Ce protocole décrit en détail comment construire un microscope à fluorescence à feuillet de lumière à objectif unique et son utilisation pour visualiser les réseaux de cytosquelettes.
Les composites de cytosquelettes reconstitués sont apparus comme un système modèle précieux pour l’étude de la matière molle hors équilibre. La capture fidèle de la dynamique de ces réseaux denses en 3D nécessite un sectionnement optique, souvent associé aux microscopes confocaux à fluorescence. Cependant, les développements récents de la microscopie à fluorescence à feuillet de lumière (LSFM) l’ont établie comme une alternative rentable et, parfois, supérieure. Pour rendre le LSFM accessible aux chercheurs en cytosquelette moins familiers avec l’optique, nous présentons un guide du débutant étape par étape pour construire un microscope à fluorescence à feuillet de lumière polyvalent à partir de composants prêts à l’emploi. Pour permettre le montage d’échantillons avec des échantillons de lames traditionnels, ce LSFM suit la conception à feuille de lumière à objectif unique (SOLS), qui utilise un seul objectif pour l’excitation et la collecte d’émission. Nous décrivons la fonction de chaque composant du SOLS avec suffisamment de détails pour permettre aux lecteurs de modifier l’instrumentation et de la concevoir en fonction de leurs besoins spécifiques. Enfin, nous démontrons l’utilisation de cet instrument SOLS personnalisé en visualisant les asters dans des réseaux de microtubules pilotés par la kinésine.
La microscopie à fluorescence à feuillet de lumière (LSFM) représente une famille de techniques d’imagerie par fluorescence à haute résolution dans lesquelles la lumière d’excitation est façonnée en une feuille 1,2, y compris la microscopie à éclairage plan sélectif (SPIM), l’excitation planaire alignée confocalement balayée (SCAPE) et la microscopie à plan oblique (OPM)3,4,5,6,7. Contrairement à d’autres modalités de microscopie telles que l’épifluorescence, la microscopie à fluorescence à réflexion interne totale (TIRFM) ou la microscopie confocale, la phototoxicité est minime dans la LSFM et les échantillons peuvent être imagés sur des échelles de temps plus longues car seul le plan de l’échantillon activement imagé est éclairé 8,9,10. Par conséquent, les techniques LSFM sont extrêmement utiles pour l’imagerie d’échantillons 3D sur de longues périodes, notamment celles trop épaisses pour les techniques de microscopie confocale. Pour ces raisons, depuis son développement initial en 2004, le LSFM est devenu la technique d’imagerie de choix pour de nombreux physiologistes, biologistes du développement et neuroscientifiques pour la visualisation d’organismes entiers tels que les embryons vivants de poisson-zèbre et de drosophile 3,4,6,11 . Au cours de ces deux dernières décennies, les avantages de la LSFM ont été exploités pour visualiser la structure et la dynamique à des échelles de plus en plus petites, y compris les tissus11,12, les échelles cellulaires et subcellulaires, à la fois in vivo et in vitro 13,14,15,17.
Malgré les rapports de cas d’utilisation réussis dans la littérature, le coût élevé des systèmes LSFM commerciaux (~0,25 million USD au moment de la rédaction de cet article)18,19 empêche l’utilisation généralisée de la technique. Pour faire des constructions DIY une alternative réalisable pour les chercheurs, plusieurs guides de construction ont été publiés 8,13,20,21, y compris l’effort en libre accès OpenSPIM 22. Cependant, à ce jour, les chercheurs ayant une expérience minimale de l’optique ne peuvent utiliser que des modèles LSFM antérieurs, qui sont incompatibles avec les échantillons traditionnels montés sur lame (Figure 1A). La récente mise en œuvre d’un seul objectif et d’une feuille de lumière (SOLS) utilise un seul objectif pour l’excitation et la détection (Figure 1C), surmontant ainsi la limitation liée à la compatibilité 5,6,8,13,20. Cependant, le coût de la polyvalence de la conception SOLS est une augmentation substantielle de la complexité de la construction en raison de la nécessité de deux objectifs supplémentaires pour relayer, désincliner et réimager le plan de l’objet sur la caméra pour l’imagerie (Figure 1D). Pour faciliter l’accès aux configurations complexes de style SOLS, cet article présente un guide étape par étape sur la conception, la construction, le processus d’alignement et l’utilisation d’un système SOLS compatible avec les diapositives, qui serait utile aux chercheurs ne connaissant qu’un cours d’optique de niveau débutant.
