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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce protocole est pour l’exécution de celui-anastomose pontage gastrique (OAGB) chez le rat. L’opérateur effectue une poche gastrique longue et tubulaire-agrafé suivie d’anastomose cousus à la main. Pour ce modèle, l’opérateur a reproduit le même rapport entre la dérivation biliopancréatique et branche commune chez l’être humain ; par conséquent, la branche de dérivation biliopancréatique mesure 35 cm.

Résumé

Le but du présent protocole est de mettre en place un modèle préclinique de la chirurgie bariatrique et, plus précisément, l’OAGB chez les rats obèses. Basé sur ce modèle préclinique, études longitudinales est réalisable pour fournir une meilleure compréhension des mécanismes qui sous-tendent les résultats observés après une chirurgie bariatrique chez l’homme. À cette fin, des rats sont commandés sur à une laparotomie sous anesthésie générale à l’isoflurane. Tout d’abord, le chirurgien crée une poche gastrique longue et tubulaire : après la grande courbe et dissection hiatal, l’estomac mycangiums est agrafé et retiré. Ensuite, l’estomac restant est également agrafé afin de créer une sonde gastrique et exclure l’antre de l’estomac. Après cela, le chirurgien effectue une seule extrémité à l’autre gastrojéjunostomie 35 cm de l’angle duodéno-jéjunale. Cette longueur de branche a été choisie afin de reproduire le même rapport entre la dérivation biliopancréatique limb (BPL) et la longueur de branche (CL) commune comme en chirurgie bariatrique humaine. L’opération se termine par la fermeture aponévrotique et cutanée. La gestion postopératoire précoce se compose d’hydratation sous-cutanée, une injection intramusculaire d’antibiotiques prophylactique, une injection pariétale de xylocaine, l’administration d’analgésiques et une réintroduction progressive de l’alimentation.

Introduction

L’obésité morbide est un problème de santé majeur dans le monde occidental, avec l’augmentation de la prévalence de1. La chirurgie bariatrique reste la thérapie efficace seulement à long terme pour l’obésité morbide2, avec des avantages évidents sur les comorbidités associées à l’obésité,3. Gastrique Roux-en-Y bypass (RYGB) demeure l’étalon-or comme c’est une des procédures plus anciens et l’un des plus joués dans le monde entier avec le plus long suivi de4. OAGB est un procédé plus récent tout d’abord décrit en 2001 par Rutledge5. Il a été décrit comme une alternative efficace au RYGB6 et a certains avantages. Les premières données indiquent une efficacité similaire à RYGB en ce qui concerne la perte de poids et la résolution des comorbidités associées à l’obésité6,7. En outre, les risques de sténose ou fuite de l’anastomose jejunojejunal dans RYGB est évité, et le risque d’une hernie interne peut être plus faible qu’avec RYGB8.

Les mécanismes physiologiques qui sous-tendent la perte de poids après la chirurgie bariatrique demeurent controversées et peuvent être difficiles d’étudier les humains9. Modèles animaux sont utiles pour comprendre les chirurgies bariatriques comment peuvent avoir une incidence du métabolisme du glucose, des modifications neuro-endocrines ou les mécanismes de la satiété. On manque de données comparatives entre les procédures et les effets à long terme de ces chirurgies doivent être mieux comprise10. Il n’est pas possible de normaliser pleinement les soins cliniques pré- et postopératoire, et suivi satisfaisant peut être difficile à réaliser : certaines études rapport perte-pour-suivi des tarifs jusqu'à 30 % pour la première année11.

Le concept de pontage gastrique est une combinaison d’une procédure restrictive, en raison de la création d’une poche gastrique et un degré modéré de malabsorption, résultant de l’exclusion du duodénum et du jéjunum proximal du transit gastro-intestinal. Actuellement, longueur de branche de la chirurgie bariatrique est toujours un sujet de débat12,13. Les données disponibles montrent qu'une grande variabilité des procédures et aucun consensus n’a encore été conclue sur la longueur de la branche optimale pour OAGB14,15. Néanmoins, de nombreux auteurs ont signalé une longueur de 200 cm BPL comme norme pour l’OAGB16,17,18. La longueur moyenne de l’intestin grêle est environ 700 cm19.

