JoVE Logo

S'identifier

Un abonnement à JoVE est nécessaire pour voir ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre essai gratuit.

Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

La culture ex vivo d’organes de cornée porcine et la cicatrisation des plaies épithéliales constituent un moyen économique, éthique, reproductible et quantitatif de tester la toxicité oculaire des produits chimiques. Ils aident également à élucider les mécanismes sous-jacents à la régulation de l’épithélialisation et de la réparation tissulaire, et à évaluer les traitements pour traiter la kératopathie diabétique et le retard de cicatrisation des plaies.

Résumé

En raison de ses similitudes anatomiques et physiologiques avec l’œil humain, l’œil porcin sert de modèle robuste pour la recherche biomédicale et l’évaluation de la toxicité oculaire. Un système de culture cornéenne air/liquide utilisant des yeux de porc a été mis au point, et la cicatrisation épithéliale ex vivo a été utilisée comme paramètre critique pour ces études. Des cornées de porc fraîches ont été traitées pour la culture d’organes, avec ou sans lésions épithéliales. Les cornées ont été cultivées dans un incubateur humidifié à 5 % de CO2 à 37 °C en MEM, avec ou sans agents de test. La perméabilité de la cornée et les taux de cicatrisation des plaies ont été mesurés, et les cellules épithéliales et/ou les cornées entières peuvent être traitées pour l’immunohistochimie, le western blot et la qPCR pour les analyses moléculaires et cellulaires. Cette étude décrit un protocole détaillé et présente deux études utilisant ce système ex vivo . Les données montrent que la culture d’organes cornéens porcins, combinée à la cicatrisation des plaies épithéliales, est un modèle ex vivo approprié pour les tests de toxicité chimique, l’étude de la kératopathie diabétique et l’identification de thérapies potentielles.

Introduction

Alors que les modèles cellulaires possèdent des populations clonales limitées et ne parviennent pas à reproduire l’architecture in vivo d’un organisme, la culture ou l’explantation d’organes offre des informations sur la fonction, le développement, les mécanismes de la maladie et les thérapies potentielles tout en offrant des avantages éthiques et physiologiques par rapport à d’autres modèlesexpérimentaux1,2. En plus de réduire le nombre d’animaux nécessaires, la culture d’explants contrôle et manipule judicieusement les conditions environnantes, ce qui est idéal pour une exploration détaillée des facteurs contrôlant la prolifération cellulaire, la migration, la réponse des plaies et la différenciation cellulaire dans un contexte de culture d’organes 2,3. Parmi différents tissus/organes, les explants de cornée, y compris ceux de l’homme 4,5,6, ont été largement utilisés pour la toxicité oculaire, l’évaluation de l’irritation 7,8, pour l’étude des mécanismes moléculaires sous-jacents à la fonction des cellules souches9 et à la cicatrisation des plaies10,11, et pour le glaucome primaire à angle ouvert12.

Les cornées porcines partagent plusieurs similitudes structurelles et physiologiques avec les cornées humaines, ce qui en fait un excellent modèle pour l’étude de la biologie et des maladies de la cornée humaine. Structurellement, les deux ont la couche de Bowman, 5 à 7 couches de cellules épithéliales, et une courbure et un diamètre similaires. Physiologiquement, ils sont très transparents, ont une composition de film lacrymal et une hydratation cornéenne similaires, présentent des motifs et des fonctions comparables d’innervation cornéenne et suivent des processus de cicatrisation similaires, ce qui en fait un excellent modèle pour l’étude de la biologie et des maladies de la cornée humaine13,14. Bien que les cornées humaines et porcines présentent de légères différences dans l’arrangement des fibrilles de collagène et la teneur en eau, leur signalisation immunitaire et leurs réponses ne sont pas identiques. Ces différences posent des défis pour la xénotransplantation15. Par conséquent, les différences spécifiques aux espèces doivent être prises en compte lors de l’interprétation des données expérimentales.

