Les auteurs reconnaissent le soutien de l&#39;Australian Research Council à travers le Centre d&#39;excellence pour Electromaterials science.

Le protocole a été approuvé par l&#39;Université La Trobe (09-28P) et de l&#39;Université RMIT comités d&#39;éthique des animaux (1315). Une. Préparation de l&#39;électrode et les tests préliminaires in vitro <ol><li> Préparer des solutions de dépôt de revêtement de l&#39;électrode, par exemple 10 mM de 3,4-éthylènedioxythiophène (EDOT) et de sodium 0,1 M para-toluène sulfonate (Na 2 pts) pour former le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène-PTS (PEDOT-pts). </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution de dépôt et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans une solution de dépôt, et se connecter à un potentiostat. </li><li> En utilisant le potentiostat, des revêtements de dépôt sur les électrodes souhaités. Les conditions de dépôt (potentiel, courant et de temps) sera variable en fonction de revêtements désirés. Pour les revêtements PEDOT-pts, un pote appliquéential de 1 V à 15, 30, 45, ou 60 sec a été utilisé. Quatre électrodes sur le réseau doivent être revêtus avec le revêtement en quinconce (Figure 1). </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution de dépôt et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Répétez la procédure de revêtement avec d&#39;autres matériaux comme souhaité. </li><li> Préparer une solution d&#39;essai in vitro (phosphate di-sodique 0,3 M (Na 2 HPO 4) dans de l&#39;eau désionisée). </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter à un potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, plage de potentiel 00,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Exécuter toutes autres analyses souhaitées telles que la microscopie optique. </li><li> sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol> 2. Electrode Implantation <ol><li> Peser le rat. </li><li> Injecter uréthane (20% p / v dans de l&#39;eau distillée, 1,3 g / kg ip) pour l&#39;anesthésie sans récupération. </li><li> Assurer début anesthésie en testant un réflexe de retrait orteil de pincement. Si l&#39;anesthésie est insuffisante, des doses supplémentaires d&#39;uréthane doivent être administrées (0,3 g / kg ip). </li><li> Appliquer du lubrifiant de l&#39;oeil, et puis raser la tête de l&#39;uniMAL. </li><li> Placez l&#39;animal dans la position couchée sur une plaque homéothermes et insérer une sonde rectale (37,5 ° C). </li><li> Placez une barre de l&#39;oreille dans la position finale d&#39;environ prévu dans le cadre stéréotaxique, puis ajuster l&#39;animal pour positionner la barre de l&#39;oreille dans le conduit auditif externe. </li><li> Aligner la deuxième barre de l&#39;oreille dans le méat acoustique externe controlatéral. Déplacer l&#39;animal dans les barres d&#39;oreilles pour s&#39;aligner avec le porte-dent. </li><li> En utilisant des pinces rat-dents, ouvrir la mâchoire de l&#39;animal, accrocher les incisives supérieures sur le support de la dent et serrer le nez en place. </li><li> Créer une incision dans la peau de la tête, à environ 1 mm vers la droite de la ligne médiane et de 10 mm à 10 mm rostrale caudale du lambda. </li><li> Rétracter la peau et le muscle latéral de l&#39;incision pour exposer le pariétal et interpariétales Grâce à la solution de peroxyde d&#39;hydrogène à 20% et un tampon de gaze, nettoyer la surface de l&#39;os exposé. </li><li> Percez un trou d&#39;environ3 mm 2 dans l&#39;os interparietal aussi près lambda et la ligne médiane que possible et retirer le bouchon de l&#39;os. En utilisant une solution saline stérile, rincer le trou pour enlever la poussière d&#39;os ou de fragments qui peuvent endommager l&#39;électrode. </li><li> Avec des ciseaux émoussés-franc, disséquer en dessous de la peau du cou et de créer une cavité. Enrouler un fil Ag / AgCl dans du coton, le saturer avec une solution saline, puis insérer l&#39;électrode de référence dans la cavité. </li><li> Faire une incision dans la dure-mère dans le plan sagittal en utilisant la pointe d&#39;une aiguille. </li><li> Attacher l&#39;ensemble d&#39;électrodes à l&#39;électrode de manipulateur et d&#39;ajuster sa position au-dessus de l&#39;ouverture avec un angle de rostro-caudal 19 °. Insérer manuellement l&#39;électrode environ 2 mm dans le cerveau vers le colliculus inférieur. </li><li> Fixez le haut-parleur de la barre creuse gauche de l&#39;oreille. </li><li> Assurer l&#39;amplificateur est sous tension. Puis vérifier l&#39;anesthésie de l&#39;animal avant de sceller la chambre