Ces études ont été financées, en partie, par des subventions de la Fondation Alternative recherche et développement (107 588), l&#39;Institut national de la santé (1U54CA136465-04S1), et le Programme de recherche sur le cancer du sein en Californie (201B-0141). Nous remercions les Drs. Andrew Wilber et R. Scott McIvor pour le don généreux de leur <pkt2 lubig=""> transponson et PK / Hubic-SB11 plasmides de transposase. Nous tenons à remercier John Tamaresis, Ph.D. pour obtenir des conseils sur les méthodes statistiques, Timothy Brown pour effectuer cytométrie de flux, Georgette Henrich pour obtenir des conseils sur les migrations des essais, et Nancy Bellagamba pour faciliter la collecte de spécimens THR. </pkt2>

Têtes fémorales ont été prélevés chez des patients subissant une chirurgie élective THR dans le département de chirurgie orthopédique à l&#39;École de médecine de l&#39;Université Stanford. Tous les tissus ont été recueillies dans dépersonnalisées spécimens conformément à la réglementation de l&#39;Office Université Stanford recherches sur l&#39;observation. 1. Sélection d&#39;une ligne (s) de cellules du cancer du sein <ol><li> Obtenir ou transfecter la lignée cellulaire de cancer du sein souhaitée (s) avec une construction de rapporteur de la luciférase-GFP. Les expériences suivantes ont été effectuées en utilisant le MDA-MB-231 et MCF-7 du cancer du sein lignées cellulaires conçus pour l&#39;expression stable de la luciférase de luciole (USLC) et le renforcement de la protéine fluorescente verte (EGFP) par transfection avec la Belle au Bois Dormant transposon plasmide pKT2 / Lubig et le plasmide pK transposase / Hubic-SB11 45,46. REMARQUE: Les lignées de cellules transfectées sont désignés comme MDA-MB-231-Fluc-EGFP, et MCF-7-Fluc-EGFP. </li></ol> 2. Isoler tissus Fragments de têtes fémorales <ol><li> Après la chirurgie THR, recueillir la tête fémorale au rebut dans un récipient stérile remplie de sérum physiologique. Transférer le spécimen dans le laboratoire et de traiter dans un délai de 1-3 heures de la chirurgie. Remarque: se il ya un retard dans le traitement, le spécimen à 4 ° C. </li><li> Préparer une zone de travail en plaçant les éléments suivants sur un tapis absorbant dans une hotte à flux laminaire de culture de tissu: gants stériles, rongeur chirurgicale, pinces, bécher avec 70% d&#39;isopropanol à rincer les instruments, et les navires de culture de tissus tel que stipulé ci-dessous pour chaque type d&#39;expérience . </li><li> Le port d&#39;un gant chirurgical stérile pour maintenir la tête du fémur tour dans une main, utilisez le rongeur dans l&#39;autre main pour extraire des fragments d&#39;os trabéculaire de taille désirée (~ 2-5 mm) de l&#39;arbre supérieure exposée du fémur. Transfert des fragments d&#39;os dans le récipient de culture (par exemple, 6, 12, ou 24 puits plaque de culture tissulaire ou de la chambre de migration), en fonction du type de prolifération, colonisation ou migration expérience, telle que décrite dans les étapes 3, 4 ou 5. REMARQUE: des fragments de tissus osseux doit être récolté comme décrit ci-dessus après avoir terminé les étapes initiales pour chaque prolifération, la colonisation ou la migration test spécifique. Fragments varieront en taille comme le montre la figure 2. Les fragments peuvent être pesés avant ou après des expériences dans le but de normalisation. </li></ol> 3. Les cellules du cancer du sein Co-culture adjacentes à Fragments d&#39;os pour mesurer sein prolifération cellulaire en utilisant BLI <ol><li> Avant l&#39;expérience, préparer une suspension contenant 2 x 10 5 cellules du cancer du sein / 50 ul, et préparer des bouchons de cire osseuse pour l&#39;immobilisation de fragments d&#39;os en culture. Couper une pointe de micropipette P200 en 3 morceaux et utiliser l&#39;extrémité étroite de la plus grande pièce d&#39;une manière &quot;cookie