Une subvention de mérite du ministère des Anciens combattants et une subvention T32-HL098062 du NHLBI des Instituts nationaux de la santé pris en charge ce travail. Nous tenons à remercier sincèrement les conseils de Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. et les conseils et le soutien de l&#39;Unité des médecins vétérinaires du Système de Santé de VA San Diego.

Une. Préparation des animaux <ol><li> Obtenir des souris qui sont plus âgés de 8 semaines et plus de 20 g (souris plus petites peuvent être intubés par un expert). </li><li> Anesthésie <ol><li> Injecter les souris avec 20 mg / kg, chacune, de la kétamine et de la xylazine par voie intrapéritonéale comme un pré-anesthésique. (Cette dose est insuffisante pour anesthésier complètement la souris, mais facilite le transfert, après l&#39;intubation, ventilation mécanique). Cependant, un ajustement de la posologie peut être nécessaire en fonction de la réponse anesthésique en consultation avec le vétérinaire institutionnel.) </li><li> Induire une anesthésie chez les souris avec 3,5% d&#39;isoflurane / oxygène dans une chambre d&#39;induction de 90 à 120 sec. </li><li> Observez attentivement la fréquence respiratoire. Il devrait ralentir progressivement à pas moins de 45 bpm. </li></ol></li></ol> 2. Préparation pour intubation <ol><li> Débranchez la souris de la chambre d&#39;induction et nuque bien. </li><li> Utilisez une pince fine coussins à gentment étendre la langue de la bouche. </li><li> Maintenir l&#39;extension de la langue en maintenant la langue entre deux doigts et appliquer une force douce. </li><li> Tirez la souris sur le spéculum de l&#39;otoscope avec un mouvement vertical. </li><li> Regardez à travers l&#39;oculaire de l&#39;otoscope tout gommante étroitement et tirez la souris doucement par la langue et la nuque. </li><li> Regardez attentivement pour les cordes vocales. Ils doivent être facilement accessibles à l&#39;heure actuelle. Le aditus de laryngis (la structure de l&#39;ouverture du larynx) devrait paraître relativement blanc. Il devrait y avoir mouvement des cordes à chaque respiration. Si les cordons ne se déplacent pas ou sont mal visualisés, tourner l&#39;animal légèrement et doucement le cou en hyperextension. </li><li> Avec la main dominante, tenez le 20 G, 1 dans le cathéter, d&#39;une longueur de 1 cm de la tubulure PE10 s&#39;étendant à travers l&#39;extrémité du cathéter, comme un crayon et insérez-le dans le côté du spéculum. Le tube PE sert un stylet ou bougie. </li><li> Diriger le tubi de PE10ng (stylet) à travers les cordes vocales et de faire avancer le cathéter 20 G (tube endotrachéale) sur le tube PE jusqu&#39;à ce que le moyeu est au niveau de l&#39;incisive inférieure. Retirer rapidement ce stylet. </li><li> Prendre doucement l&#39;animal hors du spéculum et vérifier l&#39;emplacement du tube en plaçant l&#39;animal sur un ventilateur mécanique continue de 2% d&#39;isoflurane pour maintenir l&#39;anesthésie générale tout au long de l&#39;expérience. Visualisez l&#39;air expiré (bulles) en passant par un piège PEEP pour confirmer l&#39;intubation. Bien que l&#39;intubation oesophagienne peut entraîner quelques bulles, il ne sera pas aussi prononcé ou compatible avec intubation endotrachéale. En outre, observer un tracé de pression des voies aériennes pour les déviations négatives (figure 1). Ceux-ci confirment le positionnement correct du tube. Sinon, placez une petite quantité d&#39;eau dans la tubulure IV et le connecter à la sonde endotrachéale. Vérification de mouvement vers et à partir de la souris avec la respiration 2. Dans le cas d&#39;intubation oesophagienne, la pression traçage va révéler des pressions beaucoup plus élevées et aucun déviations négatives. Bien-expiratoire de CO 2 serait utile, techniquement ce serait très difficile compte tenu des faibles volumes courants (~ 200 pi) et l&#39;équipement pour le faire serait très coûteux. Les techniques simples décrites sont tout à fait suffisante et beaucoup moins cher. Si l&#39;isoflurane n&#39;est pas disponible, toutes les procédures peuvent être menées à l&#39;aide de la kétamine 80-120 mg / kg en association avec la xylazine 10-20 mg / kg pour l&#39;anesthésie générale. </li></ol> 3. Alternative Technique: Direct Laryngoscopie avec la technique otoscope est facilement utilisés à d&#39;autres fins, principalement pour instillation directe de substances d&#39;étude dans le poumon. <ol><li> Induire une anesthésie chez les animaux avec de l&#39;isoflurane seul pour cette procédure à 3,5% pour 90 à 120 secondes dans la chambre d&#39;induction. </li><li> Scruff l&#39;animal étroitement à la base du crâne et étendre délicatement la langueavec des pinces fines. </li><li> Tenant doucement la langue, tirez-le vers le haut sur le spéculum (non modifié) jusqu&#39;à ce que l&#39;animal ne peut pas être tiré vers le haut encore. </li><li> Les cordes vocales peuvent être visualisées le plus souvent par cette seule technique, mais tournent l&#39;animal et l&#39;hyper-extension du cou pour les mettre en pleine vue. </li><li> Avancer d&#39;une pipette gel chargement contenant l&#39;instillation de la glotte et instiller le liquide. Parce que le spéculum forme une jonction avec l&#39;hypopharynx la souris aspirer tout liquide résiduel qui ne passe pas à travers les cordes. Ceci est facilement contrôlée par le rhonchorous sons de la souris fait maintenant quand la respiration jusqu&#39;à ce que le fluide est distribué entièrement dans les poumons. </li><li> En variante, un tube PE10 connecter à une seringue de 0,5 ml contenant 50 ul de fluide avec un bol d&#39;air derrière le liquide. Avancer le tube PE attentivement les cordes vocales pour 0,5 cm et décharger le contenu dans les voies respiratoires lentement. Cependant, traumatisme occasionnel voies respiratoires inférieures u se produitchanter cette technique sans une meilleure prestation de l&#39;échantillon. </li></ol>

