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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Le milieu sans sérum de veau fœtal sans rouge de phénol est une meilleure option que le RPMI avancé pour éliminer les hormones exogènes sans altérer la fonction normale des cellules caliciformes conjonctivales dans l’étude des différences basées sur le sexe.

Résumé

La sécheresse oculaire est une maladie multifactorielle affectant la santé de la surface oculaire, avec une prévalence profondément plus élevée chez les femmes. La perturbation de la mucine gélifiante qui est sécrétée par les cellules caliciformes conjonctivales (CGC) sur la surface oculaire contribue à de multiples maladies de la surface oculaire. L’élimination des hormones sexuelles exogènes est essentielle pour obtenir des résultats cohérents lors de l’étude in vitro des différences entre les sexes dans les CCG. Cet article décrit une méthode permettant de minimiser la présence d’hormones exogènes dans l’étude des différences fondées sur le sexe dans les CGC tout en maintenant leur fonction physiologique. Des CGC provenant de donneurs humains post-mortem des deux sexes ont été cultivés à partir de morceaux de conjonctive dans un milieu RPMI avec 10 % de sérum de veau fœtal (FBS) (appelé milieu complet) jusqu’à la confluence. Près de 48 h avant le début des expériences, les CCG ont été transférés dans un milieu RPMI sans rouge de phénol ni FBS, mais avec 1 % de BSA (appelé milieu sans rouge de phénol). La fonction cellulaire normale a été étudiée en mesurant l’augmentation de la stimulation intracellulaire [Ca2+] ([Ca2+]i) après stimulation par carbachol (Cch, 1 x 10-4 M) à l’aide de la microscopie fura 2/acétoxyméthyle (AM). Le résultat montre que les CCG ont maintenu un fonctionnement normal dans le milieu sans rouge de phénol après 48 h. Aucune différence significative dans la réponse [Ca2+]i n’a été observée entre le milieu RPMI sans rouge de phénol et le milieu complet lors de la stimulation de Cch. Par conséquent, nous recommandons d’utiliser le milieu RPMI sans phénol avec 1% de BSA pour éliminer les hormones exogènes sans altérer le fonctionnement normal des CGC dans l’étude des différences basées sur le sexe.

Introduction

Les différences fondées sur le sexe affectent de multiples processus de la surface oculaire 1,2,3. La manifestation clinique de ces différences fondées sur le sexe est la différence de prévalence de nombreuses maladies de la surface oculaire entre les hommes et les femmes, telles que la sécheresse oculaire et la conjonctivite 4,5,6. Les preuves suggèrent que les différences fondées sur le sexe proviennent de plusieurs niveaux biologiques, y compris les différents profils de gènes sur les chromosomes X et Y7 et les effets des hormones8. L’étude des bases moléculaires des différences fondées sur le sexe peut permettre de mieux comprendre la maladie et, éventuellement, d’améliorer la médecine personnalisée.

La surface oculaire comprend le film lacrymal sus-jacent, la cornée et la conjonctive. Des différences fondées sur le sexe sont observées dans plusieurs composants de la surface oculaire, y compris le film lacrymal 9,10, la cornée 11, la glande lacrymale 12,13 et les glandes de Meibomius qui sécrètent également des larmes 12. De nombreuses études mécanistiques ont étudié l’effet des hormones sexuelles sur la cornée et ses composants associés14,15 ; Cependant, on sait peu de choses sur les différences entre les sexes dans la conjonctive et ses cellules caliciformes. La conjonctive est une muqueuse qui recouvre la sclérotique et la surface interne de la paupière. L’épithélium de la conjonctive est composé de cellules squameuses stratifiées, multicouches et non kératinisées16.

