Auteurs
Contactez-nous

S'identifier

Un abonnement à JoVE est nécessaire pour voir ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre essai gratuit.

Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Le locus coeruleus est un petit amas de neurones impliqués dans divers processus physiologiques. Nous décrivons ici un protocole visant à préparer les sections de cerveau de souris pour l’étude des protéines et des métaux dans ce noyau.

Résumé

Le locus coeruleus (LC) est un centre majeur de norépinéphrine produisant des neurones qui modulent un certain nombre de fonctions physiologiques. Des anomalies structurelles ou fonctionnelles de LC impact de plusieurs régions du cerveau, y compris le cortex, hippocampe et le cervelet et peuvent contribuer à la dépression, le trouble bipolaire, l’anxiété, ainsi que la maladie de Parkinson et la maladie d’Alzheimer. Ces troubles sont souvent associés à déséquilibre métal, mais le rôle des métaux dans LC n'est que partiellement compris. Des études morphologiques et fonctionnelles de LC sont nécessaires pour mieux comprendre les pathologies humaines et la contribution des métaux. Les souris sont un modèle expérimental largement utilisé, mais la souris LC est petite (~0.3 mm de diamètre) et difficiles à identifier pour un non-spécialiste. Nous décrivons ici un protocole étape par étape l’immunohistochimie pour localiser la LC dans le cerveau de souris. Dopamine-β-hydroxylase (DBH) et, subsidiairement, tyrosine hydroxylase (TH), les deux enzymes fortement exprimées dans le LC, sont utilisés comme marqueurs immunohistochimiques dans des tranches de cerveau. Les sections adjacentes aux parties contenant les LC peuvent être utilisées pour une analyse ultérieure, y compris histologie pour études morphologiques, tests métaboliques, ainsi que l’imagerie metal par microscopie de fluorescence de rayons x (XFM).

Introduction

Le locus coeruleus (LC) est une région importante dans le tronc cérébral et un important site de production de noradrénaline (na)1. Le LC envoie des projections dans tout le cerveau2 vers le cortex, l’hippocampe et le cervelet3 et régule les processus physiologiques majeurs, y compris le rythme circadien4,5, attention et mémoire6, insister sur7, les processus cognitifs8et émotion9,10. Dysfonctionnement de LC a été impliqué dans les troubles neurologiques et neuropsychiatriques11, y compris Parkinson maladie12,13,14, de la maladie d’Alzheimer14, dépression15 ,16,17, trouble bipolaire18,19et anxiété20,21,22,23, 24. compte tenu de ces rôles, l’analyse de LC est essentiel à l’étude de sa fonction ou la dysfonction.

Souris sont largement utilisés pour l’étude des processus physiologiques et physiopathologiques. En raison de leur petite taille, la souris LC a un diamètre moyen de ~ 300 μm, menant à mal à trouver la structure. Au cours de la coupe de cerveau, la LC peut facilement manquer dans les sections sagittales ou coronales. Les études disponibles décrivant l’identification de LC chez les animaux n’offrent pas un protocole étape par étape que non-spécialiste peut suivre1,25. Ainsi, pour donner des orientations pour la localisation de la LC, les auteurs décrivent un protocole que nous avons développées pour localiser cette région dans le cerveau de souris pour plusieurs applications (Figure 1, Figure 2, , Figure 3). Le protocole s’applique soigneusement contrôlées cerveau sectionnement et immunohistochemical détection de DHP26,27, ou alternativement TH24, les deux enzymes hautement enrichis dans le LC28. Une fois que LC est situé par immunohistochimie, tranches de cerveau adjacent peuvent être utilisés pour poursuivre ses études, y compris des analyses morphologiques et métaboliques, ainsi que des études d’imagerie metal via x-Ray fluorescence microscopy (XFM)29. Nous décrivons XFM à titre d’exemple dans ce protocole (Figure 3).

Protocole

Études des animaux a été approuvé par Johns Hopkins University animalier et le numéro de protocole d’utilisation (ACUC) M017M385.

