Les auteurs tiennent à remercier Dagmar Dirvonskis pour son excellent soutien technique.

Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité national et institutionnel de protection des animaux (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblence, Allemagne, TVA G21-1-080). Les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE. Pour cette étude, six porcs mâles allemands Landrace en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été utilisés. La chronologie expérimentale est résumée à la figure 1. Les détails relatifs à tous les matériaux et instruments utilisés dans ce protocole sont énumérés dans le tableau des matériaux.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig01.jpg"> Figure 1 : Chronologie expérimentale. Des mesures de santé de base ont été prises après la préparation de l’animal et une période de stabilisation de 30 minutes. L’endotoxémie a été induite par l’injection de LPS pendant 30 minutes et des mesures à 0 heure ont été prises après 30 minutes supplémentaires ; Après cela, les mesures horaires ont été poursuivies pendant 4 h. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
1. Préparation des animaux
<ol><li>Gardez les animaux dans leur environnement habituel le plus longtemps possible pour minimiser le stress. Retenir la nourriture pendant 6 heures avant l’administration de l’anesthésie, tout en laissant libre accès à l’eau.</li>
	<li>Sédater les animaux par injection intramusculaire d’azaperone (3 mg∙kg-1) et de midazolam (0,5 mg kg-1) alors qu’ils sont encore dans leur environnement normal.</li>
	<li>Une fois que la sédation fait effet, ce qui se produit généralement dans les 15 à 20 minutes suivant l’administration, transportez les porcs au laboratoire. REMARQUE : Il est crucial de s’assurer que la sédation continue est maintenue tout au long du transfert ; Selon la législature régionale, cela peut nécessiter la surveillance permanente d’un vétérinaire.</li>
	<li>Portez une attention particulière au maintien de la température corporelle normale des porcs (~38 °C) pendant le transport. Par exemple, envisagez de couvrir l’animal avec une couverture pour éviter l’hypothermie. REMARQUE : Il est important de limiter le temps de transport pour ne pas dépasser la durée de la sédation, qui varie généralement de 30 min à 60 min.</li>
	<li>Après la désinfection, établissez un accès intraveineux en insérant un cathéter de 22 G dans la veine auriculaire. Avant de procéder à tout autre mouvement du porc ou à l’induction de l’anesthésie, assurez-vous que le cathéter est solidement fixé pour éviter toute luxation par des mouvements brusques.</li>
	<li>Surveillez en permanence la saturation périphérique en oxygène à l’aide d’un capteur fixé à la queue ou à l’oreille.</li>
</ol>2. Anesthésie et ventilation mécanique
<ol><li>Administrer du fentanyl (4 μg kg-1) et du propofol (3 mg kg-1) par voie intraveineuse pour induire l’anesthésie.</li>
	<li>Placez le cochon en position couchée.</li>
	<li>Administrer de l’atracurium (0,5 mg kg-1) comme relaxant musculaire et commencer immédiatement une ventilation non invasive à l’aide d’un masque de ventilation pour chien. Placez le masque sur le museau et appliquez une pression ferme avec les pouces tout en tirant la mâchoire inférieure vers l’avant à l’aide du majeur/annulaire. Réglez le ventilateur sur les paramètres suivants : fraction d’oxygène inspiratoire (FiO2 ) = 100 %, volume courant = 6-8 mL kg-1, pression expiratoire positive (PEP) = 5 mbar, pression inspiratoire maximale ≤ 20 mbar, fréquence respiratoire = 18-20 min-1.</li>
	<li>Maintenez l’anesthésie en initiant une perfusion continue d’une solution d’électrolyte équilibrée (5 mL kg-1 h-1), de fentanyl (10 μg kg-1 h-1) et de propofol (6 mg kg-1 h-1).</li>
	<li>Effectuez une intubation endotrachéale à l’aide d’une sonde endotrachéale standard (ID 6-7 mm), d’un fil-guide et d’un laryngoscope équipé d’une lame Macintosh (taille 4).<ol><li>Demandez à un assistant d’ouvrir la bouche et de tenir la langue sur le côté gauche.</li>
		<li>Insérez la lame Macintosh jusqu’à ce que l’épiglotte soit visible. Ensuite, soulevez le laryngoscope vers le haut pour déplacer l’épiglotte ventralement et visualiser les cordes vocales. Parfois, l’épiglotte peut coller au palais mou ; Dans ce cas, mobilisez-le en glissant doucement sur le côté avec le tube ou une bougie.</li>