Par rapport aux cornées humaines, les yeux porcins sont facilement disponibles en tant que sous-produits de l’industrie de la viande, ce qui les rend rentables et facilement accessibles pour la recherche14. L’utilisation de cornées porcines permet de réduire le besoin de cornées de donneurs humains et de minimiser les problèmes éthiques associés aux tests sur les animaux. De plus, la disponibilité de nombreuses cornées porcines à la fois permet des expériences cohérentes et reproductibles, ce qui est crucial pour des résultats de recherche fiables.

Un système de culture d’organes cornéens porcins a d’abord été utilisé pour remplacer les tests sur les animaux de produits chimiques cosmétiques et de médicaments oculaires7. Ce système a été utilisé pour étudier la cicatrisation des plaies épithéliales cornéennes et pour identifier plusieurs voies de signalisation importantes telles que l’excrétion d’ectodomaine HB-EGF, la stimulation de l’acide lysophosphatidique médiateur lipidique et l’activation de l’EGFR pour la cicatrisation des plaies cornéennes16,17. En utilisant un taux élevé de glucose comme facteur pathologique, un modèle ex vivo d’hyperglycémie a été établi avec une cicatrisation épithéliale retardée pour imiter la kératopathie diabétique humaine. À l’aide de ce modèle, il a été démontré que les expressions équilibrées de l’IL-1β par rapport à l’IL-1Ra18 et du TGFβ3 par rapport au TGFβ119 étaient des facteurs importants pour une bonne cicatrisation des plaies dans les cornées, et la manipulation de ces équilibres peut être utilisée pour traiter la kératopathie diabétique. Par conséquent, la culture d’organes porcins représente un système d’expérience pertinent, économique et manipulateur avec diverses applications dans les tests de toxicité chimique, la recherche biomédicale, la découverte de médicaments et l’évaluation des lésions tissulaires et de la réparation en réponse à l’exposition oculaire à des armes chimiques.

Dans cet article, un protocole détaillé de la culture d’organes cornéens porcins est décrit, et ses applications pour évaluer les effets potentiels des gouttes oculaires AINS (AINS) sur la santé cornéenne et pour déterminer les voies de signalisation et les processus biologiques impliqués dans la pathogenèse de la kératopathie diabétique sont illustrées.

Protocole

Étant donné que les cornées de porc fraîches sont un sous-produit de l’industrie alimentaire, le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux n’a pas eu besoin d’approuver leur utilisation à des fins de recherche. Contrairement aux cornées humaines utilisées dans la recherche, il n’y a pas de risque biologique et les parties inutilisées des yeux de porc peuvent être jetées avec les ordures ménagères. Les réactifs et l’équipement utilisés pour cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation à la culture d’organes

  1. Ajouter la pénicilline-streptomycine au milieu essentiel minimum (MEM) en tant que suppléments avant utilisation.
  2. Préparez des milieux de culture à haute teneur en glucose en ajoutant 3,6 g de D-glucose à 1 L de MEM supplémenté, qui contient 5 mM de glucose (égal à 90 mg/dL), pour atteindre une concentration finale de glucose de 25 mM (égale à 450 mg/dL), imitant l’hyperglycémie chez les patients diabétiques.
  3. Préparez de l’agarose à 1 % dans du MEM supplémenté avec 5 mM ou 25 mM de glucose en ajoutant 0,2 g d’agarose à 20 mL de MEM et en le chauffant au micro-ondes jusqu’à ce que l’agarose se dissolve.
  4. Transvaser la solution contenant de l’agarose dans un bain-marie maintenu à 48 °C.
  5. Avant l’expérience, autoclavez tous les réactifs expérimentaux, tels que l’eau distillée, le PBS et le matériel chirurgical : hémostat, pince, manche de scalpel, ciseaux et trépan, ainsi que des béchers, des serviettes en papier, des lingettes non pelucheuses, des gants et des pointes de pipette. Faites tremper le moule en silicone, la lame de rasoir et le porte-lame dans de l’alcool à 70 % pendant 30 minutes et lavez-les trois fois avec du PBS stérile.

