Cette publication a été financée par les enzymes dans la coordination de la recherche du Réseau de recherche Environnement soutenu par la Fondation nationale des sciences des États-Unis (DEB n 1021559). Cette recherche a été financée par le US National Science Foundation (DEB n 1021559), et le Département de l&#39;énergie Bureau des sciences (biologiques et la recherche environnementale) des États-Unis. Les opinions, constatations, conclusions ou recommandations exprimées dans ce document sont celles des auteurs et ne reflètent pas nécessairement les vues des États-Unis NSF.

Une. Essai Set-up <ol><li> Étiquette 3 plaques à puits profonds: &quot;exemples&quot;, &quot;standard MUB&quot;, et &quot;standard MUC&quot;. </li><li> Verser chaque standard (MUB de 0, 2,5, 5, 10, 25, 50, et 100 M) et le substrat (BG, CB, NAG, PHOS, XYL, AG, LAP) en propre, des réservoirs pré-marqués distincts (orientée en lignes) . </li><li> Introduire à la pipette la norme MUB approprié dans les puits correspondants de MUB plaque standard (Tableau 1). <ol><li> Pipette 200 ul de 0 uM MUB dans la ligne A du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 2,5 uM MUB dans la ligne B du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 5 uM MUB dans la ligne C du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 10 uM MUB en ligne D du MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 25 uM MUB en ligne E de MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 50 uM MUB en ligne F de MUB plaque standard. </li><li> Pipette 200 ul de 100 μM MUB en ligne G de MUB plaque standard. </li><li> Répétez les étapes 1.3.1 - 1.3.8 des normes MUC dans les puits correspondants de la plaque standard MUC. </li></ol></li><li> les boues, de préparation pour chaque échantillon de sol. <ol><li> Peser 2,75 g de champ sol humide dans un mélangeur. </li><li> Ajouter 91 ml de tampon 50 mM. Mélanger à haute pendant 1 min. </li><li> Verser le contenu dans un bol mélangeur en verre propre au moins aussi large que 8 canaux pipette avec une barre d&#39;agitation. </li><li> Placer sur une plaque d&#39;agitation, mélanger suspension de sol à basse température. </li><li> Introduire à la pipette 800 ul de suspension de sol dans la première colonne de la plaque d&#39;échantillon (tableau 2). </li><li> Répétez en 1 ère colonne de la norme MUB et plaques standard MUC (tableau 1). </li><li> Rincer mixeur, plaque d&#39;agitation et remuer bar avec DI H 2 O ou un tampon entre les échantillons de sol. </li><li> Répéter les étapes 1.4.1 - 1.4.7) pour chaque échantillon, se déplaçant à la colonne suivante avec chaque échantillon de sol subséquent (tableaux 1 et2). </li></ol></li><li> Introduire à la pipette le substrat approprié (dans cet exemple, 200 uM concentrations) dans les puits correspondants de la plaque échantillon (tableau 2). <ol><li> Pipette 200 ul de substrat BG dans la ligne A de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat de CB dans la ligne B de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat NAG dans la ligne C de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat de PHOS en ligne D de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat XYL en ligne E de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat AG en ligne F de la plaque échantillon. </li><li> Pipette 200 ul de substrat LAP en ligne G de la plaque échantillon. </li><li> Répétez les étapes 1.5.1 - 1.5.7 pour chaque plaque de l&#39;échantillon de la température d&#39;incubation. </li></ol></li></ol> 2. L&#39;incubation de dosage plaques <ol><li> Sceller les plaques à puits profonds («exemples», «norme MUB&quot;, et &quot;standard MUC4 ;) avec plaque tapis. </li><li> Inversez chaque (scellé) plaque à la main jusqu&#39;à ce que la solution soit bien mélangé (~ 10x). </li><li> Placer les plaques dans l&#39;incubateur approprié pour la période d&#39;incubation nécessaire (tableau 3). </li><li> Enregistrer le temps initial Temps 0. Également enregistrer les temps d&#39;incubation appropriées de sorte que vous savez quand retirer la plaque de l&#39;incubateur (tableau 3). </li><li> A la fin de chaque période d&#39;incubation, centrifuger les plaques scellées pendant 3 min à 2900 x g ~. </li><li> Après la certification, transférer 250 pi de chaque puits de plaques à puits profonds incubés dans les puits correspondants dans des plaques à 96 puits à fond plat noir (une plaque noire sera utilisée pour chaque assiette creuse des puits incubés). Il est important de transférer les échantillons à partir des plaques à puits profonds incubés dans les mêmes puits (c.-à-A1 ... A12, etc) dans les plaques de 96 puits à fond plat noires (Tableau 1, 2). </li></ol> 3. Mesures fluorescents surun Fluorometer de microplaques <ol><li> En suivant les instructions du fabricant pour le lecteur de plaque fluorimétrique utilisé, régler la longueur d&#39;onde d&#39;excitation de 365 nm et une émission à la longueur d&#39;onde de 450 nm (ou utiliser des filtres appropriés). </li><li> Lisez les trois plaques sur le fluorimètre. Important: les échantillons et les plaques standard (c.-à-IUM ou MUC) doivent être lus en utilisant le même gain. <ol><li> Régler le spectrophotomètre à gain automatique et de lire les plaques MUC et MUB standard. </li><li> Ensemble gain manuel, et diminuer la valeur d&#39;être optimale au nombre le plus bas, arrondis à cinq le plus proche, pour chaque plaque standard. Répétez 2x pour chaque plaque. </li><li> Réglez le gain automatique et à exécuter la plaque échantillon. Relancez la plaque de l&#39;échantillon manuellement pour correspondre le plus haut gain pour chacune des plaques standard (c.-à-IUM et MUC). </li></ol></li></ol> 4. Analyse des données <ol><li> Entrez les données courbe de fluorescence standards dans un tableur pour MUB (tableau 4a) Et la norme MUC (tableau 4b) <ol><li> Autre (um) à des concentrations (mol) (tableaux 4a et 4b). </li></ol></li><li> Pour les données courbe de fluorescence standard de chaque échantillon, calculer la pente, ordonnée à l&#39;origine, et R 2 valeurs pour MUB et MUC (pmol) de concentrations standard. Acceptables R 2 valeurs devraient dépasser 0,98 pour chaque échantillon (tableaux 4a et 4b). Il peut être utile de visualiser des courbes d&#39;étalonnage dans un nuage de points; avec la fluorescence lectures tracé comme la variable dépendante (axe des y) et la concentration standard (pmol) tracée comme variable indépendante (axe des x) (figure 1). </li><li> Vous allez utiliser la pente de la courbe standard MUB et MUC et valeurs ordonnée à l&#39;origine pour calculer l&#39;échantillon + données de fluorescence brute de substrat dans AEE potentiels. Vous devez d&#39;abord entrer + données de fluorescence des échantillons de substrat premières dans une nouvelle feuille de calcul (tableau 5a </strong&gt;). Vous devrez également saisir le temps d&#39;incubation (h) et le sol en poids sec pour chaque échantillon (tableau 5b). Notez, les valeurs entrées de temps dans cet exemple sont les 3 h, parce que les échantillons ont été incubés à 25 ° C (tableau 3). <ol><li> Soustraire les valeurs d&#39;ordonnée de la courbe standard de valeurs d&#39;échantillons correspondants de fluorescence, puis divisez par la pente de la courbe standard correspondant (tableau 5c). Pour ce faire, réorganiser l&#39;équation de la ligne standard à résoudre pour l&#39;échantillon concentration d&#39;enzyme (x), x = (yb) / m où: [y = fluorescence de l&#39;échantillon lecture brute; b = ordonnée à l&#39;origine de MUB ou courbe MUC standard; m = pente de MUB ou MUC courbe standard]. </li><li> Multiplier échantillon mol, de l&#39;étape 4.3.1 ci-dessus, par 91 ml (volume de tampon utilisé dans la suspension de sol) (tableau 5d). </li><li> valeur de la fracture obtenue dans l&#39;étape 4.3.2 par le temps d&#39;incubation spécifique-échantillon et la masse sèche de sol (tableau 5e): [amt enzymatique. (&amp; #956; mol) x 91 ml x incubation (h) x sol sec (g) x 0,8 ml x 1 000] Note: 0,8 ml est le volume de bouillie utilisé dans chaque puits, et 1000 corrige pour la quantité réelle du sol dans chaque puits. </li><li> Multiplier la valeur obtenue à l&#39;étape 4.3.3 en 1000 pour obtenir les unités désirées (activité nmol / g sol sec / h) (Tableau 5f). </li></ol></li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