Parmi les cellules pavimenteuses stratifiées de la conjonctive, il y a des cellules caliciformes (CGC) intercalées à la surface apicale de l’épithélium. Ces cellules caliciformes sont caractérisées par le grand nombre de granules sécrétoires situés au pôle apical17. Les CGC synthétisent et sécrètent la mucine gélifiante MUC5AC pour hydrater la surface oculaire et la lubrifier pendant le clignement des yeux17. La sécrétion de mucine est étroitement régulée par le [Ca 2+] intracellulaire ([Ca2+]i) et l’activation de la kinase régulée par le signal extracellulaire dépendant de Ras (ERK1/2)18. L’incapacité à sécréter de la mucine entraîne une sécheresse de la surface oculaire et des séquelles d’anomalies pathologiques. Sur une surface oculaire enflammée, cependant, une sécrétion importante de mucine stimulée par des médiateurs inflammatoires entraîne une perception d’adhérence et de démangeaisons de l’œil19. Ces conditions avec une sécrétion de mucine perturbée finiront par entraîner une détérioration de la surface oculaire.

Le rôle des cellules caliciformes en tant que principale source de mucine oculaire est reconnu depuis longtemps20, cependant, les différences fondées sur le sexe dans la régulation de la mucine dans les états physiologiques et pathologiques restent à découvrir. Un système in vitro serait utile pour surveiller la fonction des cellules caliciformes sans effet hormonal ou avec un niveau d’hormones sexuelles précisément contrôlé. Même si une lignée cellulaire épithéliale conjonctivale s’est développée21, il n’existe pas de lignée cellulaire caliciforme avec une sécrétion de mucine fonctionnelle. Par conséquent, nous avons modifié notre culture de CCG humaine primaire développée pour établir une méthode d’analyse de la différence fondée sur le sexe in vitro16, et la présenter comme ci-dessous.

Protocole

Tous les tissus humains ont été donnés à la banque d’yeux avec le consentement éclairé préalable et l’autorisation du donneur pour utilisation dans la recherche scientifique. L’utilisation du tissu conjonctival humain a été examinée par le Massachusetts Eye and Ear Human Studies Committee et a été jugée exemptée et ne répondant pas à la définition de la recherche sur des sujets humains.

1. Culture primaire de cellules caliciformes humaines

  1. À partir de la banque d’yeux, prélever du tissu conjonctival humain16.
  2. Préparer le milieu de culture, le milieu de culture RPMI-1640 complété par 10 % de sérum de veau fœtal (FBS), 2 mM de glutamine, 2 mM d’acides aminés non essentiels (NEAA), 2 mM de pyruvate de sodium, 100 μg/mL de pénicilline-streptomycine et 2 mM d’acide 4-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazineéthanesulfonique (HEPES).
  3. Effectuez la culture cellulaire primaire comme décrit ci-dessous.
    1. Émincez le tissu en3 morceaux de 1 mm à l’aide d’un scalpel stérile et épépinez-le sur des plaques de culture dans une hotte de culture. Ensemencer quatre morceaux dans chaque puits d’une plaque à 6 puits, dans 1 mL de milieu RPMI complet. Bien que l’orientation du morceau de tissu n’ait pas d’impact sur la croissance cellulaire, assurez-vous que les morceaux adhèrent à la plaque de culture pour assurer la croissance à l’aide de la lame du scalpel.
    2. Placez les morceaux de tissu dans l’incubateur contenant 95 % d’air et 5 % de CO2 à 37 °C. Rafraîchir le même milieu de culture tous les deux jours jusqu’à ce que les cellules caliciformes atteignent une confluence de 70 % à 80 % en environ 14 jours. Retirez le bouchon de tissu environ 72 h après l’ensemencement.
      REMARQUE : L’épithélium conjonctival humain contient principalement des cellules pavimenteuses stratifiées et des cellules caliciformes. Le RPMI est un milieu sélectif pour les cellules caliciformes. Rarement dans la culture humaine de CCG, les fibroblastes peuvent se développer vers le 7e jour. La méthode de purification de la culture a été décrite dans une publication antérieure 22.
    3. Vérifier la pureté de la culture GC à l’aide de la microscopie à immunofluorescence (IFM) ciblant la cytokératine (CK)7 et la lectine d’Helix pomatia-1 (HPA-1)22 en suivant la méthode IFM standard décrite en19 ; Voir des résultats représentatifs.