<ol>
	<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy.">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li><li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice.">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li><li>Orebaugh, S. 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Anim. 37, 204-206 (2003).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. 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Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Dans ce rapport, nous décrivons une technique simple et fiable pour intuber les souris qui est non traumatique et peuvent être utilisés à plusieurs reprises dans le même animal. Cette technique peut être réalisée avec une simple laboratoire ou équipements médicaux qui peuvent être achetés pour une somme modique. La technique de laryngoscopie directe, à l&#39;origine par Hastings et collaborateurs 4, peut également être utilisé pour une variété de buts, mais principalement pour délivrer avec...

La souris de laboratoire a supplanté presque toutes les espèces comme le principal modèle mammifère de la biologie et pathobiology. La souris de laboratoire est la plus petite espèce de mammifère qui a été clairement et largement montré pour être de valeur comme un modèle de la maladie humaine et s&#39;est avérée inestimable pour les progrès de notre compréhension de la biologie humaine et la maladie. Le temps de gestation courte et le coût nettement plus faible a permis le développement et l&#39;étude de souris transgéniques nulles et comme un outil banal dans la recherche biomédicale. Toutefois, la taille de la souris de laboratoire moyenne (20-25 g) a limité leur étude dans des études à base physiologique ou chirurgicalement et, par conséquent, certains chercheurs étudient les espèces de mammifères plus grands. Un obstacle à l&#39;utilisation de la souris dans ces études est la difficulté rencontrée avec les techniques d&#39;intubation qui permettraient des mesures physiologiques ou des interventions chirurgicales importantes sous anesthésie profonde. Trachéotomie 1 a été utilisé comme une norme technique la place de l&#39;intubation en raison de la plus grande facilité d&#39;exécution de cette technique et modeste compétence requis. Cependant, la trachéotomie n&#39;est pas propice à des études chroniques ou de récupération chirurgie; ainsi, il est limité à des expériences aiguës. Trachéotomie peut aussi être un facteur de confusion dans la recherche dans laquelle l&#39;inflammation ou réflexes physiologiques sensibles sont importants. Notre laboratoire a essayé la plupart des techniques décrites par d&#39;autres chercheurs et les a trouvés insuffisants pour une variété de raisons. Trachéotomie est trop traumatisant et induit des saignements et l&#39;inflammation des voies respiratoires. Beaucoup plus problématique est qu&#39;il peut ne pas être faisable répété. Beaucoup de techniques non invasives relativement exigeant un investissement modeste dans les équipements ne sont pas suffisamment fiables. D&#39;autres techniques nécessitent des équipements coûteux qui est difficile à justifier sans savoir si l&#39;équipement fonctionne dans une application spécifique. Ainsi, nous avons cherché à développer une technique non traumatique nécessitant pas plus than un investissement modeste dans l&#39;équipement spécialisé, pourrait être réalisé rapidement et de manière fiable, pourrait être répétée dans les modèles chroniques, et pourrait être utilisé dans un grand nombre d&#39;animaux. Nous rapportons ici une telle technique.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="706">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:411px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:144px;">Welch Allyn</td>
			<td align="right" style="width:83px;">21700</td>
			<td style="width:69px;">&#160;$188.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Otoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">71000</td>