Bien que le protocole lui-même soit succinct, les lecteurs doivent se référer à d’autres ressources pendant les étapes de préparation pour en savoir plus sur des parties particulières de la conception ou des considérations matérielles. Cependant, si un lecteur a l’intention de suivre les spécifications de cette conception, il peut ne pas être nécessaire de comprendre comment sélectionner des composants optiques particuliers.
Figure 1 : Caractéristiques des différentes configurations LSFM. (A) La configuration avec deux objectifs orthogonaux communs dans les premières conceptions LSFM. Dans cette configuration, un tube capillaire ou un cylindre de gel est utilisé pour contenir l’échantillon, ce qui n’est pas compatible avec les techniques traditionnelles de montage sur lame. (B) un schéma d’une feuille de lumière SOLS montrant les éléments suivants : (C) l’objectif unique utilisé pour l’excitation et la collecte d’émission au niveau du plan d’échantillonnage (O1) ; cela permet de monter une glissière traditionnelle sur le dessus, et (D) le système d’objectif de relais dans le trajet d’émission SOLS. O2 recueille la lumière d’émission et dégrossit l’image. O3 prend des images de l’avion avec le bon angle d’inclinaison sur le capteur de la caméra. Abréviations : LSFM = microscopie à fluorescence à feuillet de lumière ; SOLS = feuille de lumière à objectif unique ; O1-O3 = objectifs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
1. Préparation à l’alignement
Figure 2 : Photos des outils d’alignement. (A) Laser d’alignement collimaté. AL1 : Lentille d’alignement 1, −50 mm ; AL2 : Lentille d’alignement 2, 100 mm (B) Double cage d’alignement de disque en verre dépoli. Abréviations : RMS CP = plaque de cage filetée RMS ; SM1 CP = SM1 plaque de cage filetée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
2. Alignement du chemin d’excitation
Figure 3 : Emplacement des composants dans le système SOLS. (A) Schéma du système SOLS avec tous les composants étiquetés. (B) Photo de haut en bas du système SOLS physique sur la table optique, à l’exclusion de la zone de l’étage d’échantillonnage. (C) Photo de haut en bas de la zone de la platine d’échantillonnage (extension de la figure 3B). Le chemin d’excitation est indiqué en vert. Le trajet d’émission est indiqué en rouge. Distances focales des objectifs : L1 : 100 mm ; L2 : 45 mm ; CL1 : 50 mm ; CL2 : 200 mm ; CL3 : 100 mm ; L3:150 mm ; L4 : 100 mm ; SL1 : 75 mm ; TL1 : 200 mm ; SL2 : 150 mm ; TL2 : 125 mm ; TL3 : 200 mm. Voir la table des matériaux pour des spécifications de pièces plus détaillées. Abréviations : SOLS = feuille de lumière à objectif unique ; Roue ND = roue à filtres à densité neutre variable ; L1-L4 = lentilles achromatiques concaves plano ; CL1-CL3 = lentilles cylindriques ; M1-M3 = miroirs ; TS1-TS2 = étapes de translation ; DM = miroir dichroïque ; Galvo = galvanomètre à balayage ; SL1-SL2 = objectifs de balayage ; TL1-TL2 = lentilles à tube ; O1-O3 = objectifs ; EF = filtre d’émission. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Alignement de la trajectoire d’émission
Figure 4 : Technique laser-in-laser-out. Envoi d’un faisceau d’essai collimaté à travers l’avant de O1 et observation du faisceau qui sort d’O2 sur une surface éloignée. Si tous les composants sont alignés à la bonne distance, le faisceau formera un petit disque d’Airy sur la surface lointaine. Toutes les abréviations sont les mêmes que dans la figure 3. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Utilisation de la lumière d’émission pour l’alignement. (A) Lumière d’émission d’une lame fluorescente acrylique sur une cible vissée derrière le BFP d’O2. (B) Détection de la lumière d’émission à vue à travers l’arrière de O3. Abréviations : O2-O3 = objectifs ; BFP = plan focal arrière. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Image sur la caméra du disque d’alignement en verre dépoli correctement mis au point. Le disque a été placé sur le plan intermédiaire entre SL2 et TL2. Barre d’échelle = 50 μm. Abréviations : SL2 = objectif de balayage ; TL2 = lentille tubulaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Image de la caméra de l’échantillon de billes 3D. L’image montre des billes de 1 nm avec le module d’imagerie réglé à 0° et éclairé par un faisceau circulaire avant l’insertion des lentilles cylindriques. Barre d’échelle = 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Cible de test de grille positive correctement focalisée sur le plan intermédiaire entre SL2 et TL2. Les grilles plates sur l’ensemble du terrain indiquent un bon alignement des composants SL2 et antérieurs. Barre d’échelle = 30 μm. Abréviations : SL2 = objectif de balayage ; TL2 = lentille tubulaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Image de la caméra de l’échantillon de billes 3D. L’image montre des billes de 1 nm correctement focalisées sur le plan intermédiaire entre SL2 et TL2. Barre d’échelle = 30 μm. Abréviations : SL2 = objectif de balayage ; TL2 = lentille tubulaire. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 10 : Cible de test de grille positive avec un carré jaune de taille constante superposé pour correspondre aux carrés de la grille. (A) Grille en point sur le côté gauche. (B) Grille en point sur le côté droit. Le carré jaune correspond à la taille des cases de grille des deux côtés du FoV. Barres d’échelle = 30 μm. Abréviation = FoV = champ de vision. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
4. Alignement de la feuille de lumière oblique
Figure 11 : Images de caméra de l’échantillon d’essai de colorant fluorescent éclairé par une feuille de lumière de forme correcte. (A) La feuille à 90°, droite le long de l’axe optique de O1, et (B) inclinée à 30° (60° par rapport à l’axe optique de O1). Barres d’échelle = 50 μm. Abréviation : O1 = objectif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 12 : Direction correcte de l’inclinaison de la feuille de lumière pour s’aligner sur le plan d’imagerie de O1. Abréviation : O1-O3 = objectifs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
5. Affiner le système pour l’imagerie et la collecte de données
Figure 13 : Images de la caméra de l’échantillon de billes 3D (billes de 1 μm) éclairées par une feuille de lumière de forme correcte. (A) Feuille à 90°, droite vers le haut le long de l’axe optique de O1, et (B) inclinée à 30° par rapport à l’axe optique de O1. La case jaune indique la partie du champ de vision qui est plate, cohérente et utilisable (80 μm x 80 μm) et dans laquelle des données fiables peuvent être saisies. Barres d’échelle = 50 μm. Abréviations : O1 = objectif ; FoV = champ de vision. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
6. Calibrer le grossissement du système
7. Acquisition de scans volumétriques
8. Procédures de post-traitement
Nous avons effectué des scans volumétriques de billes de 1 μm incrustées dans de la gomme gellane. La figure 14 montre les projections d’intensité maximale des balayages volumétriques redressés le long des directions x, y et z.
Figure 14 : Imagerie volumétrique de billes fluorescentes de 1 μm dans de la gomme gellane. Les projections d’intensité maximale des balayages volumétriques redressés sont montrées. Barres d’échelle = 30 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Nous avons démontré l’utilisation du microscope à feuillet de lumière à objectif unique pour caractériser les réseaux de cytosquelettes reconstitués en effectuant des balayages volumétriques d’échantillons d’asters microtubulaires. En bref, des microtubules marqués à la rhodamine et stabilisés au taxol ont été polymérisés à partir de dimères reconstitués par GTP ; puis, après polymérisation, des grappes de moteurs kinésines à base de streptavidine ont été mélangées à des échantillons avec de l’ATP pour des concentrations finales de microtubules de 6 μM, de dimères de kinésine de 0,5 μM et d’ATP de 10 mM. Des protocoles et des guides complets pour la préparation de microtubules stabilisés au taxol et de groupes moteurs de kinésine sont disponibles sur les sites Web du laboratoire Mitchson et du laboratoire Dogic25,26. Les échantillons ont été pipetés doucement dans des lames de microscope, scellés et laissés reposer pendant 8 heures avant l’imagerie pour permettre à l’activité motrice de cesser afin que les échantillons atteignent un état structurel stable qui ressemble à des asters.