Plusieurs modèles de rongeurs du RYGB ont été développés dans le monde entier contre20, avec grandes variations en termes de taille de poche, la longueur de la branche et la préservation du nerf vagal. Mais très peu d’auteurs a signalé un modèle expérimental OAGB ; pour cette raison, l’équipe theresearch a développé un modèle d’OAGB en collaboration avec des chirurgiens bariatriques. Le raisonnement derrière le développement du modèle était d’imiter le bypass gastrique pratiqué chez l’homme. Le modèle comprend la construction d’une poche gastrique à l’exclusion de l’antre et le corps de l’estomac. Pour cela, le chirurgien fait une ablation de l’estomac mycangiums à l’aide d’une agrafeuse. Par rapport à un précédent protocole20, l’équipe a décidé d’ajouter une antibioprophylaxie per-opératoire afin de diminuer la morbidité liée à l’anastomose gastro-intestinale, comme est courante dans la chirurgie humaine21.

La longueur de branche de rat utilisée dans ce modèle a été choisie de reproduire le rapport entre la BPL et le CL chez les humains. Des mesures préliminaires ont montré la longueur totale de l’intestin grêle chez les rats se situer entre 90 et 120 cm22. Par conséquent, la longueur de la BPL choisie pour OAGB a 35 cm. En outre, ce modèle est possible sans faire aucune ligature vasculaire, évitant l’ischémie de la poche gastrique.

Protocole

Tous les animaux utilisés étaient conformes aux orientations de la Communauté européenne et a été approuvé par le Comité d’éthique local (Comité d'éthique en expérimentation animale N ° 121) et le ministère de l’enseignement supérieur et de recherche (Ref #02285.03).

1. les animaux et les régimes alimentaires

  1. Rats
    1. Utiliser des rats Wistar mâles pesant 260-320 g, a commencé sur une alimentation riche en graisses (HFD) à 7 semaines d’âge.
  2. Régime alimentaire
    1. Induire une obésité induite par la diète, au moins 12 semaines préopératoire de la SIH. Donner les rats libre accès à l’eau et le SIH.
      Remarque : Le SIH se compose d’une alimentation rongeurs de laboratoire purifiée hypercaloric contenant 45 % de matière grasse (voir Table des matières).
    2. Veiller à ce que les rats sont obèses au moment de la chirurgie, avec un poids compris entre 600 à 800 g.

2. matériel

  1. Appareils d’électrochirurgie
    1. Stériliser tous les instruments de chirurgie avant la chirurgie.
    2. Disposer tous les instruments chirurgicaux utilisés pour la procédure (voir Table des matières).
    3. Effectuer l’anastomose sous loupes, à l’aide d’instruments classiques et microchirurgies.
    4. Veiller à ce que les rats sont positionnés sur la plaque chauffante à une température de 37 ° C et sous une lampe chauffante. Placez le tableau électrique isotherme selon le besoin.
  2. Préparation de l’anesthésie et l’animal
    1. Anesthésier le rat avec une inhalation d’isoflurane vol 3 % dans l’air pour l’induction de l’anesthésie dans la boîte de rongeur.
    2. Transférer le rat à la plaque chauffante et maintenir l’anesthésie avec le masque facial au même débit de 3 %. Veiller à ce que l’anesthetization est terminée en pinçant la queue de l’animal.
    3. Raser la fourrure antérieure, correspondant à incision zone de la laparotomie, un ~ 3 cm-large zone de la xiphoïde à bassin et animal, à l’aide d’un rasoir électrique.
    4. Raser une zone de 3 cm de large sur le dos de l’animal, centrée sur le cou de l’animal. Cette étape facilite la conduction électrique monopolaire.
    5. Pulvériser une solution désinfectante à base d’alcool sur le site de l’opération.