1. cerveau tranchage

  1. Pour immobiliser, anesthésier les souris par l’application d’isoflurane 3 %.
    1. Imbibez un tampon d’ouate avec gouttes d’isoflurane et le placer dans un tube de microcentrifuge de 15 mL. Placer le nez de l’animal dans le tube et lui permettre d’inhaler l’isoflurane. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en l’absence de réponse à orteil-pincée.
  2. Placez l’animal sur le dos et immobiliser en épinglant les extrémités vers le bas avec une épingle de T tout en ayant accès à son abdomen.
  3. Couper l’animal avec des ciseaux chirurgicaux en faisant un snip de la peau abdominale et couper à travers la peau dans la région du thorax. Cerner la peau à l’aide de goupilles de T. Ensuite rompre la membrane péritonéale jusqu'à la cage thoracique. Exposer au cœur de fissuration de la cavité thoracique et le diaphragme de coupe.
  4. Couper l’oreillette droite pour permettre au sang de circuler hors de l’animal. Insérer une seringue de 10 mL avec une aiguille de calibre 25 dans le ventricule gauche et perfuse avec 10 mL d’une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
    NOTE : Cela permet à la solution de couler à travers la circulation systémique et sortie par l’intermédiaire de l’oreillette droite.
  5. Retirer la seringue de 10 mL et insérer une aiguille de calibre 25, attachée à la seringue de 60 mL. Perfuse par le ventricule gauche avec 50 mL de paraformaldéhyde à 4 % froid glace (PFA).
    1. Préparer la glace froide 4 % PFA solution par dilution 10 % solution PFA en H2O et le refroidissement de la solution finale de PFA de 4 % à 4 ° C.
  6. Isoler la tête de la souris et enlever le cerveau du crâne.
    1. Couper la peau du cou et couper vers le regard d’exposer le crâne. Fendre le crâne de la nuque vers le nez et ensuite sur un globe oculaire à l’autre. Peler le crâne dehors et d’accise tout le cerveau.
  7. Incuber le cerveau chez 4 % PFA pendant 24 h à 4 ° C.
  8. Transvaser le cerveau avec une pince dans un tube conique de 50 mL, rempli de 25 mL de solution de saccharose 30 %. Gardez-le à 4 ° C pendant 48 à 72 heures, jusqu'à ce que le cerveau coule au fond du tube.
  9. Couper le cerveau avec une trancheuse de cerveau de souris adultes coronale de matrice dans le mésencéphale (~ 3 mm postérieure de bregma). Garder la partie du cerveau contenant du tronc cérébral.
    Remarque : Cela se traduira dans deux sections de cerveau – contenant plus du cortex (partie antérieure de la coupe) et celui contenant le tronc cérébral/cervelet (partie postérieure de la coupe). Utilisez la section du tronc cérébral pour les étapes suivantes.
  10. Intégrer la section du tronc cérébral avec la surface de coupe placée sur le fond d’un moule encastrement, entouré par la température de coupe optimale composée (OCT) ; déplacer le cerveau intégré à un congélateur à-80 ° C et congeler pendant au moins 12 h – jusqu'à une utilisation ultérieure.
  11. Coupe au cryostat : place l’enrobage moule contenant le cerveau en OCT dans le cryostat ; Il incuber dans le cryostat pendant plusieurs heures régler la température du bloc cerveau à celui du cryostat.
  12. Décollez le moule encastrement pour exposer le bloc OCT contenant le cerveau.
  13. Utiliser des lames de rasoir pour enlever l’excès d’OCT de la surface du bloc sans toucher le cerveau.
  14. Montez le bloc OCT sur le mandrin du cryostat, exposer la surface coupée du cerveau vers l’avant.
  15. Ajuster la surface coupée du cerveau afin qu’il est orienté parallèlement à des lames de rasoir le cryostat.
  16. Taillez le cerveau dès la médulla, coupe 100 µm sections rostralement.
  17. Garniture rostralement jusqu'à ce que le cervelet et le tronc cérébral coupé comme une tranche continue. Commencer à percevoir des tranches à 50 µm d’épaisseur.
    Remarque : Comme un galons rostralement du bulbe rachidien, le tronc cérébral et du cervelet coupera en deux sections distinctes. Dans les sections rostrales, le tronc cérébral et du cervelet fusionnera finalement au niveau du 4ème ventricule. Une fois les bords latéraux du 4ème ventricule sont bien formés, puis le cervelet et le tronc cérébral vont sortir comme une tranche continue.
    1. Recueillir les tranche de cerveau OCT-encerclé avec une pince et placez-le dans un puits d’une plaque de 24 puits rempli de PBS (Figure 2 a). Le LC sera plus importante lorsque le cervelet et le colliculus inférieur se rencontrer à ~-5.52 mm postérieure de bregma (Figure 1 b).
      Remarque : La partie la plus antérieure de LC disparaît une fois que le cervelet a été entièrement sectionné et entoure n’est plus le colliculus inférieur à ~-5.34 mm postérieure de bregma (Figure 1C).