2. Préparation du globe oculaire porcin pour la culture cornéenne

  1. Procurez-vous des globes oculaires de porc dans un abattoir local et transportez-les au laboratoire sur de la glace dans une chambre humide.
    REMARQUE : Les yeux de bovin peuvent également être utilisés de la même manière. Cependant, les yeux et les cornées des bovins diffèrent plus remarquablement des yeux et des cornées humaines. Par exemple, les cornées humaines et porcines ont 5 à 7 couches de cellules épithéliales, tandis que les cornées bovines ont environ 20 couches13,14. De plus, les yeux des bovins sont plus susceptibles d’être contaminés lors de la culture d’organes cornéens ; Par conséquent, il faut davantage d’yeux de bovin pour l’analyse statistique.
  2. Placez les yeux de porc dans un bécher de 1 L contenant du PBS stérilisé.
    REMARQUE : Les globes oculaires porcins sont prélevés dans l’heure qui suit l’abattage et transportés au laboratoire dans environ 2 h. Dans l’ensemble, les yeux ont été utilisés dans les 4 heures (étape 2.3).
  3. Tenez un globe oculaire avec une pince à épiler et retirez les tissus extraoculaires avec des ciseaux dans une plaque de Pétri stérile.
  4. Rincez les globes oculaires avec de l’eau distillée une fois et du PBS deux fois.
  5. Rincer les bulbes oculaires avec une solution antiseptique de povidone et d’iode pendant 10 secondes, puis laver trois fois le PBS stérilisé.
  6. Incuber les globes oculaires dans du PBS contenant 20 μg/mL de gentamicine pendant 30 min et les rincer deux fois avec du PBS.

3. Blessure de l’épithélium

  1. Tenez un globe oculaire avec des lingettes non pelucheuses stérilisées et marquez le centre des cornées avec un trépan de 6 mm.
  2. Grattez doucement les cellules épithéliales à l’intérieur du cercle marqué de trépan avec un petit scalpel ou une lame de rasoir souple émoussée dans les coins, retirez tous les débris cellulaires mais laissez la membrane basale intacte, et nettoyez la zone de la plaie avec des cotons-tiges.
    REMARQUE : Le scalpel avec les cellules épithéliales collectées peut être transféré dans un tube de microcentrifugation placé sur de la glace. Les cellules peuvent être lysées immédiatement ou stockées dans un congélateur à -20 °C pour servir de commandes.

4. Culture d’organes cornéens et modélisation ex vivo de l’hyperglycémie

  1. Disséquez le globe oculaire en coupant le long des bords cornéen-scléraux à l’aide d’un scalpel et de ciseaux et rincez les cornées dans un bécher stérilisé de 1000 ml contenant du PBS (pH 7,4).
  2. Placez les cornées excisées à l’envers dans un moule stérile fabriqué à partir de silicone liquide non toxique pour la fabrication de moules.
    REMARQUE : Versez le liquide de fabrication de moule en silicone non toxique dans les trous d’un support de culture tissulaire/tube à essai de 50 ml, en utilisant le fond du tube d’ultracentrifugation de 30 ml pour fabriquer un moule demi-rond.
  3. Remplissez la cavité cornéenne endothéliale avec du MEM contenant 1% d’agarose maintenu à 48 °C et laissez le mélange se gélifier à température ambiante.
  4. Retournez et transférez les cornées dans une boîte de 35 mm, et ajoutez 2 ml de MEM avec ou sans agent d’essai jusqu’à la surface de la cornée centrale pour couvrir la région de la conjonctive limbique, laissant l’épithélium exposé à l’air (figure 1).
  5. Placez les boîtes de culture dans un incubateur humidifié à 5 % de CO2 à 37 °C et remplacez le milieu par un milieu MEM frais avec ou sans agent de test tous les jours pendant 2 jours.
  6. Établir un modèle d’hyperglycémie ex vivo en ajoutant du L-glucose à la MEM pour atteindre un total de 25 mM de glucose, qui est utilisé pour la préparation de gels d’agarose à 1 % et comme milieu de culture.