3. chirurgie

  1. Laparotomie
    1. S’applique à base d’alcool local antiseptique sur la peau rasée.
    2. Ouvrir l’abdomen avec une incision cutanée de la médiane du processus xiphoïde d’environ 3 cm de long avec un scalpel. Ouvrez le carénage et le péritoine le long de la linea alba avec un bistouri monopolaire.
    3. S’assurer que la cavité péritonéale est ouvert sur toute la longueur de l’incision cutanée.
      Exposer la cavité péritonéale d’un rétracteur à soi.
  2. La courbe supérieure et dissection hiatal
    1. Disséquer la courbe gastrique supérieure de la jonction entre l’estomac glandulaire et mycangiums sur le côté gauche de l’oesophage abdominal avec des ciseaux chirurgicaux.
    2. Progressivement de coaguler les vaisseaux gastrosplenic avec le bistouri monopolaire, afin de libérer entièrement la grande courbe gastrique à son angle. Puis exposer la zone hiatal en sectionnant des ligaments minces.
    3. Disséquer le côté droit de l’oesophage abdominal, préservant l’artère gastrique gauche et nerf vagal, utilisant un dissecteur manuelle.
  3. Confection de la poche gastrique
    1. Ablation de l’estomac mycangiums
      1. Appliquer un aliment de base de 35 mm gun (voir Table des matières) à la jonction entre l’estomac glandulaire et mycangiums sur le côté gauche de la jonction gastro. Veiller à ce que l’estomac mycangiums est sur le côté droit de l’agrafeuse.
      2. Le canon à tir, puis enlever l’estomac mycangiums réséqué.
    2. Poche gastrique
      1. Appliquer une deuxième agrafeuse utilisant un dispositif de (TA) thoraco-abdominaux (3 à 3,5 mm) (voir la Table des matières), parallèle à la première d’agrafage, sur le côté droit de la jonction gastro pour exclure l’antre et une partie du corps de l’estomac.
      2. Veiller à ce que le résultat des deux lignes discontinues est une poche gastrique environ 0,5 cm de large.
  4. OAGB
    1. Mesure de l’intestin grêle
      1. Localiser l’angle duodéno-jéjunale. Le jéjunum proximal est la portion de l’intestin grêle située sous la partie médiale du côlon ; C’est la partie non seulement mobile de l’intestin chez le rat.
      2. Avec une bande de 5 cm de long, manuellement mesurent 35 cm de l’angle duodéno-jéjunale. Effectuez ensuite un enterotomy punctiform sur le côté antimesenteric du jéjunum.
    2. Anastomose gastro-jéjunale
      1. Effectuer une gastrotomie ponctuelle avec le bistouri monopolaire côté courbe supérieure de la poche gastrique, précisément entre les deux précédents discontinues de lignes. Si la poche gastrique n’est pas totalement vide, effectuer une légère pression manuelle sur la poche gastrique pour le vider.
      2. Réaliser une anastomose gastro-jéjunale bout-à-côte avec pinces non traumatique et détenteur d’une petit aiguille.
      3. Commencer la suture avec deux points d’extrémité de polypropylène isotactique 7-0 (voir Table des matières), suturer les deux extrémités de la gastrotomie avec les extrémités de l’enterotomy.
      4. Puis, avec les fils même utilisés pour les points de deux extrémité, effectuer deux sutures en cours d’exécution sur chaque côté de l’anastomose. Le cas échéant, renvoyer l’anastomose pour faciliter la manœuvre. Assurer la qualité de l’anastomose en plaçant près des points, au moins sept ou huit de chaque côté de l’anastomose.
      5. Prendre 1 mm de large séreuse dans chaque maille. Évitez de prendre toute la muqueuse dans la maille pour enterrer doucement la muqueuse gastrique et entérique à l’intérieur de la suture.
        Remarque : Le résultat de ceci est une anastomose gastro-jéjunale de terminolateral avec une branche de dérivation biliopancréatique sur la gauche et un digestif/cl de (AL) sur la droite. S’assurer que l’anastomose est perméable par légère pression sur la poche gastrique.
  5. Fermeture et soins immédiats
    1. Rincer la cavité péritonéale avec une solution de NaCl 0,9 % et remplacez manuellement les organes abdominaux dans leur position physiologique.
    2. Fermer la paroi abdominale avec une suture en cours d’exécution de tressé suture en polyester 2-0 (voir Table des matières) avec un aiguille classique-support.
    3. Fermer la peau avec une suture en cours d’exécution de polyglactine 910 4-0 (voir Table des matières).
    4. Effectuer deux pariétales injections de lidocaïne 1 % de chaque côté de la laparotomie. Administrer une dose totale de 1 mL/kg de lidocaïne 1 % dans l’aponévrose du muscle abdominaux rectus.

4. postopératoire soins

  1. Effectuer une injection intramusculaire de 20 000 unités/kg la pénicilline G.
  2. Effectuer une injection sous-cutanée de 10 mL de potassium de solution isotonique polyionic (2 g de KCl/L, 4 g de NaCl/L et 50 g de glucose/L). Dans cette injection, il est possible de mélanger avec des analgésiques appropriés tels que de la buprénorphine (0,1 mg/kg) et meloxicam (2 mg/kg).
  3. Placer les rats dans des cages individuelles, réchauffés par un feu jusqu'à ce qu’ils sont tout à fait réveillés.
  4. Inspecter fréquemment les animaux afin d’administrer un traitement postopératoire avec une analgésie appropriée et l’hydratation (solution isotonique polyionic).
  5. Injecter analgésique approprié, buprénorphine (0,1 mg/kg) et le meloxicam (2 mg/kg), par voie sous-cutanée de l’immédiate postopératoire période jusqu’au jour 4, toutes les 12 h.
  6. Gardez les rats avec libre accès à l’eau au cours de la journée 1. Jour 2/3, donner gratuitement accès à une alimentation liquide. Jour 4, leur donner accès ad libitum d’un régime alimentaire normal.