Les études sur les systèmes de cytosquelettes reconstitués utilisent le plus souvent la microscopie confocale ou l’épifluorescence pour imager les filaments marqués. Cependant, ces deux techniques sont limitées dans leur capacité à imager des échantillons 3D denses27. Alors que de nombreux progrès ont été réalisés dans la recherche in vitro sur la matière active basée sur le cytosquelette en contraignant les échantillons à être quasi2D 28,29, les réseaux de cytosquelettes sont intrinsèquement 3D, et de nombreux efforts actuels consistent à comprendre les effets qui ne peuvent survenir que dans les échantillons 3D29,30, créant ainsi un besoin d’imagerie 3D haute résolution.
Figure 15 : Facilitation de la visualisation 3D d’échantillons de cytosquelette reconstitués par microscopie à feuillet de lumière à objectif unique. (A) Images d’asters microtubules fluorescents acquises sur un microscope confocal à balayage laser Leica DMi8. Les images montrent différents plans d’un z-scan. Barre d’échelle = 30 μm. (B) Images redressées déconvoluées d’un balayage volumétrique effectué sur la configuration de la feuille de lumière à objectif unique du même échantillon. Barre d’échelle = 30 μm. La zone d’image redressée correspond ici au champ de vision utilisable (boîte jaune) illustré à la figure 13B. Alors que le confocal excelle dans l’imagerie de plans uniques près de la lamelle, la densité de l’échantillon fluorescent introduit des complications lors de l’imagerie à des plans plus élevés en raison du signal supplémentaire provenant du dessous du plan d’imagerie. La feuille de lumière contourne ce problème en éclairant uniquement le plan d’imagerie, permettant ainsi une imagerie uniformément nette à différents plans en z. Abréviations : SOLS = feuille de lumière à objectif unique ; FoV = champ de vision. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Dans la figure 15, nous démontrons l’imagerie volumétrique d’un réseau de microtubules reconstitués contractés en structures de type aster par des clusters moteurs de kinésine. Comme l’ont montré des recherches antérieures28,31, ces structures 3D ont tendance à se densifier vers le centre, ce qui donne des régions de fluorescence brillantes qui sont prédominantes dans le signal. Dans les plans d’imagerie près de la lamelle (faible niveau z), la microscopie confocale (Figure 15A) peut résoudre des filaments uniques autour de la périphérie de l’aster, avec un bruit de fond supplémentaire vers le centre en raison de signaux de fluorescence flous provenant d’en haut. Cependant, le déplacement de quelques microns en z réduit rapidement la qualité des images en raison de la prédominance des sections denses floues de l’aster dans le signal dans le plan d’imagerie. L’éclairage à plan unique de la feuille de lumière (figure 15B) élimine les signaux flous des parties denses de l’aster au-dessus et au-dessous du plan d’imagerie, permettant ainsi une qualité d’image comparable entre les plans. La capacité de la feuille de lumière à produire des données de balayage volumétrique fiables et de haute qualité ouvre la possibilité de visualiser et de caractériser des phénomènes 3D dans des systèmes de cytosquelettes reconstitués.
Deux détails importants concernant ce protocole sont le coût global du système et le temps de construction et d’alignement prévu. Bien que le coût exact soit variable, nous pouvons facilement estimer que le coût total de ce SOLS ou d’un système de bricolage similaire serait de l’ordre de 85 000 USD. Nous notons que cette estimation tient compte du prix de détail de tous les composants, de sorte que ce prix global peut être considérablement réduit en s’approvisionnant en composants usagés. En termes de temps de construction, il serait raisonnable de s’attendre à ce qu’un utilisateur ayant peu d’expérience en optique construise et aligne l’ensemble de ce système SOLS dans un délai de 1 à 2 mois, à condition que tous les composants soient disponibles et prêts. Malgré la longueur et la complexité du protocole, nous pensons que la quantité de détails dans le manuscrit écrit, associée au protocole vidéo, devrait rendre ce protocole simple et rapide à suivre.
Il y a deux étapes critiques dans ce protocole. Tout d’abord, l’emplacement du galvo détermine l’emplacement de nombreuses lentilles car il fait partie de trois paires de lentilles 4f distinctes. Il est crucial que le galvo soit à la fois conjugué avec les plans focaux arrière de O1 et O2 et centré correctement pour assurer un balayage invariant en inclinaison. Deuxièmement, la qualité de l’image est extrêmement sensible à l’alignement de O2 et O3 l’un par rapport à l’autre. Ici, il faut veiller à ce que, d’abord, l’angle d’alignement de O3 à O2 corresponde à l’inclinaison de la feuille de lumière d’excitation, fournissant ainsi un éclairage maximum plat sur le champ de vision incliné de la même manière. Deuxièmement, O3 doit être placé à la bonne distance axiale pour maintenir un champ de vision plat avec une surface aussi grande que possible. Troisièmement, O3 doit être placé à la bonne distance latérale de O2 pour maximiser le signal qui passe par l’interface O2-O3.