		<li>Insérez délicatement le tube endotrachéal dans les cordes vocales et retirez l’inducteur. Si vous rencontrez des difficultés, essayez de faire pivoter le tube sans appliquer de force excessive. Si nécessaire, utilisez un tube plus petit. Une fois le tube en place, gonflez le brassard avec 10 ml d’air.</li>
	</ol></li>
	<li>Connectez la sonde endotrachéale au ventilateur et lancez la ventilation. Confirmer le bon positionnement de la sonde en détectant le CO2 en fin d’expiration et en effectuant une auscultation bilatérale. Utilisez les réglages de ventilation suivants : FiO2 = 40 %, volume courant = 6-8 mL kg-1, PEP = 5 mbar, rapport inspiration/expiration = 1 :2, fréquence respiratoire = ajustée pour atteindre un niveau de CO2 en fin d’expiration de <45 mmHg, généralement 30-40 min-1 . REMARQUE : Si le tube a été mal placé dans l’œsophage, l’air gonflera l’estomac, provoquant un renflement visible. Dans de tels cas, retirez immédiatement la sonde, administrez une ventilation non invasive pendant 1 à 2 minutes et repositionnez correctement la sonde.</li>
	<li>Insérez une sonde gastrique pour prévenir le reflux ou les vomissements. Si l’insertion s’avère difficile, utilisez le laryngoscope pour obtenir une meilleure vue de l’entrée de l’œsophage.</li>
</ol>3. Instrumentation
<ol><li>Placer un cathéter artériel et un cathéter veineux central dans l’artère et la veine fémorales, respectivement, pour la surveillance hémodynamique et le traitement volumique intraveineux.</li>
	<li>Utilisez des bandages pour rétracter et sécuriser les pattes arrière, offrant un meilleur accès aux vaisseaux fémoraux.</li>
	<li>Préparez tout le matériel nécessaire avant l’instrumentation. Remplissez tous les cathéters avec une solution saline et assurez-vous d’un accès facile aux fils et aux cathéters pour minimiser le besoin de tentatives de cathétérisme multiples et de pertes de sang inutiles.</li>
	<li>Appliquez un désinfectant alcoolique sur la zone inguinale et essuyez-la avec un écouvillon stérile. Répétez ce processus deux fois. Appliquez à nouveau le désinfectant sans essuyer et attendez 3 min. Placez un champ fenêtré stérile sur la zone inguinale.</li>
	<li>Utilisez l’échographie pour identifier les vaisseaux sanguins fémoraux. Utilisez une technique de Seldinger guidée par échographie dans le plan pour le cathétérisme afin de minimiser les lésions tissulaires et la perte de sang.</li>
	<li>Visualisez l’artère fémorale longitudinalement. Percer l’artère avec une seringue attachée à l’aiguille pour une aspiration continue. Le sang rouge vif et pulsé confirme la ponction artérielle. Retirez la seringue et insérez le fil préparé. Retirez l’aiguille tout en laissant le fil en place.</li>
	<li>Répétez la même procédure pour la veine fémorale. La ponction veineuse est confirmée par du sang rouge foncé à écoulement lent.</li>
	<li>Confirmez le positionnement correct des deux fils en visualisant les deux vaisseaux fémoraux à l’aide d’ultrasons.</li>
	<li>Utilisez la technique de Seldinger pour insérer d’abord la gaine d’introduction artérielle, suivie de la gaine d’introduction veineuse. Confirmer le bon positionnement par l’analyse des gaz du sang des échantillons de sang prélevés dans les deux lignes.</li>
	<li>S’assurer que le sang peut être aspiré de toutes les lignes. Rincez toutes les lignes avec une solution saline pour éviter la formation de caillots.</li>
	<li>Fixez solidement les lignes à la peau à l’aide de sutures chirurgicales pour éviter la luxation.</li>
	<li>Connectez les cathéters artériels et veineux centraux à des transducteurs pour la mesure des paramètres hémodynamiques.</li>
	<li>Insérez un cathéter de sortie cardiaque à contour de pouls (PiCCO) dans la gaine d’introduction artérielle et connectez-le au transducteur de pression artérielle et au câble d’interface de température du moniteur PiCCO.</li>
	<li>Connectez un cathéter Swan-Ganz à un transducteur.<ol><li>Tout en mesurant continuellement la pression, insérez le cathéter dans la gaine centrale de l’introducteur veineux. Gonflez le ballonnet après environ 30 cm, lorsqu’une courbe de pression veineuse centrale devient visible.</li>