La mesure de la SEAE sol potentiels en laboratoire peut fournir des informations importantes sur les réponses microbiennes à leur environnement abiotique, et leurs conséquences pour le fonctionnement des écosystèmes. Les résultats de cet exemple suggèrent que l&#39;ensemble de données existe des différences minimes de l&#39;activité enzymatique du sol ou cinétique entre parcelles traitées climatique. Cependant, les tendances inverses entre parcelles encourager une enquête plus approfondie de variables qui peuvent influer sur la production d&#39;AEE microbiennes telles que l&#39;humidité du sol, le pH du sol ou la croissance des plantes. Dans l&#39;ensemble, l&#39;évaluation AEE en termes de (1) l&#39;EEE globale dans les sols, (2) l&#39;EEE stoechiométrie (3) d&#39;énergie parcelles Arrhenius / d&#39;activation, et (4) Q 10 fournit un large éventail d&#39;approches qui peuvent être le signe de processus au niveau de l&#39;écosystème à partir de laquelle pour caractériser robuste dynamique fonctionnelle de l&#39;écosystème du sol. Haut-débit essais de l&#39;EEE basées sur la fluorescence sont un outil utile qui est largement utilisé pour examiner AEE potentiels dans les sols etd&#39;autres environnements. Surtout, les activités potentielles reflètent la taille de la piscine de l&#39;enzyme, mais ne se quantifient pas par la production ou les taux de roulement enzymes 46. Bien que la technique est relativement simple, les différences apparemment mineures entre les protocoles de laboratoire peuvent nuisent à la comparabilité des résultats 13. Malheureusement, nous n&#39;avons actuellement pas de contrôles positifs normalisés appropriés pour SEAE. L&#39;utilisation des rapports stœchiométriques est une approche pour surmonter ces défis. Dans le cas contraire, l&#39;avènement des techniques à haut débit a avancé l&#39;étude des enzymes dans le milieu 4. Une interprétation prudente des données générées par ces tests peut dégager des tendances importantes de l&#39;activité microbienne. La robustesse du protocole découle de la possibilité de sélectionner des conditions spécifiques à chaque échantillon, mais cela peut également entraîner des limitations. Une série de modifications sera nécessaire pour s&#39;assurer que les échantillons sont mesurés avec précision pour<html> sites individuels sur le terrain: Tampon Le tampon que vous sélectionnez dépend du pH du sol. Mise en mémoire tampon stabilise également l&#39;intensité de fluorescence des normes fluorescentes, ce qui est hautement dépendante du pH 27,47. Le tampon de pH que l&#39;on utilise habituellement pour faire la suspension de sol est un acétate 50 mM de sodium ou du tampon Tris, qui est choisie pour le particulier, la constante de dissociation d&#39;acide du tampon (pKa) au meilleur sol de match - le niveau de pH de l&#39;échantillon. L&#39;acétate de sodium a un pKa de 4,76, et Tris a un pKa de 8,06 de sorte que les quantités de ces deux mémoires tampons peut varier afin d&#39;atteindre le pKa souhaitée pour l&#39;échantillon individuel. Tampon phosphate (pKa = 7,2) a été proposé pour les sols neutres / légèrement basiques. Cependant, nous mettons en garde pour tester la variabilité analytique dans les études préliminaires avant d&#39;utiliser ce tampon, comme de fortes concentrations de phosphate peuvent interférer avec l&#39;activité de l&#39;enzyme. Manipulation et stockage de substrats fluorescents jove_content &quot;&gt; tests de fluorescence peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et / ou l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents. Nous vous recommandons fortement de minimiser toute exposition à la lumière à des substrats et MUB et normes MUC marqué par fluorescence . utilisant des bouteilles en verre ambré ou couvrant la verrerie et les récipients utilisés pour la fabrication et le stockage de substrats et les normes fluorescentes est fortement recommandé; une feuille d&#39;aluminium pour envelopper la verrerie et des récipients fonctionne bien même, l&#39;inoculation efficace plaques et transférer aux incubateurs sombres sont les meilleures pratiques Nous vous recommandons.. stockage des substrats et des normes (-20 ° C) pendant plus de deux mois (tout en les protégeant de la lumière) et des substrats de décongélation (5 ° C) ~ 24-48 h avant le début du test (s) de l&#39;enzyme. Conception et réplication Pour mieux compte du bien aux variations de l&#39;échantillon ainsi, la mise en œuvre negative les contrôles d&#39;analyse et (si possible) dosage réplique est recommandé. Variation se produit généralement en raison de différences dans la quantité de particules du sol dans chaque puits et les erreurs de pipetage. Par conséquent, un fort mélange et une bonne technique de pipetage seront sensiblement réduire ainsi à une variation bien. En outre, nous vous suggérons fortement la mise en œuvre d&#39;un contrôle de dosage négatif (tampon + solution de substrat) pour contrôler les incohérences de substrat au fil du temps. Ceci peut être facilement contrôlée lors de la lecture des plaques de l&#39;enzyme en comparant les puits témoins négatifs (on utilise en général la dernière colonne sur les plaques à 96 puits). Les contrôles négatifs de substrat sont généralement stables, donc le signal augmente bien au-dessus de la limite de détection, elle est indicative d&#39;une contamination ou d&#39;un substrat d&#39;instabilité, ce qui nécessite le remplacement du substrat et / ou des standards. Pour maximiser le débit, notre protocole comprend plusieurs AEE potentiels dans un seul microplaques à puits profonds, bien que d&#39;autres protocoles effectuer un type dedosage par plaque (c&#39;est à dire un substrat par plaque) depuis différents AEE se produisent à des vitesses différentes. Peu importe, l&#39;optimisation de l&#39;enzyme doit être effectuée sur des sols avant d&#39;effectuer cette démarche ou élevé tout au long de l&#39;approche de la plaque unique. Substrats multiples peuvent être utilisés sur une seule plaque, si les vitesses de réaction sont relativement uniformes pour chaque enzyme à l&#39;intérieur de la période de temps de l&#39;incubation. Notre protocole recommande ~ 2,75 g de sol pour rendre la solution de suspension, tandis que ~ 1 gramme est recommandé dans d&#39;autres protocoles 24. Nous suggérons que l&#39;utilisation de plus de terre (si possible) est une approche efficace pour une meilleure capture sein de l&#39;échantillon de sol variation des niveaux d&#39;activité enzymatique. Dans ce protocole, on incuber 800 ul de suspension de sol avec 200 ul de substrat, tandis que d&#39;autres ne incuber 200 ul de suspension de sol avec 50 ul de substrats. Il s&#39;agit simplement d&#39;une fonction de mise à l&#39;échelle jusqu&#39;à ce que finalement, ne change pas l&#39;activité mesurée. Il ya aussi des avantages pratiquespour l&#39;utilisation de plus grands volumes. Premièrement, il est plus facile d&#39;éviter les particules du sol lors du pipetage en noir des plaques à 96 puits à fond plat avant d&#39;enregistrer l&#39;intensité sur le fluorimètre correspondant. En second lieu, le volume supplémentaire est utile dans le cas de déversements accidentels tout en transférant les plaques à 96 puits à fond plat noires au fluorimètre avant l&#39;enregistrement des intensités de fluorescence relatifs aux enzymes. Même de légères déviations dans le volume diminuera de façon significative la fluorescence entre puits. Enfin, en raison de la nature à haut débit de ce protocole, nous choisissons souvent de s&#39;appuyer sur la réplication expérimentale pour représenter la variation du niveau de l&#39;activité enzymatique plutôt que d&#39;effectuer dosage réplique. Il est toujours préférable d&#39;inclure la pratique répétitions d&#39;analyse, mais dans la pratique, nous nous sentons notre protocole fournit un compromis équilibré entre les répétitions analytiques et expérimentales compte tenu des ressources limitées. De même, notre approche utilise un sol relativement plus bien homogénéisé (2,75 g) par dosage 25, qui