En termes de champ de vision utilisable, ce système a permis d’obtenir un champ plat et fiable avec un éclairage constant sur une zone de 80 μm x 80 μm. Cette zone est plus petite que le champ de vision maximal fourni par la caméra, de sorte que le champ de vision utilisable est indiqué par la case jaune de la figure 13. En termes de pouvoir de résolution, ce système a atteint une distance minimale résolvable de 432 nm le long de l’axe des x et de 421 nm le long de l’axe des y, qui a été mesurée en trouvant les sigma x et y moyens des ajustements gaussiens aux fonctions d’étalement ponctuel (PSF) dans le bon FoV et en multipliant par deux. Nous notons que ce système n’a pas été optimisé en termes de NA total, ce qui signifie qu’il y a place à une amélioration significative si les utilisateurs souhaitent un pouvoir de résolution supérieur à ce que ce système a atteint. Il existe une multitude d’options d’objectifs compatibles pour ce type de construction SOLS, dont beaucoup contribueraient à une résolution système plus élevée, mais avec les inconvénients d’un coût plus élevé, d’un champ de vision plus petit ou de techniques d’alignement plus compliquées à l’interface de relais 8,11,13,20. Par ailleurs, si les utilisateurs souhaitent un champ de vision plus grand, l’incorporation d’un deuxième galvo pour permettre la numérisation 2D permettrait d’atteindre cet objectif, mais nécessiterait l’intégration d’optiques et de mécanismes de contrôle supplémentaires dans la conception32. Nous avons fourni plus de détails concernant les modifications apportées au système sur la page de notre site Web, ainsi que des liens vers d’autres ressources utiles concernant le processus de conception23.
Au-delà de l’amélioration des composants spécifiques pour cette conception particulière, il serait tout à fait possible d’ajouter d’autres techniques ou modalités de microscopie à haute résolution à cette construction. L’une de ces améliorations consisterait à incorporer un éclairage multi-longueurs d’onde, ce qui impliquerait d’aligner des lasers d’excitation supplémentaires sur le chemin d’excitation d’origine8. De plus, comme ce type de conception SOLS laisse l’échantillon accessible, l’ajout de fonctions supplémentaires au microscope, y compris, mais sans s’y limiter, la pince optique, la microfluidique et la rhéométrie, est relativement simple 2,33.
Comparé à la myriade de guides de feuilles de lumière qui ont été publiés, ce protocole fournit des instructions à un niveau de compréhension qu’un utilisateur sans expérience significative de l’optique peut trouver utile. En rendant accessible à un public plus large une construction SOLS conviviale avec des capacités traditionnelles de montage de lames d’échantillons, nous espérons permettre une expansion encore plus importante des applications de la recherche basée sur SOLS dans tous les domaines dans lesquels l’instrument a été ou pourrait être utilisé. Même si les applications des instruments SOLS augmentent rapidement dans les numéros2, 34 et 35, nous pensons que de nombreux avantages et utilisations des instruments de type SOL restent encore inexplorés et exprimons notre enthousiasme quant aux possibilités de ce type d’instrument à l’avenir.
Les auteurs n’ont rien à divulguer. Toutes les recherches ont été menées en l’absence de relations commerciales ou financières qui pourraient être interprétées comme un conflit d’intérêts.