5. Évaluation de la fonction cornéenne

  1. Déterminez le taux de cicatrisation de la plaie épithéliale en colorant les cornées blessées avec la coloration de Richardson20 pour marquer la zone restante de la plaie et la photographier (Figure 2 et Figure 3). Quantifiez la taille de la plaie à l’aide d’un logiciel Image-J ou Photoshop (histogramme).
  2. Traitez les cornées pour les analyses d’histologie, d’histochimie et d’immunohistochimie (Figure 2 et Figure 3) en les intégrant dans le sectionnement OCT et cryostat. Fixez les sections avec de l’acétone glacée, colorez avec une coloration H&E, ou bloquez avec 1% BSA pendant 1 h pour la coloration TUNEL ou l’immunohistochimie pour détecter les protéines et les molécules de signalisation (telles que Erk et ATK phosphorylées).
    REMARQUE : La plupart des anticorps disponibles dans le commerce n’ont pas été testés pour les antigènes porcins. Cependant, si un anticorps reconnaît à la fois les antigènes humains et murins, il peut principalement être utilisé pour détecter l’antigène porcin correspondant par transfert Western et immunohistochimie.
  3. Lavez les cornées colorées avec du PBS et utilisez le trépan de la même taille pour marquer la plaie d’origine et éliminer les cellules épithéliales à l’intérieur des cercles de marqueur.
    1. Prélevez les cellules épithéliales à l’aide d’un petit scalpel, immergez le scalpel avec les cellules collectées dans un tube à centrifuger prérefroidi sur de la glace.
    2. Conservez les cellules collectées dans un congélateur à -80 °C ou extrayez-les immédiatement et effectuez la lyse pour le Western blot et/ou l’ELISA ou dans un tampon d’extraction d’ARN pour la PCR (si nécessaire)10,16,21.

Résultats

La chirurgie de la cataracte est l’une des procédures les plus fréquemment pratiquées dans le monde, et les gouttes ophtalmiques jouent un rôle crucial dans les soins post-opératoires. L’application de gouttes ophtalmiques après une chirurgie de la cataracte aide à prévenir les complications telles que les infections oculaires, l’inflammation et l’œdème maculaire. Les gouttes ophtalmiques AINS (NS), y compris le kétorolac, le bromfénac et le népafénac, ont été cou...

Discussion

Des cornées bovines et principalement porcines en culture ont été utilisées pour évaluer la toxicité des produits chimiques cosmétiques, des médicaments contre le glaucome et des anti-inflammatoires non stéroïdiens21,26. Les cornées de porc ont également été utilisées comme modèle ex vivo de la kératopathie diabétique humaine. Contrairement aux yeux de lapin, l’œil de porc ressemble à l’?...

Déclarations de divulgation

Aucun.

Remerciements

Nous remercions les Drs Keping Xu (M.D. et O.D.) et Jia Yin (M.D. et Ph.D.) pour leurs contributions au développement de la culture des organes cornéens bovins et porcins, ainsi que Ray Guo et Andy Wu de l’école secondaire Troy pour l’œuvre d’art de la figure 1. Les recherches en laboratoire du Dr Yu ont été financées par des subventions des NIH (R01 EY010869, R01EY035785, P30 EY04068) et par Research to Prevent Blindness au Kresge Eye Institute.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
1.7 mL tubesAxygenAXYMCT175SP
Agarose Thermo ScientificR0491
Bromfenac (Prolensa) 0.09% 
CameraCanonPowerShot A620
Cell Culture DishCorning430165
D-glucose Sigma50-99-7
Dissecting microscope ZeissStemi 2000c
ForcepsFisherScientific10-316A
HemostatFisherScientific13-812-14
Ketorolac (Acular) 0.45%Kresge Clinic
KimwipesKimtech34155
LL-37Tocris5213/1
Minimum essential medium (MEM) GibcoA1048901
Nepafenac (Ilevro) 0.1% 
Penicillin-streptomycin Gibco15070063
Phosphate buffered salineSigmaP4417
Pig eyes Bernthal Packing Inc.
Pipet tipsVWR76322-164
Porcine corneasBernthal Packing , Inc. Frankenmuth, MI 
Povidone-Iodine Betadine
Q-Tips cotton swabsQ-Tips
Razor bladeElectron Microscopy Sciences72002-01
Razor blade holder Stotz
ScalpelBard-Parker377112
Scalpel HandleBard-Parker#3
ScissorsFisherScientific08-951-20
Silicon mold
Tissue culter enclosureLabconco5100000
TrephineAcu.Punch3813775
Water bath VWR1235