sont inhérentesdiminue ntly-sol à l&#39;intérieur de variations. La décision d&#39;utiliser les répétitions d&#39;analyse doit être soigneusement examinée par le test d&#39;erreur d&#39;analyse dans les études préliminaires 48. Cependant, nous recommandons que des modèles expérimentaux de moins de 4 répétitions du groupe expérimental devraient considérer sérieusement l&#39;utilisation essai répétitions. Sol, volumes de tampon, et l&#39;optimisation de la concentration en substrat Le tampon du sol: rapport de concentration substrat est une variable importante qui influence fortement la fluorescence mesurée lors de l&#39;exécution des dosages enzymatiques. La quantité de terre dans la suspension ajoutée à doser ou la concentration du substrat peut être nécessaire d&#39;ajuster en fonction de l&#39;activité des enzymes dans l&#39;échantillon de sol. Les montants retenus pour cet exemple ont été basées sur des tests précédente de ces sols pour s&#39;assurer que la disponibilité du substrat a été non limitatif, et que nous mesurions taux maximal potentiel dans les conditions d&#39;essai (V max) 44,45. Cependant, pour des échantillons de sol qui ont des concentrations élevées d&#39;enzymes, la quantité de sol ou de la concentration de substrat doit être augmentée. Nous avons trouvé que l&#39;augmentation des concentrations de substrat (et l&#39;ajustement de la courbe d&#39;étalonnage en conséquence) peut affecter la linéarité de la courbe. Par conséquent, nous vous recommandons de réduire les montants de sol et / ou des ajustements proportionnels à tampon volumes que nécessaire. Quoiqu&#39;il en soit, il est important d&#39;optimiser la concentration du substrat pour chaque type de sol à cause dosée AEE mesurés peuvent varier d&#39;un ordre de grandeur plus grand entre les concentrations de substrat sous-saturés et saturés 26. Par conséquent les différences entre les traitements expérimentaux (etc) sont susceptibles de type II d&#39;erreur statistique et moins susceptibles d&#39;être détectées dans des conditions de sous-saturation, et l&#39;erreur statistique 27,35. Pour optimiser les concentrations de substrat, préliminaires des essais enzymatiques devraient réalisée sur des échantillons représentatifs de sols en utilisant une large gamme de concentrations en substrat. Aprèsl&#39;enregistrement de la fluorescence, tracer simplement les données (de manière similaire à l&#39;exemple de courbe d&#39;étalonnage, la figure 1) afin de déterminer la concentration du substrat (axe des x) qui correspond à l&#39;activité enzymatique (axe des y), où les niveaux de réduction de pente (~ 0). De même, la concentration du substrat qui correspond au point où les niveaux de pente hors tension (0 ~) est une bonne indication de la concentration du substrat optimal pour que le sol notamment. Ce dosage mesure la fluorescence en fin de compte sur une période donnée produite par le groupement fluorogène qui est clivé à partir du substrat à la suite de l&#39;intermédiaire d&#39;enzyme substrat dépolymérisation. Par conséquent, l&#39;étape 5 (addition de substrat) est critique et doit être réalisée le plus efficacement possible afin de minimiser le temps entre le moment où le substrat est ajouté dans les sols et lorsque les dosages sont incubés. De même, une fois que le substrat entre en contact avec l&#39;échantillon, les réactions enzymatiques vont commencer à se produire. Nous vous recommandons d&#39;utiliser une multi-canalpipette pour cette raison. Il est fortement suggéré de devenir efficace en utilisant la pipette multi-canaux avant le jour où vous effectuez vos dosages enzymatiques. Pour ce faire, vous pouvez pratiquer le pipetage avec de l&#39;eau jusqu&#39;à ce que vous pouvez facilement transférer des volumes dans les plaques à 96 puits avec votre pipette. Sol trempe Trempe se réfère à la diminution de l&#39;intensité de la fluorescence provoquée par des particules et / ou de matière organique dans les sols boues-incubations 26. Trempe peut être influencé par le réglage de la terre: les ratios de tampons 25. En raison de la fluorescence de fond à partir d&#39;échantillons individuels, il est essentiel pour exécuter les normes avec des échantillons pour tenir compte de fond (trempe) fluorescence. Bien que certains protocoles utilisent une seule concentration après l&#39;essai que le signal est linéaire, nous recommandons fortement la mise en œuvre d&#39;un contrôle de refroidissement standard pour chaque échantillon à un meilleur contrôle des effets de la trempe. Ne pas le faire se traduira par un standcourbe ard pas applicable à l&#39;échantillon, et une mauvaise estimation de l&#39;activité enzymatique. L&#39;ajout de normes pour les boues, n&#39;est pas sensible au temps, comme l&#39;ajout d&#39;étalon n&#39;affecte pas la fluorescence de l&#39;échantillon de fond. NaOH plus L&#39;addition de NaOH est utilisé dans certains protocoles d&#39;optimiser les mesures d&#39;activité enzymatique fluorométriques parce que le colorant fluorescent libéré à partir des substrats synthétiques présente une fluorescence pic à pH&gt; 9,0 26,49. Lorsque l&#39;on considère cette suggestion, la concentration de NaOH nécessaire à la suspension du sol pH (c&#39;est à dire à pH&gt; 9) varie en fonction du sol particulier et le tampon de pH utilisé 26. Cependant, d&#39;autres soutiennent que NaOH peut-être pas nécessaire, car l&#39;intensité du signal est généralement très élevé même à faible pH, et parce qu&#39;il introduit une source supplémentaire d&#39;erreur de mesure. Par exemple, l&#39;effet des additions de NaOH à pH de la suspension et donc MUB fluore ou MUCchangements de scence au fil du temps 25. Substrats MUB liés ont été présentés pour démontrer fluorescence accrue cohérente pour 20 min après ajout de NaOH avant que les niveaux se rétrécissent, tandis MUC a démontré constante diminution fluorescence jusqu&#39;à 60 min 26. Par conséquent, il est important de standardiser le temps entre l&#39;addition de NaOH et la mesure de la fluorescence. Par ailleurs, si les niveaux de fluorescence sont suffisamment détectable sans plus, la conduite des essais sans addition de NaOH a été suggérée comme une alternative tout aussi acceptable 26. Température Sensibilité à la température doit être prise en compte pour déterminer la température d&#39;incubation. Si l&#39;intérêt principal est de comprendre la cinétique enzymatique, en utilisant trois ou plusieurs températures comme illustré en utilisant des parcelles d&#39;Arrhenius (dans la section des résultats) est une approche robuste. Si le site de l&#39;échantillon a caractéristique basse température tels que le sol du pergélisol, le duration de l&#39;incubation peut être étendue pour tenir compte des enzymes pour réagir à des températures d&#39;incubation plus froides. Bien que la cinétique enzymatique traditionnelles suggère qu&#39;une augmentation de la température devrait se traduire par une activité accrue de l&#39;enzyme, on a trouvé que les enzymes peuvent être spécifiques au site en terme de sensibilité à la température 50. Par conséquent, pour comprendre le potentiel de l&#39;activité enzymatique spécifique de site, il est essentiel que soient ajustés température d&#39;incubation et la durée de refléter les valeurs de site sur le terrain. Conclusion EE sont des facteurs critiques des processus biogéochimiques dans les sols, et donc nous devons être en mesure d&#39;évaluer leurs activités. Il ya de nombreux défis à la mesure AEE dans les sols, y compris les interférences et l&#39;inhibition. Malgré ces difficultés, des protocoles standardisés (comme celui décrit ici) peuvent être appliqués universellement pour mesurer AEE pour une large gamme d&#39;enzymes. S&#39;il est relativement facile de produire des données de qualité suivant ces protocoles, l&#39;eninterprétation de ces données dans un contexte écologique nécessite un examen attentif de ce que ces tests sont vraiment mesurent, et comment AEE dans des conditions d&#39;essai peuvent différer de ceux en vertu des conditions in situ.