Ce travail a été soutenu par le prix RUI de la National Science Foundation (NSF) (DMR-2203791) à J.S. Nous sommes reconnaissants des conseils fournis par le Dr Bin Yang et le Dr Manish Kumar pendant le processus d’alignement. Nous remercions le Dr Jenny Ross et K. Alice Lindsay pour les instructions de préparation des moteurs à kinésine.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
1" Plano-Concave Lens f = -50 mm | Thorlabs | LC1715-A-ML | For alignment laser Estimated Cost: $49.5 |
1" Achromatic Doublet f = 100 mm (x3) | Thorlabs | AC254-100-A-ML | L2, L4 and alignment laser Estimated Cost: $342.42 |
1" Achromatic Doublet f = 125 mm | Thorlabs | AC254-125-A-ML | SL2 Estimated Cost: $114.14 |
1" Achromatic Doublet f = 150 mm | Thorlabs | AC254-150-A-ML | L3 Estimated Cost: $114.14 |
1" Achromatic Doublet f = 150 mm | Thorlabs | AC254-150-A-ML | TL2 Estimated Cost: $114.14 |
1" Achromatic Doublet f = 45 mm | Thorlabs | AC254-045-A-ML | L1 Estimated Cost: $114.14 |
1" Achromatic Doublet f = 75 mm | Thorlabs | AC254-075-A-ML | SL1 Estimated Cost: $114.14 |
1" Cylindrical Lens f = 100 mm | Thorlabs | LJ1567RM | CL3 Estimated Cost: $117.62 |
1" Cylindrical Lens f = 200 mm | Thorlabs | LJ1653RM | CL2 Estimated Cost: $111.22 |
1" Cylindrical Lens f = 50 mm | Thorlabs | LJ1695RM | CL1 Estimated Cost: $117.62 |
1" Mounted Pinhole, 30 µm Pinhole Diameter | Thorlabs | P30K | Estimated Cost: $77.08 |
1" Silver Mirror (x3) | Thorlabs | PF10-03-P01 | M1, M2, one for alignment Estimated Cost: $168.78 |
2" Elliptical Mirror | Thorlabs | PFE20-P01 | M3 Estimated Cost: $179.98 |
2" Post Holder (x11) | Thorlabs | PH2 | For custom laser mount, ND wheel, safety screens Estimated Cost: $98.45 |
2" Posts (x47) | Thorlabs | TR2 | For custom laser mount and optical components Estimated Cost: $277.3 |
3" Posts (x4) | Thorlabs | TR3 | For M3 supports and other mounts Estimated Cost: $24.6 |
3" Post Holder (x4) | Thorlabs | PH3 | Estimated Cost: $38.48 |
30 to 60 mm Cage Adapter | Thorlabs | LCP33 | To mount O1 Estimated Cost: $45.42 |
30mm Cage Filter Wheel | Thorlabs | CFW6 | To mount ND filters Estimated Cost: $172.36 |
30mm Cage Plate (x6) | Thorlabs | CP33 | To build alignment cage and alignment laser Estimated Cost: $114.54 |
30mm Right-Angle Kinematic Mirror Mount (x3) | Thorlabs | KCB1 | To mount M1 and M2 and for alignment laser Estimated Cost: $463.95 |
4" Post Holder (x30) | Thorlabs | PH4 | Estimated Cost: $320.1 |
561 nm Laser and Power Supply | Opto Engine LLC | MGL-FN-561-100mW | Excitation laser Estimated Cost: $6000 |
60mm Cage Plate (x2) | Thorlabs | LCP01 | To mount TL1 and M3 mount Estimated Cost: $88.52 |
60mm Right-Angle Kinematic Mirror Mount | Thorlabs | KCB2 | To mount M3 Estimated Cost: $187.26 |
90° Flip Mount | Thorlabs | TRF90 | For alignment laser Estimated Cost: $95.5 |
Adapter with External C-Mount Threads and Internal SM1 Threads | Thorlabs | SM1A9 | To connect lens tube to camera Estimated Cost: $20.96 |
Adapter with External SM1 Threads and Internal C-Mount Threads | Thorlabs | SM1A10 | To connect tube lens to lens mount Estimated Cost: $21.82 |
Adapter with External SM1 Threads and Internal M25 Threads (x2) | Thorlabs | SM1A12 | To mount O1 and O2 Estimated Cost: $47.06 |
Adapter with External SM1 Threads and Internal M26 Threads | Thorlabs | SM1A27 | To mount O3 Estimated Cost: $22.38 |
Alignment Disk | Thorlabs | SM1A7 | Estimated Cost: $20.45 |
Alignment Laser | BISKEE | https://www.amazon.com/Tactical-Presentation-Teaching-Interactive-Adjustable/dp/B09B1VXPNM Estimated Cost: $16.98 | |