2. Passage des cellules caliciformes conjonctivales humaines et préparation expérimentale

  1. Rincez les cellules avec du PBS (pH = 7,4) et détachez les cellules avec une trypsinisation en utilisant 0,05% de trypsine dans 1x EDTA. Observez les cellules toutes les minutes au microscope. Une fois que les cellules se détachent du bas, désactivez la trypsine à l’aide d’un milieu RPMI complet.
  2. Centrifuger les cellules à 150 × g pendant 5 min à température ambiante. Remettre en suspension la pastille cellulaire dans le milieu de culture RPMI complet et réensemencer sur des boîtes de culture à fond de verre pour la mesure de [Ca2+]i . Le volume total du milieu est de 300 μL par boîte. Gardez le support au centre de la partie en verre du plat.
  3. Élimination des hormones dans les milieux de culture : Le milieu de culture peut contenir des hormones sexuelles, en particulier le FBS. Comme le rouge de phénol contenu dans le RPMI-1640 a une activité œstrogénique 23,24, remplacez le milieu RPMI par un milieu RPMI sans rouge de phénol et ajustez le pH à 7,45 à l’aide de bandelettes de pH après avoir préparé le milieu complet. Le HEPES contenu dans le milieu complet maintient le pH à une plage relativement faible.

3. Dosage du fura-2/acétoxyméthyle (AM) pour la mesure du [Ca2+]i

  1. Effectuez le chargement Fura-2/AM comme décrit ci-dessous.
    1. Incuber les cellules dans des boîtes à fond en verre pendant 1 h à 37 °C, atmosphère ambiante, et à l’abri de la lumière avec un tampon bicarbonate Krebs-Ringer (KRB ; contenant 119 mM de NaCl, 4,8 mM de KCl, 1,0 mM de CaCl 2, 1,2 mM de MgSO4 et 25 mM de NaHCO3) avec 0,5 % de HEPES (tableau 1), plus 0,5 % de BSA, 0,5 μM de fura-2/AM, 8 μM d’acide pluronique F127 et 250 μM de sulfinpyrazone.
    2. Ajustez le pH à 7,45 à l’aide d’un pH-mètre avant utilisation. Après le chargement avec fura-2/AM, laver les cellules avec du KRB contenant 250 μM de sulfinpyrazone immédiatement avant la mesure de [Ca2+]i .
  2. Effectuez la mesure [Ca2+]i comme décrit ci-dessous.
    1. Placez les boîtes contenant les cellules chargées de fura-2 sous le microscope, localisez un champ représentatif contenant entre 20 et 50 cellules à un grossissement de 200x et utilisez la fonction Main levée pour dessiner un contour autour de chaque cellule afin d’indiquer au logiciel ce qui est et ce qui n’est pas la fluorescence de fond.
    2. Attendez que le logiciel soustrait automatiquement la fluorescence de fond de la mesure et cliquez sur le bouton Démarrer l’expérience .
    3. Ensuite, attendez entre 8 s et 15 s pour établir les niveaux de calcium basal dans les cellules avant de pipeter soigneusement l’agoniste d’intérêt. Continuez à mesurer pendant au moins 120 s après l’ajout de l’agoniste ou jusqu’à ce que les taux de calcium soient revenus à la ligne de base.
  3. Effectuez l’analyse des données comme décrit ci-dessous.
    1. Utilisez le changement de crête [Ca2+]i pour représenter les actions des stimuli. Calculez le taux moyen de calcium basal dans chaque cellule à partir des 8 à 15 premières secondes de mesures. Si ce nombre est égal ou supérieur à 500 nM, supprimez cette cellule du jeu de données car elle subit une apoptose ou une nécrose.
    2. Une fois que le niveau basal de chaque cellule a été calculé, soustrayez cette quantité du maximum mesuré [Ca2+]i pour la même cellule. Calculez la moyenne de la variation du pic [Ca2+]I pour toutes les cellules d’une boîte donnée.
    3. Pour assurer la cohérence, enregistrez les réponses de chaque stimulus en double et calculez la valeur moyenne des changements de pic [Ca2+]i obtenus à partir des doublons comme un point de données de l’échantillon humain individuel. Comparez les données de différents groupes à l’aide d’une méthode d’analyse de données appropriée basée sur le plan de l’étude.