Enzymes extracellulaires (EE) produites par les bactéries du sol, les champignons et les archées sont impliqués dans les processus biogéochimiques innombrables, et sont au cœur de la transformation, la stabilisation et la déstabilisation de matière organique du sol et le cycle des éléments nutritifs dans les écosystèmes terrestres 1. En produisant EE, les microbes du sol se décomposent et se transforment en matière organique polymérique en molécules solubles plus petits, ce qui libère auparavant liés micro-et macro-éléments, ce qui permet des plantes et des microbes à assimiler les nutriments disponibles dans le sol. EE ont été étudiées pendant des décennies, notamment par la mesure de leur activité dans des essais de laboratoire de 2 à 4, car il est très difficile de détecter et de quantifier directement les enzymes. Activité enzymatique extracellulaire (EEE) est le plus fortement contrôlée par la concentration des enzymes et des substrats correspondants. L&#39;abondance des différents C-, N-, et les enzymes dégradant P dans les sols est contrôlée par de nombreux facteurs including biomasse microbienne, la composition de la communauté, la disponibilité du substrat, le microclimat, et les exigences stoechiométriques 5,6. Cependant, dans AEE in situ au sein de l&#39;environnement du sol sont également affectés par la température 7,8, la liaison d&#39;enzymes pour les argiles du sol et les propriétés humiques 2, et les contraintes de diffusion 9, qui régissent finalement la piscine de l&#39;enzyme active, en termes de taille, la disponibilité du substrat , et le taux de roulement 10-12. Par conséquent, en reconnaissant dans des conditions de sol in situ est essentiel lors de l&#39;utilisation des tests de laboratoire de l&#39;enzyme d&#39;interpréter la fonction microbienne du sol dans les différents sites environnementaux. De nombreuses classes différentes de l&#39;EEE peuvent être quantifiés dans des essais de laboratoire en utilisant une variété de substrats synthétiques (s&#39;il vous plaît se référer à la «Liste des réactifs tableau&quot; pour plus de détails). Certains protocoles utilisent des substrats dans des dosages qui sont couplés à une réaction colorimétrique qui peut être détecté avec un spectrophotomètre, wien que les autres, y compris le protocole que nous décrivons ici, utiliser des substrats qui sont liés à un groupement fluorescent. Tests de fluorescence EE sont généralement plus sensibles (par un ordre de grandeur) que les tests colorimétriques (qui utilisent une partie chromogène lié à un substrat synthétique) 12-14. Sensibilité dans la détection de l&#39;EEE comporte deux aspects: l&#39;un est lié à la quantité de composé d&#39;intérêt détectés et l&#39;autre liées à l&#39;activité la plus faible de l&#39;enzyme potentiel détectable. Des procédés pour colorimétrique P-nitrophénol dosages à base de (PNP) peuvent être trouvés dans les travaux passés 15,16. En bref, le sol (généralement tamisé à &lt;2 mm et séché à l&#39;air) est incubé à température optimale et ou domaine pertinent pH. La vitesse à laquelle le produit de réaction libérée est déterminée par colorimétrie avec un spectrophotomètre 14. La plus grande sensibilité des dosages d&#39;enzymes de fluorescence est dû en partie à la détection plus sensible de la séparation de la fraction fluorogène associé à substrmangé dégradation absorbance plutôt que l&#39;enregistrement après la séparation d&#39;une partie chromogène spécifique à une longueur d&#39;onde spécifique. Les deux indicateurs fluorescents synthétiques les plus couramment utilisés sont 4 méthylumbelliférone (MUB) 17 et 7-amino-4-méthylcoumarine (MUC) 18,19. MUC-substrats liés sont généralement associés à des substrats synthétiques riches en azote tels que les protéines et / ou des acides aminés. Techniques fluorescentes ont été développés pour des échantillons aquatiques 20,21, et leur application à des sols nécessite des contrôles pour la trempe de signal et les interférences 22,23. Les dosages peuvent, soit être menées en utilisant &quot;paillasse&quot; chimie traditionnelle avec de grands volumes, ou peuvent être utilisés dans les protocoles de microplaques, avec un débit augmenté, mais peut-être l&#39;erreur de mesure plus élevée. Bien qu&#39;il existe plusieurs protocoles fréquemment cités pour la détection fluorescente AEE dans les sols 24, de nombreux laboratoires emploient subtiles variations sur ces protocoles, souvent par inadvertance ou en raison de la différences d&#39;équipement ou de réactifs de laboratoire. Apparemment petites différences dans les détails de protocoles peuvent fortement affecter mesurée AEE 25,26 et le manque d&#39;enzymes standardisées fait qu&#39;il est difficile de calibrer tests entre les différents laboratoires. Ainsi, il existe un besoin important pour la diffusion des protocoles détaillés pour encourager la normalisation des tests de l&#39;EEE. Dans notre protocole, les échantillons de sol sont préparés en mélangeant des échantillons de sol avec un tampon de pH et l&#39;homogénéisation avec un mélangeur. Les boues sont ensuite inoculés avec une quantité non limitative de marquage fluorescent C-, N-, ou substrat P-riche, choisi en fonction de la question spécifique de recherche d&#39;intérêt. Utilisation des suspensions de sol dans les dosages enzymatiques sert de contrôle pour minimiser les limitations de la diffusion du substrat. Les fragments fluorescents sont trempés jusqu&#39;à ce qu&#39;elles soient clivées à partir de leurs substrats respectifs, et donc l&#39;activité enzymatique peut être détectée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat by une réaction catalysée par une enzyme. L&#39;intensité de fluorescence croissante dans le temps reflète la vitesse de la réaction catalysée par une enzyme. Le concept général de l&#39;analyse de fluorescence enzyme est que les substrats synthétiques liées avec un fragment fluorogène (colorant fluorescent), sont ajoutés à des échantillons de sol 27. Au cours de la dégradation du substrat catalysée par une enzyme, la liaison rompt entre le colorant fluorescent et le substrat. Le colorant fluorescent libéré du substrat est par conséquent utilisé comme une évaluation indirecte de l&#39;activité enzymatique, et peut être quantifiée en utilisant un lecteur de microplaque pour détecter l&#39;intensité de fluorescence du colorant. En bref, la fluorescence quantification est réalisée en tant que le colorant émet de la lumière libérée d&#39;une longueur d&#39;onde après avoir absorbé la lumière d&#39;une longueur d&#39;onde différente. L&#39;intensité de fluorescence est enregistrée par un lecteur de plaque capable à la fois d&#39;excitation et de détection. L&#39;activité enzymatique peut être quantifiée par la suite sur la base de la conce-colorant fluorescent connuntrations du substrat (quantités à-dire connus de substrat synthétique ajoutées à des échantillons de sol) en même temps que le référencement d&#39;une courbe de dilution standard d&#39;intensités de fluorescence pour le fragment fluorogène spécifique du substrat utilisé dans le dosage (c&#39;est à dire la 4-méthylumbelliférone (MUB) ou amino-7 -4-méthylcoumarine (MUC)). (S&#39;il vous plaît se référer à la section de protocole pour des détails précis sur l&#39;activité enzymatique quantification). dosages enzymatiques du sol en laboratoire sont utiles pour évaluer la fonction de la communauté microbienne, mais il existe plusieurs limitations techniques que les utilisateurs doivent reconnaître 10. tests de fluorescence peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et / ou l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents 25. les particules de sol et / ou des matières organiques dans les boues, peuvent également interférer avec des intensités de fluorescence, connu sous le nom d&#39;effet de trempe 26.En outre, des tests de laboratoire de l&#39;enzyme ne détermine AEE potentiels dans des conditions de laboratoire. Dans des essais in vitro mesurent AEE dans des conditions où la diffusion de substrat et l&#39;abondance n&#39;est pas limitatif. Par conséquent, les données fournies par ces tests peuvent ne pas être un bon indicateur de SEAE conformément à l&#39;état du sol in situ 10. Globalement, l&#39;activité de l&#39;enzyme est très utile pour les comparaisons relatives dans lesquelles les types de sols sont semblables. Toutefois, lorsque vous utilisez cette méthode pour comparer les activités entre les sols qui diffèrent des propriétés physiques ou chimiques, il faut être prudent. Cela est dû au fait que les différences dans le type et la température du sol peuvent considérablement altérer l&#39;état de la cinétique enzymatique en in situ. Une autre limitation est que relativement peu de substrats sont disponibles dans le commerce (par rapport à l&#39;environnement naturel). En outre, les substrats synthétiques utilisés pour des dosages enzymatiques sont relativement simples (facilement soluble) peuvent ne pas représenter exactement les substrats de sol présents ou disponibe in situ. Un autre facteur à considérer est que l&#39;utilisation de boues, intégrera l&#39;activité de certaines enzymes stabilisées (ie immobilisés par la matière organique ou des argiles) qui peuvent ne pas être active dans des conditions in situ 2. Tests de laboratoire de l&#39;enzyme ne fournissent pas de renseignements sur la persistance des enzymes dans le sol (taux de rotation de l&#39;enzyme) ou des informations sur les espèces microbiennes spécifiques qui produisent des enzymes du sol.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Material/ Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents: </td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#945;-D-glucopyranoside (AG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M9766</td>
			<td>Sugar degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#946;-D-glucopyranoside (BG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M3633</td>
			<td>Sugar degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#946;-D-cellobioside (CB)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M6018</td>
			<td>Cellulose degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Leucine-7-amido-4-methylcoumarin hydrochloride (LAP)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>L2145</td>
			<td>Protein degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl N-acetyl-&#946;-D-glucosaminide (NAG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M2133</td>
			<td>Chitin degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl phosphate (PHOS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8883</td>
			<td>Phosphorus mineralization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl-&#946;-D-xylopyranoside (XYL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M7008</td>
			<td>Hemicellulose degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferone (MUB)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M1381</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-Amino-4-methylcoumarin (MUC)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A9891</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mM Sodium acetate anhydrous buffer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S210-500</td>
			<td>acidic and neutral soils</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mM Tris base buffer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP154-1</td>
			<td>basic soils</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bel-Art Scienceware disposable pipetting reservoirs</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-512-65</td>
			<td>pipetting reservoir</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic; Eppendorf Xplorer; 8-channel</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-684-265</td>
			<td>8-channel pipette, range: 50-1,200 &#956;l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TipOne 101-1,250 &#956;l extended length natural tips</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1112 - 1720</td>
			<td>10 racks of 96 tips (960 tips)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hotplate; heating surface: 10 in x 10 in.</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11-100-100SH</td>
			<td>Lab disc magnetic stir plate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waring blender</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-509-7P</td>
			<td>Two-speed; 1 L (34 oz) stainless steel container</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BRAND Dispensette III bottle-top dispensers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-688-231</td>
			<td>Dispenser; range: 5-50 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheaton Unispense &#956;P peristaltic pumps</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-683-7</td>
			<td>Optional dispenser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand magnetic stir bar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>1451363SIX</td>
			<td>Used to stirr soil slurry afer blending</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyrex glass bowls</td>
			<td>World Kitchen</td>
			<td>5304218</td>
			<td>Pyrex 10 oz rimmed custard cup</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar 96-well black solid plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-590</td>
			<td>Used for plate reader step</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar 96-well assay blocks</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-700</td>
			<td>V-bottom; 2 ml; sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nunc 96-well cap mats</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-387-93</td>
			<td>Sterile 96-well cap mat for square wells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge equipped with holders for deep-well plates</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3121</td>
			<td>Centra-GP8 (this model is no longer available)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tecan Infinite 200 series multifunctional microplate reader</td>
			<td>Tecan</td>
			<td>30016058</td>
			<td>Plate reader (this model is no longer available)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-throughput fluorometric measurement of potential soil extracellular enzyme activities