Autoluorescent Plastic Slide, Red | Chroma | 92001 | Estimated Cost: $20 |
Beam Shutter | Thorlabs | SM1SH1 | To block laser light Estimated Cost: $65.8 |
Cage Rotation Mount (x3) | Thorlabs | CRM1T | To mount CL1-3 Estimated Cost: $282.15 |
Cage System Rods 1" (x8) | Thorlabs | ER1 | To mount M3 and O1 Estimated Cost: $44.8 |
Cage System Rods 3" (x2) | Thorlabs | ER3 | To mount O3 Estimated Cost: $14.28 |
Cage System Rods 4" (x4) | Thorlabs | ER4 | To mount slit Estimated Cost: $30.76 |
Cage System Rods 8" (x2) | Thorlabs | ER8 | For tube lens alignment Estimated Cost: $25.3 |
Cage System Rods 12" (x8) | Thorlabs | ER12 | For alignment cage Estimated Cost: $145.36 |
Camera | Andor | Zyla 4.2 sCMOS | Estimated Cost: ~$14,000 |
Clamping Fork (x35) | Thorlabs | CF125 | To clamp down post mounts Estimated Cost: $338.8 |
Cover Glass, 22 x 22 mm | Corning | 2850-22 | For slide samples Estimated Cost: $265 |
Dichroic | AVR | DI01-R405/488/561/635-25x36 | To split exciation/emission paths Estimated Cost: $965 |
Dovetail Translation Stage | Thorlabs | DT12 | To translate pinhole Estimated Cost: $90.55 |
Emission Filter | Thorlabs | FELHO600 | Estimated Cost: $140.99 |
Frosted Glass Alignment Disk (x2) | Thorlabs | DG10-1500-H1 | For alignment cage and intermediate plane Estimated Cost: $75.14 |
Function Generator | Hewlett-Packard | HP 33120A 15 MHz | To control galvo Estimated Cost: $900 |
Galvanometer - 1D Large Beam Diameter System | Thorlabs | GVS011 | Estimated Cost: $1715.78 |
Galvanometer Power Supply | Siglent | SPD3303C | Estimated Cost: $300 |
Gelrite | Research Products International | G35020-100.0 | Gellan gum for 3D bead sample Estimated Cost: $68.25 |
FIJI Software | Open-source | Download from https://imagej.net/software/fiji/downloads Estimated Cost: Free | |
Hot Plate/ Stirrer | Corning | 6795-220 | For preparing sample solutions Estimated Cost: $550 |
K-Cube Brushed Motor Controller | Thorlabs | KDC101 | Drives Z825B Estimated Cost: $757.51 |
Kinematic Mount | Thorlabs | KM100S | To mount dichroic Estimated Cost: $92.01 |
Kinesis Software | Thorlabs | Download from https://www.thorlabs.com/newgrouppage9.cfm?objectgroup_id=10285 Estimated Cost: Free | |
Laser Light Blocker | Thorlabs | LB1 | For ND filter reflections Estimated Cost: $57.65 |
Laser Mount | custom made | 3D printed Estimated Cost: N/A | |
Laser Safety Screen (x2) | Thorlabs | TPS4 | For blocking stray laser light Estimated Cost: $92.02 |
Laser Scanning Tube Lens | Thorlabs | TTL200MP | TL1 Estimated Cost: $1491 |
Lens Mount (x10) | Thorlabs | LMR1 | To mount all lens and extra alignment mirror. Estimated Cost: $164.7 |
Magnetic Ruler | Thorlabs | BHM4 | To check alignment Estimated Cost: $52.74 |
Micro-Manager Software | Open-source | Download from https://micro-manager.org/Download_Micro-Manager_Latest_Release Estimated Cost: Free | |
Microscope Slides | Thermo Fisher Scientific | 12550400 | For slide samples Estimated Cost: $123.9 |
Microscope Stage | ASI | FTP-2000 with custom parts | To fine-translate samples Estimated Cost: ~$16,000 |
Mini Vortex Mixer | VWR | 10153-688 | For sample preparation Estimated Cost: $152.64 |
Motorized Actuator | Thorlabs | Z825B | To fine-translate M1 Estimated Cost: $729.07 |
Mounted Standard Iris (x2) | Thorlabs | ID20 | At least 2 for alignment Estimated Cost: $118.02 |
ND Filter Set | Thorlabs | NDK01 | To reduce excitation intensity Estimated Cost: $726.73 |