2. immunohistochimie pour la Dopamine β-Hydroxylase ou de la Tyrosine Hydroxylase (Figure 2)

  1. Jour 1
    1. Laver les tranches sélectionnés trois fois pendant 5 min dans du PBS.
    2. Permeabilize pendant 24 h à 0,5 % de solution saline tamponnée au phosphate avec un détergent (PBSD) à 4 ° C.
      1. Diluer 125 µL de détergent dans 25 mL de PBS.
  2. Jour 2
    1. Laver les tranches trois fois pendant 5 min dans 0,5 % PBSD.
    2. Ajoutez l’anticorps primaire, les anti-DHP ou les anti-TH pendant 18 heures à une dilution de 1/500 à 0,5 % PBSD à 4 ° C.
  3. Jour 3
    1. Laver les tranches trois fois pendant 10 min dans 0,5 % PBSD.
    2. Ajouter l’anticorps secondaire souhaitée (488 âne anti-lapin pour fluorescence verte) à une dilution de 1/1000 chez 0,5 % PBSD pendant 16 h.
    3. Enrouler la plaque 24 puits en aluminium et place à 4 ° C.
    4. Laver les tranches trois fois pendant 5 min dans 0,5 % PBSD.
    5. Laver pendant 5 min dans du PBS.
    6. Transfert en tranches avec une brosse de crayon dans un récipient d’eau.
    7. Monter les tranches flottant dans l’eau sur les diapositives chargées.
    8. Lamelle couvre-objet sections avec supports de montage fixe (sans DAPI).
    9. Sécher les sections cerveau monté pendant 30 min à température ambiante.
    10. Tranches de cerveau d’image à un microscope confocal ou fluorescent avec paramètres pour détecter le signal de longueur d’onde de fluorophore anticorps secondaire approprié.
    11. Régler le microscope pour le plan focal de la tranche de cerveau et prendre une seule image à un grossissement de 10 X.
    12. Pour localiser une région LC possible dans la tranche de cerveau, utiliser le ventriculeth 4 d’orientation ; le cervelet est situé au-dessus du ventricule, pons et du tronc cérébral sont trouvent au-dessous de30.
    13. Pour localiser le code du travail, se concentrer sur les bords latéraux du 4ème ventricule ; la LC est originaire des bords de la 4ème ventricule et des points pour la protubérance / région du tronc cérébral (Figure 2 b, 2C).
    14. Suite à l’imagerie et la localisation de la LC dans certaines tranches de cerveau, stocker les diapositives contenant des tranches de cerveau à 4 ° C.

3. détection du code du travail dans des tranches de cerveau

  1. Pour localiser la section du cerveau contenant le LC, tranchez le cerveau de souris comme décrit ci-dessus et collecter des sections dans du PBS remplie 24 cupules, comme illustré à la Figure 2 a.
    1. Placer une partie de cerveau / puits afin de permettre la localisation correcte du code du travail.
  2. Recueillir un total de 48 tranches de cerveau qui sera immunocolorées par le cerveau.
    Remarque : Tous les puits des deux plats illustrés à la Figure 2 a contient des tranches de cerveau d’un animal.
  3. Réagissent chaque tranche de la troisième à la cinquième pour DHP, ou TH. Effectuer de préférence, immunohistochimie de ces tranches de cerveau qui sont adjacents à ceux qui sont analysés plus (par microscopie de fluorescence de rayons x, XFM).
    Remarque : Cette procédure permet la localisation exacte du code du travail dans les tranches de dosage final (Figure 2 a; étiquetés avec des nombres entre les puits).
  4. Ajuster le nombre de tranches de cerveau qui sont immunocolorées selon l’application, par exemple, si elles exigent l’emplacement exact du centre et du bord de la LC, ou juste une approximation.
  5. La suite de l’immunohistochimie, détecter des tranches de cerveau contenant LC via un modèle caractéristique d’expression sur les deux côtés du 4ème ventricule (Figure 2 b, 2C). Grossissement du signal DHP dans le LC des tranches de cerveau consécutives est illustré à la Figure 2d, 2e; l’image agrandie du code du travail qui est taché pour TH est illustré en Figure 2f.
  6. Utilisez les sections adjacentes à ces LC contenant pour poursuivre ses études - dans ce cas pour XFM pour quantifier les concentrations de métaux (Figure 3).
  7. Pour exécuter XFM, recueillir des tranches de cerveau coronale mince 10-30 µm (selon la configuration) sur mince film polymère avec laquelle ils peuvent être montés sur des supports de l’échantillon et imagés au synchrotron.
  8. Coupes de cerveau de magasin qui sont préparés sur mince film polymère pour XFM à température ambiante et exécuter XFM.