Les microbes dans le sol et d&#39;autres environnements produisent des enzymes extracellulaires à dépolymérisent et hydrolyser les macromolécules organiques de sorte qu&#39;ils peuvent être assimilés pour l&#39;énergie et les nutriments. Mesure de l&#39;activité de l&#39;enzyme microbienne du sol est essentielle pour comprendre la dynamique des écosystèmes fonctionnels du sol. Le concept général de l&#39;analyse de fluorescence qui est une enzyme de synthèse C-, N-, ou des substrats riches en P lié à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. Lorsque intact, les substrats marqués ne sont pas fluorescentes. L&#39;activité enzymatique est mesurée comme l&#39;augmentation de la fluorescence en tant que colorants fluorescents sont clivés à partir de leurs substrats, qui leur permet de fluorescence. mesures d&#39;enzymes peuvent être exprimés en unités de molarité ou activité. Pour effectuer cet essai, des suspensions de sol sont préparés en combinant le sol avec un tampon de pH. Le tampon de pH (généralement un acétate de sodium à 50 mM ou du tampon Tris 50 mM), est choisi pour particulier l&#39;acide constante de dissociation de la mémoire tampon (pKa) pour correspondre au mieux la SA du solmple pH. Les suspensions de sol sont inoculés avec une quantité non limitative de marqué par fluorescence (à savoir C-, N-, P-ou riche) substrat. Utilisation des suspensions de sol dans l&#39;essai sert à minimiser les limitations de l&#39;enzyme et diffusion de substrat. Par conséquent, cet essai de contrôle pour les différences de limitation de substrat, les vitesses de diffusion et les conditions de pH du sol, détecter ainsi les taux d&#39;activité d&#39;enzymes potentiels en fonction de la différence des concentrations de l&#39;enzyme (par exemple). Dosages enzymatiques fluorescence sont généralement plus sensibles que spectrophotométriques (c. colorimétriques) les essais, mais peuvent souffrir d&#39;interférences causées par des impuretés et de l&#39;instabilité de nombreux composés fluorescents lorsqu&#39;ils sont exposés à la lumière, donc la prudence est requise lors de la manipulation des substrats fluorescents. De même, cette méthode ne évalue les activités enzymatiques potentiels dans des conditions de laboratoire lors de substrats ne sont pas limitatifs. Il faut être prudent dans l&#39;interprétation des données représentant croix-sites des comparaisons avec des températures différentes ou des types de sol, comme dans le type de sol in situ et la température peuvent influer sur la cinétique enzymatique.