Résultats

Les CCG humains en culture primaire atteignent 80 % de confluence en environ 14 jours. Le type de cellule a été confirmé par coloration par immunofluorescence avec des anticorps dirigés contre les marqueurs cellulaires caliciformes CK7 et HPA-125 (Figure 1). Même si l’élimination du FBS du milieu peut éliminer les hormones sexuelles, l’absence de FBS pourrait potentiellement affecter la réponse cellulaire. Pour vérifier la méthode d’élimination hormon...

Discussion

L’étude des différences entre les sexes dans les tissus oculaires aide à comprendre les processus des maladies, en particulier la sécheresse oculaire et la conjonctivite allergique, qui affectent de manière disproportionnée un sexe 4,5,6. Même si des modèles animaux peuvent être utilisés pour ces études, les données obtenues directement à partir de tissus humains sont essentielles en raison de la plus grande simil...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les travaux sont financés par le National Eye Institute Grant EY019470 (D.A.D).

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
0.05% trypsin with 1x EDTAGibco (Grand Island, NY)25300-054
4-(2-hydroxyethyl)-1- piperazineethanesulfonic acidFisher Bioreagent (Pittsburgh, PA)BP310-500
Advanced RPMI mediaGibco (Grand Island, NY)12633020
carbacholCayman Chemical (Ann Arbor, MI)144.86
Fetal Bovin SerumR&D (Minneapolis, MN)S11150H
Fura-2- acetoxymethyl ester Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, USA)F1221
Human conjunctival tissueEversight Eye Bank (Ann Arbor, MI)N/A
inorganic salt for KRB bufferSigma-Aldrich (St. Louis, MO)Any brand will work
L-glutamine Lonza Group (Basel, Switzerland)17-605F
non-essential amino acidsGibco (Grand Island, NY)11140-050
penicillin/streptomycinGibco (Grand Island, NY)15140-122
phenol red-free RPMI media Gibco (Grand Island, NY)11835055
Pluronic acid F127MilliporeSigma (Burlington, MA, USA)P2443-250G
RPMI-1640 culture mediumGibco (Grand Island, NY)21875034
scalpelThermo Fisher Scientific (Waltham, MA, USA)12460451Any sterile surgical scalpel can work
sodium pyruvateGibco (Grand Island, NY)11360-070
sulfinpyrazoneMilliporeSigma (Burlington, MA, USA)S9509-5G