			<td>&#160;$112.20</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Reuseable Speculum</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td align="right">22002</td>
			<td>&#160;$ 3.98</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Fine Forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>18-779</td>
			<td>&#160;$107.18</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Small clamp stand to hold otoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Optional Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling)</td>
			<td>Summit Medical</td>
			<td></td>
			<td align="right">$3,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Flexivent (Animal Ventilator)</td>
			<td>SCIREQ</td>
			<td></td>
			<td align="right">$35,000</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Supplies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Intravenous catheter (20 ga x 1 inch)</td>
			<td>BD</td>
			<td align="right">381233</td>
			<td>&#160;$&#160; 9.62</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft</td>
			<td>Intramedic, Clay-Adams</td>
			<td align="right">427401</td>
			<td>&#160;$115.70</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle)</td>
			<td>Butler</td>
			<td align="right">23061</td>
			<td>&#160;$10.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Xylazine (100 ml bottle)</td>
			<td>Vedco</td>
			<td align="right">24105</td>
			<td>&#160;$20.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Isoflurane (250 ml bottle)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>&#160;$15.00</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">vecuronium bromide 10 mg/10 ml</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>NDC 0069-0094-01</td>
			<td align="right">$15.00</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope

Souris, à la fois de type sauvage et transgénique, sont le principal modèle mammifère dans la recherche biomédicale pour le moment. Intubation et la ventilation mécanique sont nécessaires pour des expériences animales entières qui nécessitent une intervention chirurgicale sous anesthésie profonde ou des mesures de la fonction pulmonaire. Trachéotomie a été la norme pour l&#39;intubation des voies aériennes chez ces souris pour permettre une ventilation mécanique. Intubation oro-trachéale a été rapportée mais n&#39;a pas été utilisé avec succès dans de nombreuses études en raison de la difficulté technique importante ou une exigence pour l&#39;équipement hautement spécialisé et coûteux. Nous rapportons ici une technique de laryngoscopie directe en utilisant un otoscope équipé d&#39;un 2.0 mm spéculum et l&#39;aide d&#39;un cathéter intraveineux 20 G comme une sonde endotrachéale. Nous avons utilisé cette technique largement et de manière fiable à intuber et procéder à des évaluations précises de la fonction pulmonaire chez la souris. Cette technique s&#39;est avérée sûre, avec pratiquement aucune perte de animal dans des mains expérimentées. De plus, cette techniquepeut être utilisé pour des études répétées de souris dans des modèles chroniques.

Intubation avec la technique ci-dessus est fiable et rapide. Le placement approprié de la sonde endotrachéale est plus facilement vérifiée en observant expiré bulles de gaz provenant de la branche expiratoire immergée du du circuit de ventilation (habituellement dans un piège de la PEEP) et déviations négatives sur une pression des voies aériennes traçage (Figure 1). Les déviations négatives sur les voies respiratoires pression traçage sont les plus fiables. D&#39;autres ont utilisé le mo...

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Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l&#39;intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

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Research

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Medicine

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

30.8K vues.  VA San Diego Healthcare System.  Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales. 