d&#39;enregistrement. </li></ol> 3.Dans les essais in vivo <ol><li> Fournir des salves de bruit blanc, (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) et de surveiller l&#39;activité sur chaque électrode. La vitesse maximale à laquelle éclate devrait être livré est une salve toutes les 200 ms. </li><li> Utilisation du microdrive motorisé, insérez doucement le réseau d&#39;électrodes que l&#39;activité acoustique entraînée est enregistré sur les trois électrodes plus distale de chaque tige (le nombre et la position de l&#39;activité d&#39;enregistrement des électrodes peuvent varier avec le placement de l&#39;électrode ou de la conception de l&#39;électrode). </li><li> Effectuer le protocole de stimulation acoustique par 300 répétitions de 50 ms rafales de bruit blanc (bruit distribution gaussienne, 1-44 kHz, 10 ms temps de montée-descente) avec un taux de répétition de 1 sec à 70 dB, et enregistrer l&#39;activité à plusieurs unités à chaque électrode ( 24,4 kHz taux d&#39;échantillonnage). </li><li> Insérez délicatement le réseau d&#39;électrodes autre 200 μ m dans le IC à positionner chaque électrode à peu près la même position que l&#39;électrode plus distale de ee position initiale d&#39;enregistrement. </li><li> Répétez la stimulation acoustique et le protocole d&#39;enregistrement de neurones. </li><li> Continuer l&#39;insertion du réseau d&#39;électrodes dans 200 μ m et l&#39;exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d&#39;enregistrement de neurones jusqu&#39;à ce que toutes les électrodes ont enregistré l&#39;activité acoustique entraînée à partir d&#39;au moins trois positions (typiquement 8 à 12 positions d&#39;électrodes en tout). </li><li> Rétracter l&#39;ensemble d&#39;électrodes dans 200 μ m et de poursuivre l&#39;exécution des étapes de la stimulation acoustique et un protocole d&#39;enregistrement de neurones jusqu&#39;à ce que la position initiale de l&#39;ensemble d&#39;électrodes est réalisé. </li><li> Rétracter délicatement le réseau d&#39;électrodes manuellement. </li><li> Injecter un surdosage de pentobarbital de sodium (Lethobarb; 200 mg / kg ip) pour euthanasier l&#39;animal. </li><li> Rincer délicatement le réseau d&#39;électrodes à l&#39;eau distillée. Puis sondes de magasins dans un conteneur de protection sec pour prévenir les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol> 4. Post-implantation en vitTest ro <ol><li> Rincer délicatement le réseau d&#39;électrodes avec de l&#39;eau distillée pour éliminer toute contamination. </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter au potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai et rincer doucement avec de l&#39;eau désionisée. </li><li> Placer le réseau d&#39;électrodes dans une solution de nettoyage enzymatique pendant 24 heures. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution et rincer avec de l&#39;eau distillée. </li><li> Connectez le réseau d&#39;électrodes à un potentiostat. </li><li> Placez délicatement le réseau d&#39;électrodes dans la solution d&#39;essai et serrer en place. </li><li> Placer une contre-électrode en treillis de platine et électrode de référence Ag / AgCl dans la solution d&#39;essai et de se connecter au potentiostat. </li><li> Utilisation du potentiostat, effectuer séquentielle spectroscopie d&#39;impédance électrochimique (EIS) (potentiel offset 0 V, amplitude 10 mV, la gamme de fréquence 10-100,000 Hz) et voltamétrie cyclique (1 cycle, portée potentielle de 0,8 à -0,8 V, la vitesse de balayage de 100 mV / s ) sur toutes les électrodes. Électrodes non testés sont maintenus au potentiel de circuit ouvert et un temps calme de 1 sec est utilisé entre chaque test. Les 32 électrodes sont en contact avec la solution de la session de test complet de 1 h. </li><li> Enlever la matrice d&#39;électrodes à partir de la solution d&#39;essai etrincer délicatement avec de l&#39;eau déminéralisée. </li><li> sondes dans un contenant protecteur sec pour éviter les dommages et la dégradation de la surface des électrodes. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

Ce protocole fournit une méthode de comparaison de neurones revêtements d&#39;électrode d&#39;enregistrement à l&#39;intérieur d&#39;un animal. La conception de l&#39;électrode utilisée est idéal pour l&#39;implantation dans un rat colliculus inférieur (IC), avec des dimensions de même ordre de grandeur. Des variantes de cette électrode tels que plus d&#39;espace entre tiges empêcheraient tous les tiges étant chez le rat IC en même temps, alors que plus des tiges et un pas plus grand entre les électrodes ...