Références

  1. Gao, Y., et al. Female-specific downregulation of tissue polymorphonuclear neutrophils drives impaired regulatory T cell and amplified effector T cell responses in autoimmune dry eye disease. Journal of Immunology. 195, 3086-3099 (2015).
  2. Wang, S. B., et al. Estrogen negatively regulates epithelial wound healing and protective lipid mediator circuits in the cornea. FASEB Journal. 26, 1506-1516 (2012).
  3. Sullivan, D. A., Block, L., Pena, J. D. Influence of androgens and pituitary hormones on the structural profile and secretory activity of the lacrimal gland. Acta Ophthalmologica Scandinavica. 74, 421-435 (1996).
  4. Schaumberg, D. A., Dana, R., Buring, J. E., Sullivan, D. A. Prevalence of dry eye disease among US men: estimates from the Physicians' Health Studies. Archives of Ophthalmology. 127, 763-768 (2009).
  5. Tellefsen Nøland, S., et al. Sex and age differences in symptoms and signs of dry eye disease in a Norwegian cohort of patients. The Ocular Surface. 19, 68-73 (2021).
  6. Sullivan, D. A., et al. TFOS DEWS II Sex, gender, and hormones report. The Ocular Surface. 15, 284-333 (2017).
  7. Meester, I., et al. SeXY chromosomes and the immune system: reflections after a comparative study. Biology of Sex Differences. 11, 3 (2020).
  8. Yang, J. -. H., et al. Hormone replacement therapy reverses the decrease in natural killer cytotoxicity but does not reverse the decreases in the T-cell subpopulation or interferon-gamma production in postmenopausal women. Fertility and Sterility. 74, 261-267 (2000).
  9. Orucoglu, F., Akman, M., Onal, S. Analysis of age, refractive error and gender related changes of the cornea and the anterior segment of the eye with Scheimpflug imaging. Contact Lens & Anterior Eye. 38, 345-350 (2015).
  10. Strobbe, E., Cellini, M., Barbaresi, U., Campos, E. C. Influence of age and gender on corneal biomechanical properties in a healthy Italian population. Cornea. 33, 968-972 (2014).
  11. Sullivan, D. A., Jensen, R. V., Suzuki, T., Richards, S. M. Do sex steroids exert sex-specific and/or opposite effects on gene expression in lacrimal and meibomian glands. Molecular Vision. 15, 1553-1572 (2009).
  12. Bukhari, A. A., Basheer, N. A., Joharjy, H. I. Age, gender, and interracial variability of normal lacrimal gland volume using MRI. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30, 388-391 (2014).
  13. Sullivan, B. D., Evans, J. E., Dana, M. R., Sullivan, D. A. Influence of aging on the polar and neutral lipid profiles in human meibomian gland secretions. Archives of Ophthalmology. 124, 1286-1292 (2006).
  14. Ebeigbe, J. A., Ebeigbe, P. N. The influence of sex hormone levels on tear production in postmenopausal Nigerian women. African Journal of Medicine and Medical Sciences. 43, 205-211 (2014).
  15. Suzuki, T., et al. Estrogen's and progesterone's impact on gene expression in the mouse lacrimal gland. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47, 158-168 (2006).
  16. Shatos, M. A., et al. Isolation and characterization of cultured human conjunctival goblet cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44, 2477-2486 (2003).
  17. Huang, A. J., Tseng, S. C., Kenyon, K. R. Morphogenesis of rat conjunctival goblet cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 29, 969-975 (1988).
  18. Li, D., et al. Resolvin D1 and aspirin-triggered resolvin D1 regulate histamine-stimulated conjunctival goblet cell secretion. Mucosal Immunology. 6, 1119-1130 (2013).
  19. Dartt, D. A., Masli, S. Conjunctival epithelial and goblet cell function in chronic inflammation and ocular allergic inflammation. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 14, 464-470 (2014).
  20. Mantelli, F., Argüeso, P. Functions of ocular surface mucins in health and disease. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 8, 477-483 (2008).
  21. García-Posadas, L., et al. Characterization and functional performance of a commercial human conjunctival epithelial cell line. Experimental Eye Research. 223, 109220 (2022).
  22. Shatos, M. A., et al. Isolation, characterization, and propagation of rat conjunctival goblet cells in vitro. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 42, 1455-1464 (2001).
  23. Welshons, W. V., Wolf, M. F., Murphy, C. S., Jordan, V. C. Estrogenic activity of phenol red. Molecular and Cellular Endocrinology. 57, 169-178 (1988).
  24. Berthois, Y., Katzenellenbogen, J. A., Katzenellenbogen, B. S. Phenol red in tissue culture media is a weak estrogen: implications concerning the study of estrogen-responsive cells in culture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 83, 2496-2500 (1986).
  25. García-Posadas, L., et al. Interaction of IFN-γ with cholinergic agonists to modulate rat and human goblet cell function. Mucosal Immunology. 9, 206-217 (2016).
  26. Li, D., Jiao, J., Shatos, M. A., Hodges, R. R., Dartt, D. A. Effect of VIP on intracellular [Ca2 ], extracellular regulated kinase 1/2, and secretion in cultured rat conjunctival goblet cells. Investigative Opthalmology & Visual Science. 54, 2872-2884 (2013).
  27. Contrò, V., et al. Sex steroid hormone receptors, their ligands, and nuclear and non-nuclear pathways. AIMS Molecular Science. 2, 294-310 (2015).
  28. Valley, C. C., Solodin, N. M., Powers, G. L., Ellison, S. J., Alarid, E. T. Temporal variation in estrogen receptor-alpha protein turnover in the presence of estrogen. Journal of Molecular Endocrinology. 40, 23-34 (2008).
  29. Campen, C. A., Gorski, J. Anomalous behavior of protein synthesis inhibitors on the turnover of the estrogen receptor as measured by density labeling. Endocrinology. 119, 1454-1461 (1986).
  30. Yang, M., et al. Sex-based differences in conjunctival goblet cell responses to pro-inflammatory and pro-resolving mediators. Scientific Reports. 12, 16305 (2022).

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