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High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Pour mesurer les taux potentiels de sol activités enzymatiques extracellulaires, des substrats synthétiques qui sont liés à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. L&#39;activité enzymatique est mesurée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat par une réaction catalysée par une enzyme, où la fluorescence est élevé, plus la dégradation du substrat.

À haut débit Fluorometric Mesure de sol Potentiel activités enzymatiques extracellulaires

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be ...

high-throughput-fluorometric-measurement-potential-soil-extracellular

Research

JoVE Journal

Environment

45.9K vues.  Colorado State University.  Pour mesurer les taux potentiels de sol activités enzymatiques extracellulaires, des substrats synthétiques qui sont liés à un colorant fluorescent sont ajoutés à des échantillons de sol. L'activité enzymatique est mesurée en tant que le colorant fluorescent est libéré du substrat par une réaction catalysée par une enzyme, où la fluorescence est élevé, plus la dégradation du substrat. 

Vidéo: High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

Much of the nutrient cycling and carbon processing in natural environments occurs through the activity of extracellular enzymes released by microorganisms. Thus, measurement of the activity of these extracellular enzymes can give insights into the rates of ecosystem level processes, such as organic matter decomposition or nitrogen and phosphorus mineralization. Assays of extracellular enzyme activity in environmental samples typically involve exposing the samples to artificial colorimetric or fluorometric substrates and tracking the rate of substrate hydrolysis. Here we describe microplate based methods for these procedures that allow the analysis of large numbers of samples within a short time frame. Samples are allowed to react with artificial substrates within 96-well microplates or deep well microplate blocks, and enzyme activity is subsequently determined by absorption or fluorescence of the resulting end product using a typical microplate reader or fluorometer. Such high throughput procedures not only facilitate comparisons between spatially separate sites or ecosystems, but also substantially reduce the cost of such assays by reducing overall reagent volumes needed per sample.

Microplate based procedures are described for the colorimetric or fluorometric analysis of extracellular enzyme activity. These procedures allow for the rapid assay of such activity in large numbers of environmental samples within a manageable time frame.