		<li>Avancez lentement le cathéter tout en surveillant la courbe de pression. Lorsque le cathéter pénètre dans le ventricule droit, recherchez une courbe de pouls avec une valeur systolique élevée et une valeur diastolique faible. L’avancement du cathéter se traduira par une valeur systolique constante et une valeur diastolique accrue, indiquant un placement dans l’artère pulmonaire.</li>
		<li>Fixez le cathéter dans cette position (généralement entre 50 et 70 cm). Connectez le capteur de température d’injection du système PiCCO à la lumière proximale du cathéter Swan-Ganz.</li>
	</ol></li>
	<li>Rasez le front du porc et appliquez l’électrode adhésive du capteur pour mesurer la saturation régionale en oxygène cérébrale.</li>
	<li>Après l’induction de l’anesthésie et l’instrumentation, laisser l’animal se stabiliser pendant 30 minutes ou jusqu’à ce que les paramètres hémodynamiques se soient stabilisés avant d’effectuer des mesures de base et d’induire un choc endotoxémique.</li>
</ol>4. Induction de choc
REMARQUE : Lorsque vous travaillez avec LPS, portez toujours des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Évitez tout contact direct avec le LPS.
<ol><li>Préparer une solution de LPS à une concentration de 100 μg mL-1 en dissolvant 5 mg de LPS dans 50 mL de NaCl à 0,9 %.</li>
	<li>Obtenez des mesures hémodynamiques de base immédiatement avant de commencer la perfusion de LPS.</li>
	<li>Administrer une dose de 150 μg kg-1 de LPS pendant 30 minutes (équivalent à un débit de perfusion continu de 300 μg kg-1∙h-1 pendant 30 min).</li>
	<li>Après 30 min, réduire le débit de perfusion à 15 μg∙kg-1∙h-1 pour le reste de l’expérience.</li>
	<li>Surveillez en permanence les paramètres hémodynamiques, y compris la pression artérielle artérielle et pulmonaire, la fréquence cardiaque et les paramètres de ventilation. Surveillez la température corporelle en permanence pour maintenir la normothermie.</li>
</ol>5. Traitement de l’instabilité hémodynamique
<ol><li>Lorsque la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg, utilisez PiCCO pour mesurer l’indice cardiaque (IC), l’indice global de volume diastolique (GEDI) et l’indice d’eau pulmonaire extravasculaire (ELWI). Traitez l’hypotension artérielle selon les recommandations de l’organigramme de la figure 2.<ol><li>Sur le moniteur PiCCO, appuyez sur le bouton de thermodilution (TD).</li>
		<li>Appuyez sur le bouton d’entrée de la pression veineuse centrale (CVP) et entrez la valeur CVP actuelle.</li>
		<li>Appuyez sur le bouton Démarrer .</li>
		<li>Lorsque vous le demandez, injectez 10 mL de solution saline froide dans le capteur de température d’injection connecté au cathéter Swan-Ganz. REMARQUE : N’injectez rien d’autre directement avant ou pendant la mesure PiCCO car cela compromettrait la mesure.</li>
	</ol></li>
	<li>Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, traiter l’instabilité hémodynamique selon l’organigramme de la figure 2. Si la charge volumique est recommandée, perfuser rapidement 200 mL de solution d’électrolyte équilibré. Si un traitement par catécholamines est recommandé, augmenter le débit de perfusion de noradrénaline de 1 μg kg-1 h-1.</li>
	<li>Répétez ce processus chaque fois que la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg. En cas d’instabilité hémodynamique sévère, optez pour une escalade rapide du traitement.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig02.jpg"> Figure 2 : Traitement de l’instabilité hémodynamique guidé par PiCCO. Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, appliquer le traitement conformément au tableau. Cette figure a été adaptée du guide de l’utilisateur12 de PiCCO. Abréviations : PiCCO = débit cardiaque du contour du pouls ; V+ = charge volumique ; chat = traitement par catécholamines ; V- = réduction du volume ; IC = indice cardiaque ; GEDI = indice global de volume de fin de diastolique ; ELWI = indice d’eau pulmonaire extravasculaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
6. Fin de l’expérience et euthanasie
<ol><li>Injecter 0,5 mg de fentanyl par voie intraveineuse. Attendez 5 min. Injecter 200 mg de propofol.</li>
	<li>Euthanasier le porc par injection rapide de 40 mL de chlorure de potassium 1 M par voie veineuse centrale.</li>
</ol>