Références

  1. Post, A., et al. Elucidating the role of graft compliance mismatch on intimal hyperplasia using an ex vivo organ culture model. Acta Biomater. 8, 84-94 (2019).
  2. Verma, A., Verma, M., Singh, A. Animal tissue culture principles and applications. Animal Biotechnol. , 269-293 (2020).
  3. Kunzmann, B. C., et al. Establishment of a porcine corneal endothelial organ culture model for research purposes. Cell Tissue Bank. 19 (3), 269-276 (2018).
  4. Ljubimov, A. V., et al. Human corneal epithelial basement membrane and integrin alterations in diabetes and diabetic retinopathy. J Histochem Cytochem. 46 (9), 1033-1041 (1998).
  5. Shah, R., et al. Reversal of dual epigenetic repression of non-canonical Wnt-5a normalizes diabetic corneal epithelial wound healing and stem cells. Diabetologia. 66 (10), 1943-1958 (2023).
  6. Poe, A. J., et al. Regulatory role of miR-146a in corneal epithelial wound healing via its inflammatory targets in human diabetic cornea. Ocul Surf. 25, 92-100 (2022).
  7. Xu, K. P., Li, X. F., Yu, F. S. Corneal organ culture model for assessing epithelial responses to surfactants. Toxicol Sci. 58 (2), 306-314 (2000).
  8. Wilson, S. L., Ahearne, M., Hopkinson, A. An overview of current techniques for ocular toxicity testing. Toxicology. 327, 32-46 (2015).
  9. Rose, J. S., et al. An experimental study to test the efficacy of mesenchymal stem cells in reducing corneal scarring in an ex-vivo organ culture model. Exp Eye Res. 190, 107891 (2020).
  10. Xu, K. P., Li, Y., Ljubimov, A. V., Yu, F. S. High glucose suppresses epidermal growth factor receptor/phosphatidylinositol 3-kinase/Akt signaling pathway and attenuates corneal epithelial wound healing. Diabetes. 58 (5), 1077-1085 (2009).
  11. Seyed-Safi, A. G., Daniels, J. T. A validated porcine corneal organ culture model to study the limbal response to corneal epithelial injury. Exp Eye Res. 197, 108063 (2020).
  12. Peng, M., et al. An ex vivo model of human corneal rim perfusion organ culture. Exp Eye Res. 214, 108891 (2022).
  13. Elsheikh, A., Alhasso, D., Rama, P. Biomechanical properties of human and porcine corneas. Exp Eye Res. 86 (5), 783-790 (2008).
  14. Zeng, Y., Yang, J., Huang, K., Lee, Z., Lee, X. A comparison of biomechanical properties between human and porcine cornea. J Biomech. 34 (4), 533-537 (2001).
  15. Yoon, C. H., Choi, H. J., Kim, M. K. Corneal xenotransplantation: Where are we standing. Prog Retin Eye Res. 80, 100876 (2021).
  16. Xu, K. P., Ding, Y., Ling, J., Dong, Z., Yu, F. S. Wound-induced HB-EGF ectodomain shedding and EGFR activation in corneal epithelial cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45 (3), 813-820 (2004).
  17. Xu, K. P., Yin, J., Yu, F. S. Lysophosphatidic acid promoting corneal epithelial wound healing by transactivation of epidermal growth factor receptor. Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (2), 636-643 (2007).
  18. Yan, C., et al. Targeting Imbalance between IL-1beta and IL-1 receptor antagonist ameliorates delayed epithelium wound healing in diabetic mouse corneas. Am J Pathol. 186 (6), 1466-1480 (2016).