Résultats

Ce protocole est reproductible et imite OAGB telle que pratiquée sur l’homme. La sécurité de ce protocole est pris en charge avec les données publiées23,24 , avec un faible taux de mortalité entre 12 % et 25 %. Les chirurgiens différents dans l’équipe de recherche avec un taux de mortalité similaires ont pratiqué ce protocole.

Néanmoins, chirurgie de ronge...

Discussion

Ce protocole a l’avantage d’imiter OAGB pratiqué systématiquement chez les humains. Sa sécurité et la reproductibilité chez les rats ont été démontrées dans des résultats cliniques et métaboliques.

L’anastomose dans le présent protocole pose une difficulté technique et est la principale étape critique. Pour ce faire, il est nécessaire d’utiliser des outils spécifiques de microchirurgie, comme un porte-aiguille de microchirurgie ou loupes. Afin de réaliser une anastomos...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Jean Pierre Marmuse pour son aide constante et de la prise en charge ; Eglantine Voitellier, Jean-Baptiste Cavin et Houneyda El Jindi pour mettre en place les modèles et les illustrations ; Anne-Charlotte Jarry et Andreia Goncalves pour leur aide avec les vidéos ; Sara J. Zaat pour modifier le texte en anglais. Matthieu A. Siebert et Lara Ribeiro-Parenti étaient bénéficiaires du parrainage de la Fondation versez la recherche médicale (FRM) et l’Association française de chirurgie (AFC).

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
High-Fat Diet, 45 % fat Genestil, Royaucourt, FranceC 1090-45http://www.genestil.com/
Metzenbaum ScissorsWorld Precision instrument, Sarasota, US501739https://www.wpi-europe.com
Dumont TweezersWorld Precision instrument, Sarasota, US14098https://www.wpi-europe.com
Iris ForcepsWorld Precision instrument, Sarasota, US15915https://www.wpi-europe.com
Iris Scissors 10cmWorld Precision instrument, Sarasota, US14218https://www.wpi-europe.com
Needle HolderWorld Precision instrument, Sarasota, US14110https://www.wpi-europe.com
Alm Self Retaining RetractorWorld Precision instrument, Sarasota, US14240https://www.wpi-europe.com
Baby Mixter Hemostatic Forceps,  Right AngleWorld Precision instrument, Sarasota, US501240https://www.wpi-europe.com
Non woven sterile swabsLCH Medical Products, Paris, FranceSN40-0755www.lch-medical.com
Galilean Binocular Loupe 2.5xWorld Precision instrument, Sarasota, US504056https://www.wpi-europe.com
Digestive thread: Isotactic polypropylene, monofil Prolene 7-0 Ethicon, Issy les  Moulineaux, FranceEH7813Ewww.ethicon.com
Parietal thread : Coated Braided Polyester Ti-Cron 2-0Covidien, Mannsfield, MA, USA3003-52www.covidien.com
Cutaneous thread : Polyglactin, VICRYL RAPIDE 4-0 Ethicon, Issy les  Moulineaux, FranceVR3100www.ethicon.com
ETS-Flex 35- mm staple gunEthicon, Issy les  Moulineaux, FranceATS45www.ethicon.com
Proximate Reloadable StaplersEthicon, Issy les  Moulineaux, FranceXR30Vwww.ethicon.com
TA-DST 30mm-3.5mmEthicon, Issy les  Moulineaux, FranceTX30Bwww.ethicon.com
Alcoholic 5% BetadineMEDA Pharma, Merignac, France41085www.medapharma.fr
LIDOCAINE AGUETTANT 20 mg/mlLABORATOIRE AGUETTANT, Lyon, France3400940000000.0https://www.aguettant.fr
Penicillin G 5MUIPanpharma, Luitre, France3.40E+12https://www.panpharma.eu/fr
Bionolyte G5 ; Sodium chloride 0.4%, glucose 5%, potassium chloride 0.2%)Baxter, Maurepas, France
Liquid dietGenestil, Royaucourt, FranceC-0200Thttp://www.genestil.com/
Isoflurane 100%Centravet, Plancoet, FranceISO007http://cooperative.centravet.net

Références

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