Induction de l’endotoxémie dépendante du dosage chez le porc par perfusion de LPS

<ol>
	<li>Vincent, J. -. L., Jones, G., David, S., Olariu, E., Cadwell, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequency+and+mortality+of+septic+shock+in+Europe+and+North+America:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis.</a> Critical Care. 23 (1), 196 (2019).</li><li>Reinhart, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recognizing+sepsis+as+a+Global+Health+Priority+-+A+WHO+Resolution.">Recognizing sepsis as a Global Health Priority - A WHO Resolution.</a> New England Journal of Medicine. 377 (5), 414-417 (2017).</li><li>Cecconi, M., Evans, L., Levy, M., Rhodes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sepsis+and+septic+shock.">Sepsis and septic shock.</a> The Lancet. 392 (10141), 75-87 (2018).</li><li>Font, M. D., Thyagarajan, B., Khanna, A. 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S., Lowry, S. F., Calvano, S. E., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+and+the+host+response+to+injury+investigators+acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Inflammation and the host response to injury investigators acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Dickson, K., Lehmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+response+to+different+toxins+in+experimental+sepsis+models.">Inflammatory response to different toxins in experimental sepsis models.</a> International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), 4341 (2019).</li><li>Bassols, A., Costa, C., Eckersall, P. 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Getinge Deutschland GmbH PiCCO Technologie Erweitertes h&#228;modynamisches Monitoring auf h&#246;chstem Niveau Available from: <a target="_blank" href="https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf">https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf</a> (2023)</li><li>Breslow, M. J., Miller, C. F., Parker, S. D., Walman, A. T., Traystman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+vasopressors+on+organ+blood+flow+during+endotoxin+shock+in+pigs.">Effect of vasopressors on organ blood flow during endotoxin shock in pigs.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 252 (2), H291-H300 (1987).</li><li>Fink, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+and+mesenteric+O2+metabolism+in+endotoxic+pigs:+effect+of+ibuprofen+and+meclofenamate.">Systemic and mesenteric O2 metabolism in endotoxic pigs: effect of ibuprofen and meclofenamate.</a> Journal of Applied Physiology. 67 (5), 1950-1957 (1989).</li><li>Lado-Abeal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipopolysaccharide+(LPS)-induced+septic+shock+causes+profound+changes+in+myocardial+energy+metabolites+in+pigs.">Lipopolysaccharide (LPS)-induced septic shock causes profound changes in myocardial energy metabolites in pigs.</a> Metabolomics. 14 (10), 131 (2018).</li><li>Park, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+fecal+peritonitis-induced+sepsis+in+a+porcine+model.">Characterization of fecal peritonitis-induced sepsis in a porcine model.</a> The Journal of Surgical Research. 244, 492-501 (2019).</li><li>Jarkovska, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+rate+variability+in+porcine+progressive+peritonitis-induced+sepsis.">Heart rate variability in porcine progressive peritonitis-induced sepsis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 412 (2015).</li><li>Kohoutova, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+attenuates+multiple+organ+dysfunction+in+resuscitated+porcine+progressive+sepsis.">Vagus nerve stimulation attenuates multiple organ dysfunction in resuscitated porcine progressive sepsis.</a> Critical Care Medicine. 47 (6), e461-e469 (2019).</li><li>Vintrych, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+sepsis,+with+a+special+focus+on+large+animal+models+of+porcine+peritonitis+and+bacteremia.">Modeling sepsis, with a special focus on large animal models of porcine peritonitis and bacteremia.</a> Frontiers in Physiology. 13, 1094199 (2022).</li><li>Stengl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+L-type+calcium+current+in+ventricular+myocytes+from+pigs+with+hyperdynamic+septic+shock.">Reduced L-type calcium current in ventricular myocytes from pigs with hyperdynamic septic shock.</a> Critical Care Medicine. 38 (2), 579-587 (2010).</li></ol>

