Passo a passo: método de treinamento Microsurgical combinação de dois modelos animais não vivos

Resumo

Here we describe how to set up a small microsurgical practice station and a simple and inexpensive method for the training of microsurgery with non-living animal models.

Resumo

The learning of microsurgical techniques and the maintenance of microsurgical skills have been traditionally based on the use of living animals, mainly laboratory rats. This method although extremely valuable can be economically demanding both for the surgeon and the sponsoring institution; it also requires special training facilities that may not always be available or accessible. Furthermore ethical concerns can limit the use of living animals for training purposes. Alternative training methods, such as inert tubes and gloves have not gained popularity among surgeons since they do not offer an experience similar to that of a clinical situation. Non-living animal models include the use of chicken thighs and wings; they offer a practice experience that resembles a clinical situation to a considerable extent. This type of training is relatively cheap and easily available. The microscope and instruments required can be acquired over the internet, and the chicken pieces can be bought at the local supermarket.

This approach allows a motivated trainee to rehearse different types of surgical techniques several times at a reasonable expense, helping to develop or maintain his surgical expertise if more complex facilities are not available. On the current manuscript we describe how to setup a small practice station, how to dissect the specimens, and how to practice both with the chicken thighs and with the chicken wings in a progressive fashion. This approach takes advantage on the versatility of the chicken thigh model and the small size of the chicken wing Brachial artery.

Introdução

An ample array of training models have been described for the learning and maintenance of both basic and advanced microsurgical skills. These include living animals^1,2, human cadaveric specimens³, inert models^4,5 and non-living animal models^6-9.The Living animal models, specifically those using rats have been extensively used in the teaching of microsurgery ^1,2; and they are considered the current gold standard of training. In spite of their remarkable instructive value, when an intensive or prolonged training is required; economical and ethical concerns can hinder their practical usage.

Cadaveric models³ offer the opportunity to practice in an environment similar to that of the actual clinical situation; they are unfortunately restricted to anatomy labs and similar facilities, a microscope must be available at the lab as well; these models are therefore not widely available. Inert models such as rubber tubes, or gloves^4,5 are cheap, and easily accessible, the required equipment for their application is minimal. The resemblance to a clinical situation is tenuous however; and their application is generally limited to the introductory stages of training, before the trainee starts practicing on rats. To the best of our knowledge Hino⁶ was the first to propose the use of non-living chicken for the development and maintenance of clinical microsurgical skills. His model is based on the extraction and subsequent usage of the chicken brachial artery from commercial chicken wings. This approach does not need institution review board approval, rodent anaesthesia, laboratory technicians or postoperative care.

Following Hino´s description of the chicken wing artery model numerous other nonliving animal models were published. The use of commercial chicken thighs was first suggested by Marsh et al.⁷ who reported the use of the femoral artery, vein and nerve for didactic purposes. This particular model expands the possibilities of training including structures different from the arteries; it permits the trainee to perform a variety of complex procedures such as vein grafts, nerve grafts or fascicular repairs. Jeong et al.⁸ Further studied Marsh’ chicken thigh model and its applications to the teaching of resident doctors. The authors analysed chicken tissue samples histologically and found that it presented similarities to human tissues. The time to perform an anastomosis by the trainee was significantly reduced by practice in their study. They concluded that “the femoral neurovascular bundles of chicken are an appropriate and effective model for teaching and practicing microsurgery”. In 2013 my colleagues and I⁹ published a microsurgical training regimen that combined both the chicken thigh and the chicken wing models; this approach benefits from the versatility of the chicken thighs and from the limited size of the chicken wing artery which can represent more of a challenge than the femoral vessels for the more advanced trainees.

On the current manuscript we describe step by step the process of setting up a microsurgical practice station; the materials required, how to dissect the neurovascular structures of each model and how to effectively apply the training regimen.

Protocolo

1. Preparação:

1. Obter um microscópio estéreo tabletop, com uma variável de 3,5 x de zoom 45x, a 200 mm de distância de trabalho, 55 a 75 mm de distância inter-pupilar variável e um acessório levou luz anel. Qualquer microscópio semelhante é adequado, ele pode ser configurado em uma mesa pequena e não é extremamente caro.
2. Reunir e preparar um conjunto de instrumentos de microcirurgia com dois captadores de microcirurgia, uma tesoura de dissecção e uma agulha-piloto; este é o valor mínimo exigido, deve ser tomado em consideração que estes são instrumentos prática, os instrumentos de qualidade e de ponta não são necessários.
3. Use 9/0 monofilamento micro-sutura para todas as práticas. Compre comercialmente disponível coxas de frango ou asas e corante alimentar no supermercado local.
4. A 20 G angio-cateter é usado para os testes de permeabilidade nas artérias femorais de frango. Para as artérias braquial é necessário um mais fino cateter 27 G. Estes podem ser adquiridos através da internet em uma farmácia local oucom os instrumentos definidos. Comprar uma seringa disponível comercialmente para injectar o corante alimentar.

