animal models were published. The use of commercial chicken thighs was first suggested by Marsh et al.⁷ who reported the use of the femoral artery, vein and nerve for didactic purposes. This particular model expands the possibilities of training including structures different from the arteries; it permits the trainee to perform a variety of complex procedures such as vein grafts, nerve grafts or fascicular repairs. Jeong et al.⁸ Further studied Marsh’ chicken thigh model and its applications to the teaching of resident doctors. The authors analysed chicken tissue samples histologically and found that it presented similarities to human tissues. The time to perform an anastomosis by the trainee was significantly reduced by practice in their study. They concluded that “the femoral neurovascular bundles of chicken are an appropriate and effective model for teaching and practicing microsurgery”. In 2013 my colleagues and I⁹ published a microsurgical training regimen that combined both the chicken thigh and the chicken wing models; this approach benefits from the versatility of the chicken thighs and from the limited size of the chicken wing artery which can represent more of a challenge than the femoral vessels for the more advanced trainees.

On the current manuscript we describe step by step the process of setting up a microsurgical practice station; the materials required, how to dissect the neurovascular structures of each model and how to effectively apply the training regimen.

Protocole

1. Préparation:

1. Obtenir un microscope table stéréo, avec une variable de 3,5 x à 45x zoom, 200 mm distance de travail, 55 à 75 mm de distance inter pupillaire variable et un accessoire conduit anneau de lumière. Toute microscope similaire est adéquate, il peut être mis en place sur une petite table et ne sont pas extrêmement coûteux.
2. Rassembler et préparer un ensemble d'instruments de microchirurgie avec deux micros, l'un de microchirurgie ciseaux de dissection, et une aiguille-conducteur; ceci est le minimum requis, il doit être pris en compte que ceux-ci sont des instruments pratiques et des instruments de qualité haut de gamme ne sont pas nécessaires.
3. Utilisez 9/0 monofilament micro-suture pour toutes les pratiques. Acheter disponible dans le commerce cuisses ou ailes de poulet et colorant alimentaire au supermarché local.
4. A 20 G angio-cathéter est utilisé pour les tests de perméabilité sur les artères fémorales poulet. Pour les artères brachial un diluant 27 G cathéter est nécessaire. Ceux-ci peuvent être acquises sur Internet à une pharmacie locale ouavec les instruments fixés. Acheter une seringue disponible dans le commerce pour injecter le colorant alimentaire.

2. techniques de dissection macroscopique:

1. L'approche des vaisseaux fémoraux est simple. Pour les cuisses de poulet, effectuer une technique de dissection juste en dedans de la diaphyse fémorale, séparer le muscle fémoral de l'os et exposer l'artère fémorale, la veine et le nerf. Le nerf peut être encore disséqué en deux fascicules séparés pour les différents types de pratiques de réparation nerveuse.
2. Pour accéder à l'artère brachiale de poulet dans les ailes de poulet, inciser la peau longitudinalement avec une paire de ciseaux, de l'épaule jusqu'à la pointe de l'aile. Observez l'artère qui relie le biceps et les triceps brachial.

3. recommandée régime d'entraînement:

1. Formation à l'artère fémorale.
   NOTE: La première étape dans le régime de formation est de pratiquer avec le poulet artère fémorale.

1. Placez le morceau sous le microscope et commencer la dissection microchirurgicale. Libérer l'artère fémorale à partir des tissus sous-jacents; et le diviser horizontalement. Effectuer une adventicectomy. Utilisez les micro-micros et les micro-ciseaux pour couper toute adventicia recouvrant la lumière artérielle. Rincer la lumière interne avec de l'eau du robinet. Notez l'heure de départ
2. Effectuer un bout à l'anastomose.
   1. Lancer sur la paroi arrière de l'artère sur le côté opposé à l'opérateur. Placez le premier point; commencer sur le côté gauche si l'on travaille à l'horizontale, sur le côté inférieur si l'on travaille à la verticale. Passer l'aiguille de l'extérieur de l'artère vers la lumière, puis à partir de la lumière à l'extérieur de l'artère.
   2. Attachez le point, effectuez un double nœud d'abord, et puis deux lancers seule directions alternées. Remplissez tout le mur arrière avec la technique décrite ci-dessus.
   3. À partir de la droite si vous travaillez à l'horizontale ou la face supérieure si vous êtes working verticalement, placer un seul point de l'extérieur à la lumière, puis à partir de la lumière vers l'extérieur. Attacher le noeud comme décrit ci-dessus. Compléter le mur avant de répéter la procédure décrite dans 3.1.2.2.
   4. Notez la dernière fois ce qui vous permettra de garder une trace du temps, de sorte que vous pouvez contrôler votre progression.
      NOTE: Les auteurs préfèrent une technique d'un chemin; mais tout type de suture microchirurgicale peut être répété. Il est recommandé que le stagiaire termine autour de 25 anastomoses microchirurgicales de cette manière avant qu'il peut essayer d'autres scénarios cliniques. Ceux-ci comprennent le greffage de la veine de lacunes artérielles, de bout en bout réparations nerveuses, et l'utilisation de conduits veineux pour le traitement des lacunes nerveuses. Une technique importante en chirurgie microvasculaire, qui peut être appris avec cette méthode de formation est la suture continue ou en cours d'exécution, pour effectuer cette technique, les stagiaires se déroule comme 3.1.2.1 mais le Stich est pas coupé, continuer à effectuer des points comme dans 3.1.2.1 sans les couper uusqu'à vous remplissez l'ensemble de suture et l'attacher à la maille d'origine à la fin.

2. Formation avec l'artère brachiale
   1. Placer la pièce sous le microscope. Terminez la procédure telle que décrite ci-dessus pour l'artère fémorale.
      NOTE: La seule différence est la taille. L'artère brachiale est beaucoup plus petite que l'artère fémorale et l'anastomose est considérablement plus difficile.
3. tests de perméabilité
   1. Traverser un 20 ou 27 G angio-cathéter douceur à travers l'anastomose, pour vérifier les obstructions causées par des points de suture suture des parois des vaisseaux ensemble.
   2. Appliquer une seringue avec un colorant alimentaire commerciale à la fin de l'angio-cathéter et perfuser de colorant dans l'artère pour tester les fuites de jet
   3. Ouvrez l'artère longitudinalement de visualiser les points de suture, leur parallélisme et le montant de la paroi prises.

Résultats

Les auteurs ont leurs chronometered fois avec le présent procédé de formation et ont vu de réduire considérablement les temps d'anastomose pour une artère fémorale à la fin de la troisième semaine. Le stagiaire peut contrôler les améliorations sur sa technique en vérifiant son temps, ses pourcentages de perméabilité et l'alignement de ses points de suture. Le système décrit dans ce manuscrit est représenté sur la figure 1, il comprend un microscope de table et un ensemble d'instruments de m...

Discussion

The clinical practice of microsurgery requires a continuous practice and a high level of expertise; it’s applications include free flaps, replantation and revascularization procedures, intracranial – extracranial anastomoses for neurosurgical procedures, peripheral nerve surgery and others. In spite of the wide variety of procedures that require microsurgical techniques, some of them are seldom performed in many centers. The surgeons therefore need sometimes to maintain their skill level rehearsing the surge...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Stereomicroscope	Amscope	SM-1BX	Microscope
Led light	Amscope	LED-80S-YA	illumination system
Microsurgical instruments set	Chen hen microsurgical instruments	HC- X803-1	Microsurgical instruments
Microsurgical sutures	S/T microsurgical	9/0 Suture	Sutures