4. métal imagerie dans la LC via XFM

  1. Tranchez le cerveau de souris exemple tel que décrit ci-dessus, déterminer les LC et mesurer les concentrations de métaux par l’intermédiaire de XFM de ces tranches de cerveau contenant la LC.
  2. Image élémentaires distributions sur beamline 2-ID-E à l’Advanced Photon Source (Argonne National Laboratory, Argonne IL).
  3. Enregistrer les données « à la volée » comme décrit plus haut31.
  4. Déterminer les concentrations élémentaires dans des tranches de cerveau contenant la LC en utilisant le programme cartes32,33.

Résultats

Changements dans l’homéostasie du métal (par exemple, Cu, Fe, Zn et Mn) sont souvent observés dans les troubles neurologiques, y compris les changements dans la LC34,35. Ainsi, la détermination des concentrations de métaux dans le cerveau est nécessaire pour la compréhension des mécanismes de la maladie. Les sections de cerveau générées à l’aide du protocole décrit peuvent être utilisées pour quantifier les conc...

Discussion

Orienter correctement le spécimen est une étape cruciale dans le présent protocole. Parce que nous utilisons des caractéristiques anatomiques de la surface dorsale du cerveau pour localiser LC (frontière entre le cervelet et le colliculus inférieur), il est important que les sections aligner correctement. Cela nécessite des soins pour fixer correctement le cerveau dans la matrice de trancheuse de cerveau de souris. Nous recommandons de couper ~ 500 μm tissu plus antérieur et postérieur à LC pour éviter le man...

Déclarations de divulgation

Aucun.

Remerciements

Nous remercions Abigael Muchenditsi pour l’entretien de la colonie de souris. Utilisation de l’Advanced Photon Source Argonne National Laboratory a été appuyée par le U.S. Department of Energy, Office of Science, Office d’énergie Sciences fondamentales, sous le numéro de contrat : AC02-DE-06CH11357. Nous remercions Olga Antipova et Dr Stefan Vogt pour assistance à l’utilisateur et l’aide à l’Advanced Photon Source. Ce travail a été financé par le National Institute of Health grant 2R01GM101502 de SL.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Adult mouse brain slicer matrixZivic InstrumentsBSMAS001-1
Anti-rabbit secondary antibody, Alexa Fluor 488 (source - donkey)Thermo Fisher ScientificA-21206
Charged glass slidesGenesee29-107
Confocal microscopeZeissLSM 800
CryostatMicrom GmbHHM 505E
Cryostat cutting bladesThermo Fisher ScientificMX35
Scissors Mini, 9.5cmAntech Diagnostcs503241
DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole)Sigma-AldrichD9542-10MG
Dopamine β-hydroxylase (DBH) antibody - inhouse production (source - rabbit)B. Eipper-
Dopamine β-hydroxylase (DBH) antibody - commercially availabe (source - rabbit)Cell Signaling8586
Falcon tubes, 50mlUSA Scientific339652
Forane (isofluorane)BaxterNDC 1019-360-60
Forceps Micro AdsonAntech Diagnostcs501245
Hardset mounting mediaEM sciences17984-24
MicroscopePascalLSM 5
Multi-well plates, 24 wellsThermo Fisher Scientific930186
Optimal cutting temperature compound (OCT)VWR/ tissue tech102094-106
Paraformaldehyde (PFA)/ formalin 10%Fisher ScientificSF98-4
Peel-A-Way disposable embedding moldsPolysciences Inc.18646A
Pencil brush
Phosphate buffered saline (PBS)Life Tech14190250
Razor bladesAmazonASIN: B000CMFJZ2
SpatulasAntech Diagnostcs14374
T pinsOffice Depot344615
The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, Paxinos and Franklin, 3rd EditionAmazonISBN: 978-0123694607
Triton-X 100 (to prepare PBSD)Sigma-AldrichT8787
Tween 20Sigma-AldrichP7949-500ml
Tyrosine hydroxylase (TH) antibody (source - rabbit)EMD MilliporeAB152
Ultralene thin film for XRFSPEX Sample Prep3525
Wide-field fluorescent microscopeZeissAxio Zoom.V16