Implants neuronaux sont utilisés de plus en plus pour la recherche, le contrôle des prothèses et le traitement des troubles tels que la maladie de Parkinson, l&#39;épilepsie et perte sensorielle 1,2. Mesurer et / ou contrôler à la fois la composition électrique du cerveau chimique et constitue la base de tous les implants neuronaux. Cependant, il est important d&#39;administrer un traitement uniquement lorsque le tissu neural est dans l&#39;état anormal pour réduire les effets secondaires 3. Par exemple, les stimulateurs cérébraux profonds pour traitement de l&#39;épilepsie ne devraient s&#39;appliquer qu&#39;à une impulsion électrique au cerveau pendant une crise. Certains effets secondaires peuvent être dystonie, perte de mémoire, désorientation, altération des fonctions cognitives, hallucinations induites, la dépression ou anti-dépression 3,4. Dans de nombreux dispositifs, un système en boucle fermée est donc nécessaire d&#39;enregistrer l&#39;activité électrique et de déclencher une stimulation quand un état anormal est détecté. Électrodes d&#39;enregistrement sont également utilisés pour contrôler prodispositifs Sthetic. Il est essentiel d&#39;enregistrer l&#39;activité neuronale cible avec le plus haut rapport signal-sur-bruit pour réaliser le déclenchement le plus précis et le contrôle de l&#39;appareil. Un grand rapport signal sur bruit est également très souhaitable pour des applications de recherche, que des données plus fiables peuvent être obtenus, ce qui entraîne moins de sujets de test requises. Cela permettra également une meilleure compréhension des mécanismes et des voies de signalisation impliquées dans la stimulation et l&#39;enregistrement de neurones. Après un implant neural a été placé dans le cerveau, une réponse immunitaire est déclenchée 5,6. L&#39;évolution dans le temps de la réaction est généralement divisé en phases aiguë et chronique, chacun étant constitué de différents processus biologiques 7. La réponse immunitaire peut avoir des effets dramatiques sur la performance de l&#39;implant, telles que l&#39;isolement des électrodes à partir des neurones cibles par encapsulation dans une cicatrice gliale ou de la dégradation chimique des matériaux d&#39;implant 8.Cela peut réduire le rapport signal-sur-bruit d&#39;une électrode d&#39;enregistrement et de la puissance de sortie d&#39;une électrode de stimulation, et le plomb à l&#39;électrode 9 défaillance. Un choix judicieux de la conception et des matériaux implant sont nécessaires pour prévenir l&#39;échec sur la durée de vie de l&#39;implant. Beaucoup différents matériaux et modèles d&#39;implants ont été développés récemment pour améliorer le rapport signal-sur-bruit et la stabilité de l&#39;implant pour l&#39;enregistrement de neurones. matériaux d&#39;électrode ont inclus le platine, l&#39;iridium, le tungstène, l&#39;oxyde d&#39;iridium, l&#39;oxyde de tantale, de graphène, nanotubes de carbone, les polymères conducteurs dopés, et plus récemment, des hydrogels. matériaux de substrats testés comprend également du silicium, de l&#39;oxyde de silicium, nitrure de silicium, la soie, le téflon, un polyimide, et de silicone. Diverses modifications d&#39;électrodes ont également été étudiés, en utilisant des revêtements tels que la laminine, les neurotrophines, ou monocouches et des traitements auto-assemblées à l&#39;aide électrochimique, le plasma et des techniques optiques. Conception de l&#39;implants peut être de 1 -, 2 - ou 3-dimensionnelle avec les électrodes généralement à l&#39;extrémité d&#39;une sonde ou d&#39;isolant le long du bord d&#39;une tige pour pénétrer dans les électrodes ou dans un tableau à 2 dimensions de cortex implants de surface. Indépendamment de la conception ou de matériau électrode, la littérature antérieure a généralement démontré la performance du nouvel implant sans référence à d&#39;autres constructions d&#39;implants. Cela empêche une évaluation systématique de leurs propriétés. Ce protocole fournit un procédé pour la comparaison de différents matériaux d&#39;électrode par l&#39;intermédiaire d&#39;une gamme de techniques analytiques et électrophysiologiques. Il est basé sur un article récemment publié qui compare 4 dopé différente conduite revêtements de polymère (de polypyrrole (Ppy) et le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène (PEDOT) dopé avec du sulfate (SO 4) ou para-toluène sulfonate (PTS)) et 4 revêtement différentes épaisseurs 10. Cet article a trouvé un matériau, PEDOT-pts avec un temps de dépôt de 45 sec,eu le rapport le plus élevé et le pic comptage signal-sur-bruit avec le bruit de fond le plus petit et que ces paramètres étaient dépendants de l&#39;impédance d&#39;électrode. PEDOT-PTS également affiché biostabilité aigu supérieur comparé aux autres polymères dopées conductrice et les électrodes d&#39;iridium nues. Le protocole permet aux paramètres critiques commander le rapport et la stabilité de signal-sur-bruit doit être déterminée et utilisée pour améliorer encore les performances d&#39;électrodes d&#39;enregistrement neural.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