Le dispositif NIRS a été fourni inconditionnellement par Medtronic PLC, États-Unis, à des fins de recherche expérimentale. Alexander Ziebart a reçu des frais de conférence de Medtronic PLC. Aucun des auteurs ne signale de conflits d’intérêts financiers ou autres. Le manuscrit a été relu et édité par ChatGPT® (Python Software, version : 24 mai 2023).

Nous présentons un protocole d’induction d’endotoxémie expérimentale chez le porc par perfusion de LPS, visant à induire de manière fiable les changements couramment observés dans le sepsis et le choc septique. Plusieurs étapes critiques doivent être prises en compte dans ce protocole. Une sédation adéquate des porcs avant le transport est cruciale pour éviter l’élévation des taux de catécholamines induite par le stress, ce qui pourrait potentiellement compromettre les résultats. L’intubation des p...

La septicémie et le choc septique figurent parmi les principales causes de mortalité chez les patients recevant un traitement en soins intensifs 1,2,3. La septicémie survient lorsqu’une infection déclenche une réponse immunitaire déréglée entraînant une défaillance multiviscérale. Elle se caractérise par des symptômes potentiellement mortels, notamment une instabilité hémodynamique, une détresse respiratoire, une insuffisance hépatique et rénale, ainsi que des troubles cognitifs 4,5. Le choc septique représente un sous-ensemble de la septicémie avec des symptômes particulièrement graves qui augmentent considérablement la mortalité. Ces symptômes comprennent une hypotension persistante nécessitant un traitement vasopresseur et un taux de lactate sérique supérieur à 2 mmol∙L-1 4,5. Les taux de mortalité chez les patients atteints de choc septique ont été estimés à 40 %, même avec un traitement hospitalier 1,3,5. 
Les bactéries à Gram négatif, telles que Pseudomonas et Escherichia coli, provoquent souvent des infections déclenchant cette réponse immunitaire déréglée4. Les mécanismes physiopathologiques sous-jacents sont complexes et ne sont pas encore entièrement compris. Un aspect bien décrit concerne l’activation de récepteurs de type Toll sur les cellules immunitaires par des motifs moléculaires associés à des agents pathogènes (PAMP), conduisant à la libération de cytokines telles que le facteur de nécrose tumorale alpha (TNFα) ou l’interleukine 1 (IL 1)4. L’un de ces PAMP est le lipopolysaccharide (LPS), qui constitue un composant de la membrane cellulaire chez les bactéries à Gram négatif6. Le LPS a été utilisé dans des modèles animaux pour induire une endotoxémie et un choc endotoxémique 7,8.
Les modèles animaux fournissent un cadre contrôlé et standardisé pour développer et étudier de nouvelles stratégies de traitement. En raison de son anatomie, de sa physiologie immunologique et de ses paramètres hémodynamiques similaires, le modèle porcin est particulièrement bien adapté à l’étude des effets du choc endotoxémique 9,10. De plus, les équipements médicaux standard couramment utilisés chez les patients humains peuvent être facilement appliqués chez les porcs en raison de la taille similaire de leurs voies respiratoires et de leurs vaisseaux sanguins, ce qui facilite l’instrumentation et la surveillance hémodynamique.
Avec ce protocole, nous fournissons un modèle expérimental de choc endotoxémique chez les porcs par perfusion intraveineuse de LPS dérivé d’E. coli. Pour surveiller les effets, nous avons mesuré les paramètres hémodynamiques et pulmonaires, notamment la pression artérielle, la fréquence cardiaque, la saturation périphérique en oxygène, la pression artérielle pulmonaire et la pression des voies respiratoires. Pour évaluer l’influence de l’endotoxémie sur l’apport en oxygène cérébral, nous avons utilisé la spectrométrie proche infrarouge (NIRS). Avec cette méthode, la saturation cérébrale en oxygène peut être évaluée via une électrode adhésive appliquée sur le front11.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Atracurium Hikma 50 mg/5mL</td>
			<td>Hikma Pharma GmbH, Martinsried</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azaperone (Stresnil) 40 mg/mL</td>
			<td>Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL</td>
			<td>Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain</td>
			<td>syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Luer Connecta&#160;</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden</td>
			<td>3-way-stopcock</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curafix i.v. classics</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher International GmbH &#38; Co. KG, Rengsdorf, Germany</td>
			<td>Cannula retention dressing</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Datex Ohmeda S5</td>
			<td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland</td>
			<td>hemodynamic monitor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Engstr&#246;m Carestation</td>
			<td>GE Heathcare, Madison USA</td>
			<td>ventilator</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL</td>
			<td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td>
			<td>fentanyl</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F&#252;hrungsstab, Durchmesser 4.3</td>
			<td>R&#252;sch</td>
			<td>endotracheal tube introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incetomat-line 150 cm</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td>perfusor line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intrafix Primeline</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Infusion line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Introducer sheath 5 Fr.</td>