Références

  1. Robertson, S. D., Plummer, N. W., de Marchena, J., Jensen, P. Developmental origins of central norepinephrine neuron diversity. Nature neuroscience. 16, 1016-1023 (2013).
  2. Kobayashi, R. M., Palkovits, M., Jacobowitz, D. M., Kopin, I. J. Biochemical mapping of the noradrenergic projection from the locus coeruleus. A model for studies of brain neuronal pathways. Neurology. 25, 223-233 (1975).
  3. Olson, L., Fuxe, K. On the projections from the locus coeruleus noradrealine neurons: the cerebellar innervation. Brain research. 28, 165-171 (1971).
  4. Costa, A., Castro-Zaballa, S., Lagos, P., Chase, M. H., Torterolo, P. Distribution of MCH-containing fibers in the feline brainstem: Relevance for REM sleep regulation. Peptides. , 50-61 (2018).
  5. Semba, J., Toru, M., Mataga, N. Twenty-four hour rhythms of norepinephrine and serotonin in nucleus suprachiasmaticus, raphe nuclei, and locus coeruleus in the rat. Sleep. 7, 211-218 (1984).
  6. Takeuchi, T., et al. Locus coeruleus and dopaminergic consolidation of everyday memory. Nature. 537, 357-362 (2016).
  7. Korf, J., Aghajanian, G. K., Roth, R. H. Increased turnover of norepinephrine in the rat cerebral cortex during stress: role of the locus coeruleus. Neuropharmacology. 12, 933-938 (1973).
  8. Sara, S. J., Segal, M. Plasticity of sensory responses of locus coeruleus neurons in the behaving rat: implications for cognition. Progress in brain research. 88, 571-585 (1991).
  9. Markevich, V. A., Voronin, L. L. Synaptic reactions of sensomotor cortex neurons to stimulation of emotionally significant brain structures]. Zhurnal vysshei nervnoi deiatelnosti imeni I P Pavlova. 29, 1248-1257 (1979).
  10. File, S. E., Deakin, J. F., Longden, A., Crow, T. J. An investigation of the role of the locus coeruleus in anxiety and agonistic behaviour. Brain research. 169, 411-420 (1979).
  11. Pamphlett, R. Uptake of environmental toxicants by the locus ceruleus: a potential trigger for neurodegenerative, demyelinating and psychiatric disorders. Medical hypotheses. 82, 97-104 (2014).
  12. Wang, J., et al. Neuromelanin-sensitive magnetic resonance imaging features of the substantia nigra and locus coeruleus in de novo Parkinson's disease and its phenotypes. European journal of neurology. 25, 949-973 (2018).
  13. Oliveira, L. M., Tuppy, M., Moreira, T. S., Takakura, A. C. Role of the locus coeruleus catecholaminergic neurons in the chemosensory control of breathing in a Parkinson's disease model. Experimental neurology. , 172-180 (2017).
  14. Zarow, C., Lyness, S. A., Mortimer, J. A., Chui, H. C. Neuronal loss is greater in the locus coeruleus than nucleus basalis and substantia nigra in Alzheimer and Parkinson diseases. Archives of neurology. 60, 337-341 (2003).
  15. Chandley, M. J., et al. Gene expression deficits in pontine locus coeruleus astrocytes in men with major depressive disorder. Journal of psychiatry & neuroscience : JPN. 38, 276-284 (2013).
  16. Bernard, R., et al. Altered expression of glutamate signaling, growth factor, and glia genes in the locus coeruleus of patients with major depression. Molecular psychiatry. 16, 634-646 (2011).
  17. Gos, T., et al. Tyrosine hydroxylase immunoreactivity in the locus coeruleus is elevated in violent suicidal depressive patients. European archives of psychiatry and clinical neuroscience. 258, 513-520 (2008).
  18. Bielau, H., et al. Immunohistochemical evidence for impaired nitric oxide signaling of the locus coeruleus in bipolar disorder. Brain research. 1459, 91-99 (2012).