Vidéo: Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Using Quantitative Real-time PCR to Determine Donor Cell Engraftment in a Competitive Murine Bone Marrow Transplantation Model

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules that regulate HSCs. In these transplant model systems, the function of HSCs is determined by the ability of these cells to engraft and reconstitute lethally irradiated recipient mice. Commonly, the donor cell contribution/engraftment is measured by antibodies to donor- specific cell surface proteins using flow cytometry. However, this method heavily depends on the specificity and the ability of the cell surface marker to differentiate donor-derived cells from recipient-originated cells, which may not be available for all mouse strains. Considering the various backgrounds of genetically modified mouse strains in the market, this cell surface/ flow cytometry-based method has significant limitations especially in mouse strains that lack well-defined surface markers to separate donor cells from congenic recipient cells. Here, we reported a PCR-based technique to determine donor cell engraftment/contribution in transplant recipient mice. We transplanted male donor bone marrow HSCs to lethally irradiated congenic female mice. Peripheral blood samples were collected at different time points post transplantation. Bone marrow samples were obtained at the end of the experiments. Genomic DNA was isolated and the Y chromosome specific gene, Zfy1, was amplified using quantitative Real time PCR. The engraftment of male donor-derived cells in the female recipient mice was calculated against standard curve with known percentage of male vs. female DNAs. Bcl2 was used as a reference gene to normalize the total DNA amount. Our data suggested that this approach reliably determines donor cell engraftment and provides a useful, yet simple method in measuring hematopoietic cell reconstitution in murine bone marrow transplantation models. Our method can be routinely performed in most laboratories because no costly equipment such as flow cytometry is required.

Determining donor cell engraftment presents a challenge in mouse bone marrow transplant models that lack well-defined phenotypical markers. We described a methodology to quantify male donor cell engraftment in female transplant recipient mice. This method can be used in all mouse strains for the study of HSC functions.

Utilisation quantitative PCR en temps réel pour déterminer prise de greffe de donneurs de cellules dans un modèle murin concurrentiel greffe de moelle osseuse

Murine bone marrow transplantation models provide an important tool in measuring hematopoietic stem cell (HSC) functions and determining genes/molecules ...

Recherche

Médecine

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Heterotopic Mucosal Engrafting Procedure for Direct Drug Delivery to the Brain in Mice

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high molecular weight compounds from the bloodstream and into brain tissue. Some direct delivery success in humans has been achieved via implantation of transcranial catheters; however this method is highly invasive and associated with numerous complications. A less invasive alternative would be to dose the brain through a surgically implanted, semipermeable membrane such as the nasal mucosa that is used to repair skull base defects following endoscopic transnasal tumor removal surgery in humans. Drug transfer though this membrane would effectively bypass the BBB and diffuse directly into the brain and cerebrospinal fluid. Inspired by this approach, a surgical approach in mice was developed that uses a donor septal mucosal membrane engrafted over an extracranial surgical BBB defect. This model has been shown to effectively allow the passage of high molecular weight compounds into the brain. Since numerous drug candidates are incapable of crossing the BBB, this model is valuable for performing preclinical testing of novel therapies for neurological and psychiatric diseases.

A mouse model of human endoscopic skull base reconstruction has been developed that creates a semipermeable interface between the brain and nose using nasal mucosal grafts. This method allows researchers to study delivery to the central nervous system of high molecular weight therapeutics which are otherwise excluded by the blood-brain barrier when administered systemically.

Heterotopic muqueuse procédure de greffe de médicaments Livraison directe au cerveau chez les souris

Delivery of therapeutics into the brain is impeded by the presence of the blood-brain barrier (BBB) which restricts the passage of polar and high ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induire une lésion pulmonaire aigue chez la souris par instillation directe du lipopolysaccharide intratrachéal

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Blind Endotracheal Intubation in Neonatal Rabbits

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical characteristics, which is further complicated in the case of the newborn. Of the different methods of advanced airway management, endotracheal intubation is less aggressive than tracheostomy, and is more feasible than supraglottic management given the lack of supraglottic devices of such a small size. As direct glottis visualization is very difficult in animals this size, this blind intubation model is presented as an effective alternative, especially for experiments requiring prolonged anesthesia. Using this method, we performed blind intubations with a 90% success rate.