  19. Gao, N., Yu, F. S. Lack of elevated expression of TGFbeta3 contributes to the delay of epithelial wound healing in diabetic corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 65 (3), 35 (2024).
  20. Richardson, K. C., Jarett, L., Finke, E. H. Embedding in epoxy resins for ultrathin sectioning in electron microscopy. Stain Technol. 35, 313-323 (1960).
  21. Xu, K., McDermott, M., Villanueva, L., Schiffman, R. M., Hollander, D. A. Ex vivo corneal epithelial wound healing following exposure to ophthalmic nonsteroidal anti-inflammatory drugs. Clinical Ophthalmol. 5, 269-274 (2011).
  22. Goldstein, M. H., Silva, F. Q., Blender, N., Tran, T., Vantipalli, S. Ocular benzalkonium chloride exposure: problems and solutions. Eye (Lond). 36 (2), 361-368 (2022).
  23. Xu, K., Yu, F. S. Impaired epithelial wound healing and EGFR signaling pathways in the corneas of diabetic rats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52, 3301-3308 (2011).
  24. Gao, N., Yin, J., Yoon, G. S., Mi, Q. S., Yu, F. S. Dendritic cell-epithelium interplay is a determinant factor for corneal epithelial wound repair. Am J Pathol. 179 (5), 2243-2253 (2011).
  25. Yin, J., Yu, F. S. LL-37 via EGFR transactivation to promote high glucose-attenuated epithelial wound healing in organ-cultured corneas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (4), 1891-1897 (2010).
  26. Xu, K. P., Li, X. F., Yu, F. S. Corneal organ culture model for assessing epithelial responses to surfactants. Toxicol Sci. 58 (2), 306-314 (2000).
  27. Abhari, S., et al. Anatomic studies of the miniature swine cornea. Anat Rec (Hoboken). 301 (11), 1955-1967 (2018).
  28. Araj, H., Tseng, H., Yeung, D. T. Supporting discovery and development of medical countermeasures for chemical injury to eye and skin. Exp Eye Res. 221, 109156 (2022).
  29. Araj, H., Tumminia, S. J., Yeung, D. T. Ocular surface: Merging challenges and opportunities. Transl Vis Sci Technol. 9 (12), 3 (2020).
  30. Lee, M., Hwang, J. H., Lim, K. M. Alternatives to in vivo draize rabbit eye and skin irritation tests with a focus on 3D reconstructed human cornea-like epithelium and epidermis models. Toxicol Res. 33 (3), 191-203 (2017).
  31. Xu, K., McDermott, M., Villanueva, L., Schiffman, R. M., Hollander, D. A. Ex vivo corneal epithelial wound healing following exposure to ophthalmic nonsteroidal anti-inflammatory drugs. Clin Ophthalmol. 5, 269-274 (2011).
  32. Bettahi, I., et al. Genome-wide transcriptional analysis of differentially expressed genes in diabetic, healing corneal epithelial cells: Hyperglycemia-suppressed TGFbeta3 expression contributes to the delay of epithelial wound healing in diabetic corneas. Diabetes. 63 (2), 715-727 (2014).
  33. Yeung, D. T., Araj, H., Harper, J. R., Platoff, G. E. Considerations in developing medical countermeasures against chemical ocular toxicity. Toxicol Lett. 334, 1-3 (2020).

Réimpressions et Autorisations

Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demande d’autorisation

Explorer plus d’articles

M decineNum ro 215Culture d organes corn enstest de toxicitk ratopathie diab tiquecicatrisation des plaies

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Recherche

Enseignement

À PROPOS DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.