  19. Wiste, A. K., Arango, V., Ellis, S. P., Mann, J. J., Underwood, M. D. Norepinephrine and serotonin imbalance in the locus coeruleus in bipolar disorder. Bipolar disorders. 10, 349-359 (2008).
  20. Borodovitsyna, O., Flamini, M. D., Chandler, D. J. Acute Stress Persistently Alters Locus Coeruleus Function and Anxiety-like Behavior in Adolescent Rats. Neuroscience. 373, 7-19 (2018).
  21. Hirschberg, S., Li, Y., Randall, A., Kremer, E. J., Pickering, A. E. Functional dichotomy in spinal- vs prefrontal-projecting locus coeruleus modules splits descending noradrenergic analgesia from ascending aversion and anxiety in rats. eLife. 6, (2017).
  22. McCall, J. G., et al. CRH Engagement of the Locus Coeruleus Noradrenergic System Mediates Stress-Induced Anxiety. Neuron. 87, 605-620 (2015).
  23. Borges, G. P., Mico, J. A., Neto, F. L., Berrocoso, E. Corticotropin-Releasing Factor Mediates Pain-Induced Anxiety through the ERK1/2 Signaling Cascade in Locus Coeruleus Neurons. The international journal of neuropsychopharmacology. 18, (2015).
  24. Simone, J., et al. Ethinyl estradiol and levonorgestrel alter cognition and anxiety in rats concurrent with a decrease in tyrosine hydroxylase expression in the locus coeruleus and brain-derived neurotrophic factor expression in the hippocampus. Psychoneuroendocrinology. 62, 265-278 (2015).
  25. Carter, M. E., et al. Tuning arousal with optogenetic modulation of locus coeruleus neurons. Nature. 13, 1526-1533 (2010).
  26. Fan, Y., et al. Corticosterone administration up-regulated expression of norepinephrine transporter and dopamine beta-hydroxylase in rat locus coeruleus and its terminal regions. Journal of neurochemistry. 128, 445-458 (2014).
  27. Xiao, T., et al. Copper regulates rest-activity cycles through the locus coeruleus-norepinephrine system. Nature chemical biology. 14, 655-663 (2018).
  28. Amaral, D. G., Sinnamon, H. M. The locus coeruleus: neurobiology of a central noradrenergic nucleus. Progress in neurobiology. 9, 147-196 (1977).
  29. Ralle, M., et al. Disease at a Single Cell Level: intracellular copper trafficking activates compartment-specific responses in hepatocytes. The Journal of Biological Chemistry. 285, 30875-30883 (2010).
  30. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2013).
  31. Bonnemaison, M. L., et al. Copper, zinc and calcium: imaging and quantification in anterior pituitary secretory granules. Metallomics : integrated biometal science. 8, 1012-1022 (2016).
  32. Nietzold, T., et al. Quantifying X-Ray Fluorescence Data Using MAPS. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2018).
  33. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D X-ray fluorescence data sets. J. Phys. IV France. 104, 635-638 (2003).
  34. Davies, K. M., et al. Copper pathology in vulnerable brain regions in Parkinson's disease. Neurobiology of aging. 35, 858-866 (2014).
  35. Davies, K. M., Mercer, J. F., Chen, N., Double, K. L. Copper dyshomoeostasis in Parkinson's disease: implications for pathogenesis and indications for novel therapeutics. Clinical science. 130, 565-574 (2016).
  36. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and bioanalytical chemistry. , 853-864 (2011).

Réimpressions et Autorisations

Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demande d’autorisation

Explorer plus d’articles

Neurosciencesnum ro 145cerveaulocus coeruleusm tauximmunohistochimiemicroscopie de fluorescence de rayons xla nor pin phrinecuivreDHPTHATP7AATP7B

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Contactez-nous

RECOMMANDER À LA BIBLIOTHÈQUE

NEWSLETTERS JoVE

Recherche

Enseignement

Auteurs

Bibliothécaires

À PROPOS DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.