			<td>Terumo Healthcare</td>
			<td>arterial introducer&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>INVOS</td>
			<td>Medtronic, Dublin, Ireland</td>
			<td>near infrared spectrometry</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe&#160;</td>
			<td>JOZA, M&#252;nchen, Germany</td>
			<td>disposable gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>Laryngoscope handle</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Littmann Classic III Stethoscope</td>
			<td>3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany</td>
			<td>stethoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LPS (E. coli; Serotype O111:B4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAC Two-Lumen Central venous access set</td>
			<td>Arrow international inc. Reading, PA, USA</td>
			<td>venous introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Maimed Vlieskompresse</td>
			<td>Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany</td>
			<td>Fleece compress to fix the tongue</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>saturation clip for the tail</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>Saturation clip for the ear</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo Radical 7</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>periphereal oxygen saturation&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam 15 mg/3 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005</td>
			<td>Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA</td>
			<td>dog ventilation mask</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monocryl surgical suture</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson, Belgium</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>saline solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9 %</td>
			<td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octeniderm farblos</td>
			<td>Sch&#252;lke &#38; Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany</td>
			<td>Alcoholic disinfectant</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Original Perfusor syringe 50 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>perfusor syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PA-Katheter Swan Ganz 7.5 Fr 110 cm</td>
			<td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA</td>
			<td>Swan-Ganz catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusor FM Braun</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>syringe pump</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PiCCO catheter</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 1 M</td>
			<td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks)</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse-contour continous cardiac output System PiCCO2</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R&#252;schelit Super Safety Clear &#62;ID 6/6.5 /7.0 mm</td>
			<td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia</td>
			<td>endotracheal tube</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem</td>
			<td>Sonosite Bothell, WA, USA&#160;</td>
			<td>ultrasound&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Macintosh Gr&#246;&#223;e 4</td>
			<td>Welch Allyn69604</td>
			<td>blade for laryngoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterofundin</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Balanced electrolyte solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasco OP sensitive&#160;</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>sterile gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasofix Safety 22 G-16 G</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>venous catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VBM Cuff Manometer</td>
			<td>VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany&#160;</td>
			<td>cuff pressure gauge</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

lipopolysaccharide infusion as a porcine endotoxemic shock model

La septicémie et le choc septique sont fréquemment rencontrés chez les patients traités dans les unités de soins intensifs (USI) et figurent parmi les principales causes de décès chez ces patients. Elle est causée par une réponse immunitaire déréglée à une infection. Même avec un traitement optimisé, les taux de mortalité restent élevés, ce qui rend nécessaire de mieux comprendre la physiopathologie et de nouvelles options de traitement. Le lipopolysaccharide (LPS) est un composant de la membrane cellulaire des bactéries à Gram négatif, qui sont souvent responsables d’infections provoquant une septicémie et un choc septique. 
La gravité et la mortalité élevée de la septicémie et du choc septique rendent impossibles les études expérimentales standardisées chez l’homme. Ainsi, un modèle animal est nécessaire pour des études ultérieures. Le cochon est particulièrement bien adapté à cet effet car il ressemble beaucoup aux humains en anatomie, physiologie et taille. 
Ce protocole fournit un modèle expérimental pour le choc endotoxémique chez les porcs par perfusion de LPS. Nous avons pu induire de manière fiable des changements fréquemment observés chez les patients en choc septique, notamment une instabilité hémodynamique, une insuffisance respiratoire et une acidose. Cela permettra aux chercheurs d’obtenir des informations précieuses sur cette condition très pertinente et d’évaluer de nouvelles approches thérapeutiques dans un cadre expérimental.