Détermination de l&#39;activité enzymatique microbienne extracellulaire dans les eaux, les sols et les sédiments de haut débit microplaques dosages

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

Recherche

Environnement

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes and soil organic matter formation to small-scale stable-isotope biomarker probing. Coupling multiple stable isotopes such as 13C with 15N, 18O or&#160;2H has the potential to reveal even more information about complex stoichiometric relationships during biogeochemical transformations. Isotope labeled plant material has been used in various studies of litter decomposition and soil organic matter formation1-4. From these and other studies, however, it has become apparent that structural components of plant material behave differently than metabolic components (i.e. leachable low molecular weight compounds) in terms of microbial utilization and long-term carbon storage5-7. The ability to study structural and metabolic components separately provides a powerful new tool for advancing the forefront of ecosystem biogeochemical studies. Here we describe a method for producing 13C and 15N labeled plant material that is either uniformly labeled throughout the plant or differentially labeled in structural and metabolic plant components.
Here, we present the construction and operation of a continuous 13C and 15N labeling chamber that can be modified to meet various research needs. Uniformly labeled plant material is produced by continuous labeling from seedling to harvest, while differential labeling is achieved by removing the growing plants from the chamber weeks prior to harvest. Representative results from growing Andropogon gerardii Kaw demonstrate the system&#39;s ability to efficiently label plant material at the targeted levels. Through this method we have produced plant material with a 4.4 atom%13C and 6.7 atom%15N uniform plant label, or material that is differentially labeled by up to 1.29 atom%13C and 0.56 atom%15N in its metabolic and structural components (hot water extractable and hot water residual components, respectively). Challenges lie in maintaining proper temperature, humidity, CO2 concentration,&#160;and light levels in an airtight 13C-CO2 atmosphere for successful plant production. This chamber description represents a useful research tool to effectively produce uniformly or differentially multi-isotope labeled plant material for use in experiments on ecosystem biogeochemical cycling.

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

This method explains how to build and operate a continuous 13C and 15N isotope labeling chamber for uniform or differential plant tissue labeling. Representative results from metabolic and structural labeling of Andropogon gerardii are discussed.

Conception et l&#39;exploitation d&#39;un continu<sup&gt; 13</sup&gt; C et<sup&gt; 15</sup&gt; N Chambre pour uniforme ou différentiel étiquetage, métabolique et structurale, usine de production d&#39;isotopes étiquetage

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes ...

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

L&#39;échantillonnage du sol et isolement de nématodes entomopathogènes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Measurement of Greenhouse Gas Flux from Agricultural Soils Using Static Chambers

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the biogeochemical drivers of climate change and to the development and evaluation of GHG mitigation strategies based on modulation of landscape management practices. The static chamber-based method described here is based on trapping gases emitted from the soil surface within a chamber and collecting samples from the chamber headspace at regular intervals for analysis by gas chromatography. Change in gas concentration over time is used to calculate flux. This method can be utilized to measure landscape-based flux of carbon dioxide, nitrous oxide, and methane, and to estimate differences between treatments or explore system dynamics over seasons or years. Infrastructure requirements are modest, but a comprehensive experimental design is essential. This method is easily deployed in the field, conforms to established guidelines, and produces data suitable to large-scale GHG emissions studies.

This article showcases the static chamber-based method for measurement of greenhouse gas flux from soil systems. With relatively modest infrastructure investments, measurements may be obtained from multiple treatments/locations and over timeframes ranging from hours to years.

Mesure du flux de gaz à effet de serre provenant des sols agricoles utilisant statiques Chambers

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the ...

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce (Lactuca sativa) Germplasm Collections

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely drought-tolerance traits. Fresh water availability for agricultural use is a growing concern across the United States as well as many regions of the world. Short-term drought events along with regulatory intervention in the regulation of water availability coupled with the looming threat of long-term climate shifts that may lead to reduced precipitation in many important agricultural regions has increased the need to hasten the development of crops adapted for improved water use efficiency in order to maintain or expand production in the coming years. This protocol is not meant as a step-by-step guide to identifying at either the physiological or molecular level drought-tolerance traits in lettuce, but rather is a method developed and refined through the screening of thousands of different lettuce varieties. The nature of this screen is based in part on the streamlined measurements focusing on only three water-stress indicators: leaf relative water content, wilt, and differential plant growth following drought-stress. The purpose of rapidly screening a large germplasm collection is to narrow the candidate pool to a point in which more intensive physiological, molecular, and genetic methods can be applied to identify specific drought-tolerant traits in either the lab or field. Candidates can also be directly incorporated into breeding programs as a source of drought-tolerance traits.

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce Lactuca sativa Germplasm Collections

This protocol was developed to screen a large germplasm collection of the leafy vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) for drought-tolerance, in order to identify a small candidate pool of lettuce for use in physiological, molecular, and genetic studies to identify underlying drought-tolerance traits along with breeding programs.

Criblage à semi-haute de la sécheresse de tolérance potentiel dans la laitue (<em&gt; Lactuca sativa</em&gt;) de matériel génétique dans les collections

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely ...

A Gusseted Thermogradient Table to Control Soil Temperatures for Evaluating Plant Growth and Monitoring Soil Processes

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a series of incubators. A temperature gradient is passively established across the surface of the table between the heated and cooled ends and is lost quickly at distances above the surface. Since temperature is only controlled on the table surface, experiments are restricted to shallow containers, such as Petri dishes, placed on the table. Welding continuous aluminum vertical strips or gussets perpendicular to the surface of a table enables temperature control in depth via convective heat flow. Soil in the channels between gussets was maintained across a gradient of temperatures allowing a greater diversity of experimentation. The gusseted design was evaluated by germinating oat, lettuce, tomato, and melon seeds. Soil temperatures were monitored using individual, battery-powered dataloggers positioned across the table. LED lights installed in the lids or along the sides of the gradient table create a controlled temperature chamber where seedlings can be grown over a range of temperatures. The gusseted design enabled accurate determination of optimum temperatures for fastest germination rate and the highest percentage germination for each species. Germination information from gradient table experiments can help predict seed germination and seedling growth under the adverse soil conditions often encountered during field crop production. Temperature effects on seed germination, seedling growth, and soil ecology can be tested under controlled conditions in a laboratory using a gusseted thermogradient table.

Traditional thermogradient tables create a range of temperatures across the surface. Welding gussets perpendicular to the surface of a thermogradient table will control temperature in depth increasing possible research applications.

Un tableau Gusseted thermogradient pour contrôler la température du sol pour l&#39;évaluation de la croissance des plantes et de suivi des processus de sol

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a ...