We describe a technique of endotracheal intubation in newborn rabbits after esophageal catheterization with a gastric tube.

Intubation enthotracheal aveugle chez les lapins néonatals

The newborn rabbit is a useful animal model for various pathologies and procedures. Airway management of the rabbit is complex due to its anatomical ...

Direct Drug Delivery to Kidney via the Renal Artery

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research field. Accumulation of drugs in certain organs may give rise to adverse and unwanted effects, depending on the nature of injectate. To minimize spillover and/or accumulation in other tissues, the herein described method directs the formulation into the renal artery bloodstream by inserting a catheter in the infra renal aorta, just below where it branches into the renal artery, resulting in the kidney as first reached organ and distributing of formulation throughout the kidney.
This manuscript provides a detailed description of the method, as well as its challenges and difficulties. It guides the experimenter to become skillful with this type of microsurgery that requires accuracy under sterile conditions. Speed is crucial for minimizing the ischemia and practicing the procedure will increase the chance of successful injections without adverse effects. By modulating the time between injection and reperfusion as well as the injected volume, the risk of spillover to other organs is mitigated. 
Note that this technique is suitable for single dosing strategies.

This manuscript describes a method for targeted delivery to a single kidney via a catheter placed in the infrarenal abdominal aorta in the mouse.

Livraison directe de médicaments au rein par l’intermédiaire de l’artère rénale

There is a need for directed injections to enable increased and specific renal exposure for efficient evaluation of drug targets in the renal research ...

Endotracheal Intubation Using a Flexible Intubation Endoscope as a Standardized Model for Safe Airway Management in Swine

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway or high ventilation pressures. Endotracheal intubation is a challenging skill,&#160;requiring a minimum number of successful endotracheal intubations to achieve a high success rate under optimal conditions, which is often unachievable for non-anaesthesiology researchers. Due to the specific porcine airway anatomy, a difficult airway can usually be assumed. The impossibility of establishing a secure airway can result in injury, adverse events, or death of the laboratory animal. Using a prospective, randomized, controlled evaluation approach, it has been shown that fiberoptic-assisted endotracheal intubation takes longer but has a higher first-pass success rate than conventional intubation without causing clinically relevant drops in oxygen saturation. This model presents a standardized regimen for endoscopically guided endotracheal intubation, providing a secured airway, especially for researchers who are inexperienced in the technique of endotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

The use of pigs in research has increased in recent years. Nevertheless, pigs are characterized by difficult airway anatomy. By demonstrating how to perform endoscopically guided endotracheal intubation, the present protocol aims to further increase laboratory animals' safety to avoid animal suffering and unnecessary death.

Intubation endotrachéale utilisant un endoscope d’intubation flexible comme modèle normalisé pour la gestion sécuritaire des voies respiratoires chez les porcs

Endotracheal intubation is often a basic requirement for translational research in porcine models for various interventions that require a secured airway ...

<meta charset="utf8"></head><body>Protocole d’intubation endotrachéale basé sur la trachéotomie pour les modèles de rats non survivants

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that require controlled or high ventilation pressures or access to the thoracic cavity and organs. Conventional endoorotracheal intubation using the anatomically existing route through the mouth is well suited for survival experiments. However, this procedure poses some challenges, including generally higher levels of the required experience and technical skill, more advanced equipment, and greater time effort with relevant intubation failure rates and complications such as tracheal perforation, temporary systemic hypooxygenation, and relevant aerial leakage.
This manuscript, therefore, presents a detailed step-by-step protocol for endotracheal intubation through tracheotomy in non-survival rat models when guaranteed intubation success, constant oxygenation levels, high ventilation pressures, or open thoracotomy are required.
The protocol emphasizes the importance of meticulous surgical technique to ensure consistent and reliable outcomes, especially for researchers who are inexperienced or lack routine in the technique of endoorotracheal intubation via direct laryngoscopy. This procedure is, therefore, expected to minimize animal suffering and unnecessary animal losses.

<meta charset="utf8"></head><body>Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Here we introduce a standardized procedure for endotracheal intubation via tracheotomy followed by thoracotomy in rats, aimed at enhancing the precision and reproducibility of non-survival applications requiring invasive ventilation and exposure of thoracic organs in in vivo rat models.

Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...