Pour cette étude, six porcs mâles en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été anesthésiés et ont reçu une perfusion de lipopolysaccharide (LPS) pour induit une endotoxémie. Pour déterminer la dose appropriée de LPS nécessaire pour induire systématiquement des symptômes de choc, les porcs ont reçu diverses doses d’induction de LPS allant de 100 μg kg-1 à 200 μg kg-1 sur une période de 30 minutes, suivies d’une dose d’entretien de 1/10 de la dose initial...

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Pleins feux sur l’auteur : Induction d’un choc endotoxémique expérimental chez le porc pour l’étude de l’insuffisance hémodynamique et respiratoire

Nous fournissons un protocole pour un modèle expérimental de choc endotoxémique chez le porc par perfusion de lipopolysaccharide.

Perfusion de lipopolysaccharides comme modèle de choc endotoxémique porcin

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

Avec ce protocole, nous induisons un choc endotoxémique expérimental chez les porcs. Nous avons pu provoquer de manière fiable des symptômes d’endotoxémie, tels que l’instabilité hémodynamique et l’insuffisance respiratoire. Le lipopolysaccharide est une substance toxique.Lorsque vous travaillez avec des lipopolysaccharides, il est essentiel de toujours porter des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Ce protocole offre un moyen simple et fiable d’induire une endotoxémie. En raison de leur anatomie et de leur physiologie similaires, les porcs sont particulièrement bien adaptés à ce type de recherche car des équipements médicaux standard peuvent être utilisés.Grâce à ce protocole, nous pourrons étudier les effets de différentes stratégies de ventilation sur l’insuffisance respiratoire et les lésions pulmonaires lors d’un choc endotoxémique.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

634 vues.  University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University. Avec ce protocole, nous induisons un choc endotoxémique expérimental chez les porcs. Nous avons pu provoquer de manière fiable des symptômes d’endotoxémie, tels que l’instabilité hémodynamique et l’insuffisance respiratoire. Le lipopolysaccharide est une substance toxique.Lorsque vous travaillez avec des lipopolysaccharides, il est essentiel de toujours porter des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Ce protocole offre un moyen simple ...

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

Volume fixe ou pression fixe: un modèle murin de choc hémorragique

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

Recherche

Médecine

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

Un modèle d&#39;infusion de nutriments chronique chez le rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Hétérotopique rénale Autotransplantation dans un modèle porcin: Un protocole Step-by-Step

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes have been available for years in many surgical fields. We used the female (because they are easy to handle for the procedure) Yorkshire pigs for the head and neck reconstruction by harvesting the deep inferior epigastric artery perforator or the superior epigastric artery perforator flap. The anastomosis site (neck skin defect or tracheal wall defect) was prepared via the dissection of the common carotid artery and the internal jugular vein, in which 3.5&#215; loupe magnification was used for anastomosis as we use on human cases in real life. This procedure demonstrates a new training method using a reliable learning model and provides a detailed anatomy in a live scenario. We focused on the ischemia time, harvesting, vessel anastomosis, and designing the flap to fit the defect site. This model improves tissue handling and with the use of proper instruments can be repeated many times so that the surgeon is fully confident before starting the surgery on humans.

Here we present a protocol for the use of the pig superior epigastric artery perforator flap as a learning module for head and neck microvascular reconstruction.

Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

Un modèle porcin préclinique de transplantation orthotopic de coeur

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Un modèle de culture d'orgue endothéliale de porc cornée utilisant des boutons cornéens fendus

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

A Mouse Model for Chronic Pancreatitis via Bile Duct TNBS Infusion

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. Several rodent models have been developed to study CP, of which the bile duct 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS) infusion model replicates the features of neuropathic pain seen in CP. However, bile duct drug infusion in mice is technically challenging. This protocol demonstrates the procedure of bile duct TNBS infusion for generation of a CP mouse model. TNBS was infused into the pancreas through the ampulla of Vater in the duodenum. This protocol optimized drug volume, surgical techniques, and drug handling during the procedure. TNBS-treated mice showed features of CP as reflected by bodyweight and pancreas weight reductions, changes in pain-associated behaviors, and abnormal pancreatic morphology. With these improvements, mortality associated with TNBS injection was minimal. This procedure is not only critical in generating pancreatic disease models but is also useful in local pancreatic drug delivery.