Les nouveaux matériaux et designs pour les implants neuronaux sont généralement testés séparément, avec une démonstration de performance, mais sans référence à d&#39;autres caractéristiques des implants. Ceci s&#39;oppose à une sélection rationnelle d&#39;un implant particulier comme optimale pour une application particulière et le développement de nouveaux matériaux à base de paramètres de performance les plus critiques. Cet article développe un protocole pour in vitro et in vivo de dépistage d&#39;électrodes d&#39;enregistrement neural. Paramètres recommandés pour le test électrochimique et électrophysiologique sont documentés avec les étapes clés et les problèmes potentiels évoqués. Cette méthode élimine ou réduit l&#39;incidence de nombreuses erreurs systématiques présentes dans plus simples vivo dans des paradigmes de test, en particulier les variations de la distance électrode / de neurones et entre les modèles animaux. Il en résulte une forte corrélation entre la critique in vitro et in vivo des réponses, telles que l&#39;impédance et sirapport gnal sur bruit. Ce protocole peut être facilement adapté pour tester d&#39;autres matériaux d&#39;électrode et des dessins. Les techniques in vitro peuvent être étendus à toute autre méthode non destructive pour déterminer les indicateurs de performance encore importants. Les principes retenus pour l&#39;approche chirurgicale dans la voie auditive peuvent également être modifiés à d&#39;autres régions ou de tissus neuronaux.

Un réseau typique d&#39;électrode utilisé pour ce protocole expérimental est représenté sur la figure 1. Il ya 32 électrodes en iridium sur 4 tiges avec 413 μ m 2 de surface géométrique nominale et un μ m hauteur 200. Chaque seconde électrode sur la matrice a été revêtue d&#39;un des quatre revêtements d&#39;électrodes différents, marqués 1 à 4. Les matériaux de revêtement ont été soigneusement choisis pour leurs propriétés chimiques, mécaniques et...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Différents revêtements d&#39;électrodes affectent les performances d&#39;enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer les électrodes d&#39;enregistrement de neurones.

Une méthode pour électrochimique systématique et l&#39;évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d&#39;enregistrement

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K vues.  La Trobe University.  Différents revêtements d'électrodes affectent les performances d'enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer l...

Vidéo: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

L&#39;implantation chirurgicale d&#39;électrodes neurales chroniques pour l&#39;enregistrement d&#39;activité Unité unique et Signaux Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Recherche

Neurosciences

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

Reproductible écrasement du nerf sciatique de souris et l&#39;évaluation subséquente de la régénération par l&#39;analyse du Mont muscle entier

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Préparation d&#39;une souris Awake pour l&#39;enregistrement des réponses de neurones et l&#39;injection de traceurs

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Prosencéphale enregistrement électrophysiologique des larves dans le poisson-zèbre

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d&#39;Intact poisson zèbre adulte

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Méthode électrophysiologique de réponses d&#39;enregistrement intracellulaire tension de<em&gt; Drosophila</em&gt; Photorécepteurs et Interneurones à Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

Fabrication de haute Contactez-Density, Flat-Interface Electrodes nerveuses pour l&#39;enregistrement et de stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

Une méthode à base de Micro-CT pour caractériser les lésions et la localisation des électrodes dans le cerveau Animal petit

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...