Objective Lens 1 | Nikon | Plan Apo 60X/ 1.20 WI | O1 Estimated Cost: ~$15,000 |
Objective Lens 2 | Nikon | TU Plan Fluor 100X/0.90 | O2 Estimated Cost: ~$6,000 |
Objective Lens 3 | Mitutoyo | Plan Apo HR 50X/0.75 | O3 Estimated Cost: ~$6,800 |
OPM Deskewing Software | Open-source | For image processing. Download from https://github.com/QI2lab/OPM Estimated Cost: Free | |
Photodiode Power Sensor | Thorlabs | S121C | For measuring laser intensity Estimated Cost: $379.68 |
Positive Grid Distortion Target | Thorlabs | R1L3S3P | Brightfield alignment Estimated Cost: $267.87 |
Power Meter Digital Console | Thorlabs | PM100D | For measuring laser intensity Estimated Cost: $1245.48 |
Rhodamine 6G | Thermo Scientific | J62315.14 | For fluorescent coated slide sample Estimated Cost: $27.7 |
Right-Angle Clamp for Posts | Thorlabs | RA90 | For M3 support and flip down mirror Estimated Cost: $32.46 |
RMS-Threaded Cage Plate (x2) | Thorlabs | CP42 | For alignment laser Estimated Cost: $70.56 |
Shear Plate 2.5-5.0 mm | Thorlabs | SI050P | Estimated Cost: $182.85 |
Shear Plate 5.0-10.0 mm | Thorlabs | SI100P | Estimated Cost: $201.47 |
Shear Plate 10.0-25.4 mm | Thorlabs | SI254P | Estimated Cost: $236.42 |
Shear Plate Viewing Screen | Thorlabs | SIVS | Estimated Cost: $337.74 |
Shearing Interferometer with 1-3 mm Plate | Thorlabs | SI035 | For checking collimation Estimated Cost: $465.85 |
Slip-On Post Collar (x35) | Thorlabs | R2 | To maintain post height Estimated Cost: $208.25 |
Slit | Thorlabs | VA100 | Estimated Cost: $294.64 |
Slotted Lens Tube, 3" | Thorlabs | SM1L30C | For alignment laser Estimated Cost: $77.45 |
Square Mirror, 1 x 1" | https://www.amazon.com/Small-Square-Mirror-Pieces-Mosaic/dp/B07FBNMDC1/ref=asc_df_B07FBNMDC1/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&hva did=642191768069&hvpos=&hvne tw=g&hvrand=1336734911900437 4691&hvpone=&hvptwo=&hvqmt= &hvdev=c&hvdvcmdl=&hvlocint=& hvlocphy=9031212&hvtargid=pla-1 943952718742&gclid=Cj0KCQiA6L yfBhC3ARIsAG4gkF_AYBpn5EdGL q3mc-RU-nanT5vM4ac9r3-obbzqJoWKPkIPIJU6e1caAjWmEA Lw_wcB&th=1 Estimated Cost: $14.76 | ||
Stackable Lens Tube 1/2" (x3) | Thorlabs | SM1L05 | To mount CL1-3 Estimated Cost: $40.86 |
Stackable Lens Tube 1" | Thorlabs | SM1L10 | To mount O3 Estimated Cost: $15.41 |
Stackable Lens Tube 2" (x2) | Thorlabs | SM1L20 | For camera path Estimated Cost: $35.7 |
Studded Pedestal Base Adapter (x37) | Thorlabs | BE1 | To attach post mounts to table Estimated Cost: $400.71 |
Translating Lens Mount (x3) | Thorlabs | LM1XY | To fine-translate pinhole, O2 and O3 Estimated Cost: $441 |
Translation Stage with Standard Micrometer (x2) | Thorlabs | PT1/M | TS1-2 Estimated Cost: $647.54 |
Travel Manual Translation Stage | Thorlabs | CT1A | O3 cage translation mount Estimated Cost: $497.3 |
Tube Lens | Nikon | MXA20696 | TL3 Estimated Cost: $359 |
White Mounted LED | Thorlabs | MNWHL4 | Brightfield light source Estimated Cost: $171.28 |
TOTAL ESTIMATED COST: $84,858.98 | |||
The authors note that many parts were bought used. Here, we have attempted to reflect the retail price of all items, so the total cost can be greatly reduced by buying particular items used, especially the more expensive ones. | |||
OPTIONAL COMPONENTS | |||
Grasshopper3 USB3 | FLIR | GS3-U3-23S6C-C | For diagnostic checks during alignment. Acquisiton camera can be used instead, but requires realignment afterwards. Estimated Cost: $1089 |
Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE
Demande d’autorisationThis article has been published
Video Coming Soon