Chronic pancreatitis (CP) is a disease characterized by inflammation and fibrosis of the pancreas, often associated with intractable abdominal pain. This article focuses on refining the technique to generate a mouse model of CP via bile duct infusion with 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS).

Un modèle murin pour la pancréatite chronique par perfusion de TNBS dans les voies biliaires

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

Établissement et évaluation d’un modèle de maladie du greffon de veine porcine

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Porcine Liver Transplantation Without Veno-Venous Bypass As an Extended Criteria Donor Model

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft failure, ongoing organ donor shortages, and the increased use of marginal grafts call for the improvement of current concepts, such as the implementation of organ machine perfusion. In order to evaluate new methods of graft reconditioning and modulation, translational models are required. With respect to anatomical and physiological similarities to humans and recent progress in the field of xenotransplantation, pigs have become the main large animal species used in transplantation models. After the initial introduction of a porcine orthotopic liver transplant model by Garnier et al. in 1965, several modifications have been published over the past 60 years.
Due to specifies-specific anatomical traits, a veno-venous bypass during the anhepatic phase is regarded as a necessity to reduce intestinal congestion and ischemia resulting in hemodynamic instability and perioperative mortality. However, the implementation of a bypass increases the technical and logistical complexity of the procedure. Furthermore, associated complications such as air embolism, hemorrhage, and the need for a simultaneous splenectomy have been reported previously.
In this protocol, we describe a model of porcine orthotopic liver transplantation without the use of a veno-venous bypass. The engraftment of donor livers after static cold storage of 20 h - simulating extended criteria donor conditions - demonstrates that this simplified approach can be performed without significant hemodynamic alterations or intraoperative mortality and with regular uptake of liver function (as defined by bile production and liver-specific CYP1A2 metabolism). The success of this approach is ensured by an optimized surgical technique and a sophisticated anesthesiologic volume and vasopressor management.
This model should be of special interest for workgroups focusing on the immediate postoperative course, ischemia-reperfusion injury, associated immunological mechanisms, and the reconditioning of extended criteria donor organs.

In this protocol, a model of porcine orthotopic liver transplantation after static cold storage of donor organs for 20 h without the use of a veno-venous bypass during engraftment is described. The approach uses a simplified surgical technique with minimization of the anhepatic phase and sophisticated volume and vasopressor management.

Transplantation hépatique porcine sans pontage veino-veineux comme modèle de donneur à critères étendus

Liver transplantation is regarded as the gold standard for the treatment of a variety of fatal hepatic diseases. However, unsolved issues of chronic graft ...

Delivery of Cardioactive Therapeutics in a Porcine Myocardial Infarction Model

Myocardial infarction is one of the leading causes of death and disability worldwide, and there is an urgent need for novel cardioprotective or regenerative strategies. An essential component of drug development is determining how a novel therapeutic is to be administered. Physiologically relevant large animal models are of critical importance in assessing the feasibility and efficacy of various therapeutic delivery strategies. Due to their similarities to humans in cardiovascular physiology, coronary vascular anatomy, and heart weight to body weight ratio, swine is one of the preferred species in the preclinical evaluation of new therapies for myocardial infarction. The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. After percutaneously induced myocardial infarction, female landrace swine received treatment with novel agents through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump. The procedures employed for each technique are reproducible, resulting in reliable cardioactive drug delivery. These models can be easily adapted to suit individual study designs, and each of these delivery techniques can be used to investigate a variety of possible interventions. Therefore, these methods are a useful tool for translational scientists pursuing novel biological approaches in cardiac repair following myocardial infarction.

The present protocol describes three methods of administering cardioactive therapeutic agents in a porcine model. Female landrace swine received treatment through either: (1) thoracotomy and transepicardial injection, (2) catheter-based transendocardial injection, or (3) intravenous infusion via jugular vein osmotic minipump.