A 3-dimensional (3D)-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related research fields. Thanks to its unique features, including large fecundity, embryo translucency, rapid and simultaneous development, etc., zebrafish embryos are often used for large scale toxicity assessment of chemicals and drug/compound screening. A typical screening procedure involves adult zebrafish spawning, embryos selection, and arraying the embryos into multi-well plates. From there, embryos are subjected to exposure and the toxicity of chemical, or the effectiveness of the drugs/compounds can be evaluated relatively quickly based on phenotypic observations. Among these processes, embryos arraying is one of the most time-consuming and labor-intensive steps that limits the throughput level. In this protocol, we present an innovative approach that makes use of a 3D-printed arraying template coupled with vacuum manipulation to speed up this laborious step. The protocol herein describes the overall design of the arraying template, a detailed experimental setup and step-by-step procedure, followed by representative results. When implemented, this approach should prove beneficial in a variety of research applications using zebrafish embryos as testing subjects.

A 3-dimensional 3D-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

Here, we present a protocol to design and fabricate a zebrafish embryo arraying template, followed by a detailed procedure on the use of such template for high throughput zebrafish embryo arraying into a 96-well plate.

3 Dimensions (3D)-imprimé le modèle pour l’embryon de poisson zèbre haut débit parant

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related ...

Use of Principal Components for Scaling Up Topographic Models to Map Soil Redistribution and Soil Organic Carbon

Landscape topography is a critical factor affecting soil formation and plays an important role in determining soil properties on the earth surface, as it regulates the gravity-driven soil movement induced by runoff and tillage activities. The recent application of Light Detection and Ranging (LiDAR) data holds promise for generating high spatial resolution topographic metrics that can be used to investigate soil property variability. In this study, fifteen topographic metrics derived from LiDAR data were used to investigate topographic impacts on redistribution of soil and spatial distribution of soil organic carbon (SOC). Specifically, we explored the use of topographic principal components (TPCs) for characterizing topography metrics and stepwise principal component regression (SPCR) to develop topography-based soil erosion and SOC models at site and watershed scales. Performance of SPCR models was evaluated against stepwise ordinary least square regression (SOLSR) models. Results showed that SPCR models outperformed SOLSR models in predicting soil redistribution rates and SOC density at different spatial scales. Use of TPCs removes potential collinearity between individual input variables, and dimensionality reduction by principal component analysis (PCA) diminishes the risk of overfitting the prediction models. This study proposes a new approach for modeling soil redistribution across various spatial scales. For one application, access to private lands is often limited, and the need to extrapolate findings from representative study sites to larger settings that include private lands can be important.

Landscape processes are critical components of soil formation and play important roles in determining soil properties and spatial structure in landscapes. We propose a new approach using stepwise principal component regression to predict soil redistribution and soil organic carbon across various spatial scales.

Utilisation des principaux composants pour étendre les modèles topographiques pour mapper la Redistribution du sol et le sol carbone organique

Landscape topography is a critical factor affecting soil formation and plays an important role in determining soil properties on the earth surface, as it ...

High-throughput Siderophore Screening from Environmental Samples: Plant Tissues, Bulk Soils, and Rhizosphere Soils

Siderophores (low-molecular weight metal chelating compounds) are important in various ecological phenomenon ranging from iron (Fe) biogeochemical cycling in soils, to pathogen competition, plant growth promotion, and cross-kingdom signaling. Furthermore, siderophores are also of commercial interest in bioleaching and bioweathering of metal-bearing minerals and ores. A rapid, cost effective, and robust means of quantitatively assessing siderophore production in complex samples is key to identifying important aspects of the ecological ramifications of siderophore activity, including, novel siderophore producing microbes. The method presented here was developed to assess siderophore activity of in-tact microbiome communities, in environmental samples, such as soil or plant tissues. The samples were homogenized and diluted in a modified M9 medium (without Fe), and enrichment cultures were incubated for 3 days. Siderophore production was assessed in samples at 24, 48, and 72 hours (h) using a novel 96-well microplate CAS (Chrome azurol sulphonate)-Fe agar assay, an adaptation of the traditionally tedious and time-consuming colorimetric method of assessing siderophore activity, performed on individual cultivated microbial isolates. We applied our method to 4 different genotypes/Lines of wheat (Triticum aestivum L.), including Lewjain, Madsen, and PI561725, and PI561727 commonly grown in the inland Pacific Northwest. Siderophore production was clearly impacted by the genotype of wheat, and in the specific types of plant tissues observed. We successfully used our method to rapidly screen for the influence of plant genotype on siderophore production, a key function in terrestrial and aquatic ecosystems. We produced many technical replicates, yielding very reliable statistical differences in soils and within plant tissues. Importantly, the results show the proposed method can be used to rapidly examine siderophore production in complex samples with a high degree of reliability, in a manner that allows communities to be preserved for later work to identify taxa and functional genes.

We present a protocol for rapid screening of environmental samples for siderophore potential contributing to micronutrient bioavailability and turnover in terrestrial systems.

Sidérophore High-throughput Screening d’échantillons environnementaux : planter la rhizosphère sols, sols en vrac et tissus

Siderophores (low-molecular weight metal chelating compounds) are important in various ecological phenomenon ranging from iron (Fe) biogeochemical cycling ...

Estimation of Crystalline Cellulose Content of Plant Biomass using the Updegraff Method

Cellulose is the most abundant polymer on Earth generated by photosynthesis and the main load-bearing component of cell walls. The cell wall plays a significant role in plant growth and development by providing strength, rigidity, rate and direction of cell growth, cell shape maintenance, and protection from biotic and abiotic stressors. The cell wall is primarily composed of cellulose, lignin, hemicellulose and pectin. Recently plant cell walls have been targeted for the second-generation biofuel and bioenergy production. Specifically, the cellulose component of the plant cell wall is used for the production of cellulosic ethanol. Estimation of cellulose content of biomass is critical for fundamental and applied cell wall research. The Updegraff method is simple, robust, and the most widely used method for the estimation of crystalline cellulose content of plant biomass. The alcohol insoluble crude cell wall fraction upon treatment with Updegraff reagent eliminates the hemicellulose and lignin fractions. Later, the Updegraff reagent resistant cellulose fraction is subjected to sulfuric acid treatment to hydrolyze the cellulose homopolymer into monomeric glucose units. A regression line is developed using various concentrations of glucose and used to estimate the amount of the glucose released upon cellulose hydrolysis in the experimental samples. Finally, the cellulose content is estimated based on the amount of glucose monomers by colorimetric anthrone assay.

The Updegraff method is the most widely used method for the cellulose estimation. The main purpose of this demonstration is to provide a detailed Updegraff protocol for estimation of cellulose content in plant biomass samples.

Estimation de la teneur en cellulose cristalline de la biomasse végétale à l’aide de la méthode Updegraff

Cellulose is the most abundant polymer on Earth generated by photosynthesis and the main load-bearing component of cell walls. The cell wall plays a ...