2. técnicas de dissecação macroscópica:

1. A abordagem aos vasos femorais é simples. Para coxas de frango, executar uma técnica de dissecção romba apenas medial ao eixo femoral, separar o músculo do osso femoral e expor a artéria femoral, veia e nervo. O nervo pode ser ainda dissecada em dois fascículos separados para diferentes tipos de práticas de reparação do nervo.
2. A fim de aceder a artéria braquial frango nas asas de frango, incisar a pele longitudinalmente com uma tesoura, desde o ombro até a ponta da asa. Observe a artéria que corre entre o bíceps e tríceps braquial.

3. Recomendado regime de treinamento:

1. Treinando com a artéria femoral.
   NOTA: O primeiro passo para o regime de treinamento é praticar com a artéria femoral frango.

1. Coloque a peça sob o microscópio e começar a dissecção microcirúrgica. Libertar a artéria femoral a partir dos tecidos subjacentes; e dividi-lo horizontalmente. Executar uma adventicectomy. Use os micro-pickups e micro-tesoura para cortar qualquer adventicia que recobre o lúmen arterial. Lave o lúmen interno com água da torneira regular. Anote o tempo de partida
2. Realizar uma extremidade à outra anastomose.
   1. Iniciar na parede traseira da artéria sobre o lado oposto para o operador. Coloque o primeiro ponto; começar no lado esquerdo, se trabalhar horizontalmente, no lado inferior se a trabalhar na vertical. Passar a agulha a partir do exterior da artéria para a luz e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior da artéria.
   2. Amarre a ponto, executar um nó duplo em primeiro lugar, e, em seguida, duas de solteiro joga direções alternadas. Completar toda a parede de trás com a técnica acima descrita.
   3. Começando pelo lado direito, se estiver trabalhando na horizontal ou na parte superior, se você é working verticalmente, coloque um ponto único a partir do exterior para o lúmen e, em seguida, a partir do lúmen para o exterior. O nó como acima descrito. Conclua a parede frontal repetindo o procedimento descrito em 3.1.2.2.
   4. Anote o tempo final isso vai permitir que você mantenha um registro de tempo, para que você possa controlar a sua progressão.
      NOTA: Os autores preferem um caminho técnica; mas qualquer tipo de sutura microcirúrgica pode ser ensaiado. É recomendável que o formando conclui cerca de 25 anastomoses microcirúrgicas desta maneira antes que ele pode tentar outros cenários clínicos. Estes incluem enxertos de veia para lacunas arteriais, de ponta a ponta reparações do nervo, e a utilização de condutas de veia para o tratamento de lacunas nervosas. Uma técnica importante na cirurgia microvascular, que pode ser aprendido com este método de treinamento é a sutura contínua ou em execução, para realizar esta técnica os estagiários prossegue como 3.1.2.1, mas a stich não é cortado, continuar a executar como pontos em 3.1.2.1 sem -los cortando until de concluir toda a sutura e amarrá-lo para o original do ponto no final.

2. Treinamento com a artéria braquial
   1. Coloque a peça sob o microscópio. Completar o procedimento como descrito acima para a artéria femoral.
      NOTA: A única diferença é o tamanho. A artéria braquial é muito menor do que a artéria femoral e a anastomose é consideravelmente mais difícil.
3. Testes de permeabilidade
   1. Atravessar uma suave 20 ou 27 G angio-cateter através da anastomose, para verificar se há obstruções causadas por pontos sutura ambas as paredes dos vasos juntos.
   2. Aplicar uma seringa com corante alimentar comercial para o fim da angio-cateter, e perfundir corante para dentro da artéria para testar fugas para jacto
   3. Abrir a artéria longitudinalmente para visualizar os pontos, o seu paralelismo e a quantidade de parede feita.

Resultados

Os autores chronometered seus tempos com o presente método de formação e o vi para reduzir significativamente os tempos de anastomose para uma artéria femoral, no final da terceira semana. O estagiário pode controlar as melhorias em sua técnica, verificando seus tempos, suas percentagens de permeabilidade e ao alinhamento dos seus pontos. O sistema descrito neste manuscrito está representado na Figura 1 inclui um microscópio de mesa e um conjunto de instrumentos de microcirurgia. As dissecções macroscópicas s...

Discussão

The clinical practice of microsurgery requires a continuous practice and a high level of expertise; it’s applications include free flaps, replantation and revascularization procedures, intracranial – extracranial anastomoses for neurosurgical procedures, peripheral nerve surgery and others. In spite of the wide variety of procedures that require microsurgical techniques, some of them are seldom performed in many centers. The surgeons therefore need sometimes to maintain their skill level rehearsing the surge...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Stereomicroscope	Amscope	SM-1BX	Microscope
Led light	Amscope	LED-80S-YA	illumination system
Microsurgical instruments set	Chen hen microsurgical instruments	HC- X803-1	Microsurgical instruments
Microsurgical sutures	S/T microsurgical	9/0 Suture	Sutures