cutter&quot; pour couper des petits (~ 35 mg) morceaux de cire osseuse. Utiliser l&#39;extrémité large de la plus petite pièce pour éjecter les bouchons de cire osseuse dans une boîte de Pétripour le stockage. </li><li> Placez un morceau de cire d&#39;os à la position de 12 heures de chaque puits et appuyez doucement avec un index stériles gantées. </li><li> Introduire à la pipette 50 ul de suspension cellulaire contenant 1 x 10 5 cellules de cancer du sein dans un milieu DMEM-10% SVF + Pen-Strep au centre de chaque puits d&#39;une plaque à 6 puits. (Variante, des cellules de semences dans un motif dispersé si désiré.) Placer la plaque dans une culture de tissu C incubateur à 37 ° pendant 45 min à promouvoir l&#39;attachement des cellules. </li><li> Placez une fragment d&#39;os sur une morceau de cire osseuse pour chaque puits expérimental et appliquer une légère pression avec le rongeur pour le fixer. Réaliser des expériences en triple telle que trois fragments d&#39;os d&#39;un spécimen THR données sont placées dans les trois premiers puits, tandis que les trois derniers puits contiennent la cire osseuse seulement comme témoins. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;une pipette de 5 ml, doucement et lentement fournir 5 ml de DMEM-10% FBS sur le côté de chaque puits afin d&#39;éviter de déloger les cellules mammaires ou des fragments d&#39;os. Placer la plaque dans un 3776; C culture tissulaire incubateur pour 20-24 h. </li><li> Pour effectuer l&#39;imagerie par bioluminescence (BLI) retirer la plaque de l&#39;incubateur et ajouter le substrat de luciférine (pour obtenir une concentration de 300 ug / ml) dans chaque puits. Image la plaque immédiatement sur une plateforme d&#39;imagerie IVIS utilisant les paramètres suivants: f-stop de 1, petite binning, temps d&#39;exposition de 1 sec, le niveau D. mesurer l&#39;intensité du signal de chaque ainsi que l&#39;éclat moyenne (photons / seconde centimètres / carré / stéradian). </li><li> Utilisez le logiciel d&#39;imagerie pour définir des régions d&#39;intérêt (ROI) pour quantifier le rayonnement moyenne pour tous les puits expérimentaux et de contrôle. valeurs de radiance moyenne à l&#39;exportation vers une feuille Excel pour effectuer des statistiques et de générer des graphiques. </li></ol> 4. Les cellules du cancer du sein Co-culture ensemencées directement sur Fragments d&#39;os pour l&#39;étude de la colonisation et du numéro de cellulaire <ol><li> Utiliser des pinces pour placer des fragments d&#39;os directement dans les puits vides d&#39;une plaque de culture tissulaire à 24 puits (1 fragment / puits). </li><li> Pépinette un 50 ul de suspension cellulaire gouttelette de DMEM-FBS à 10% contenant 1 X 3 à 6 octobre cellules de cancer du sein directement au-dessus de chaque fragment d&#39;os. Placer la plaque dans un 37 ° C incubateur de culture tissulaire pendant 45 min à promouvoir l&#39;attachement des cellules. Ajouter doucement 2.1 ml de DMEM-10% de FBS dans le côté de chaque puits de telle sorte que le fragment est entièrement immergé dans le milieu. Incuber la plaque dans un 37 ° C incubateur pour culture de tissus de 20 à 24 h. </li><li> Après incubation, utiliser une pince pour transférer chaque fragment de tissu osseux à une plaque à 24 puits fraîche contenant 1 ml de DMEM-10% de FBS dans chaque puits. Pour effectuer BLI, suivez les étapes 3.6 à 3.7 ci-dessus. En outre, les fragments peuvent être visualisés à l&#39;aide d&#39;un microscope à fluorescence, ou rincés pour obtenir la population de la moelle osseuse pour l&#39;analyse des chiffres et des propriétés cellulaires de cancer du sein comme décrit dans l&#39;étape 6. </li><li> Pour préparer les fragments intacts pour l&#39;évaluation qualitative par microscopie à fluorescence suivant BLI, pipette 5 pi de solution d&#39;étiquetage de bisphosphonate fluorescent (prépréparée selon les instructions du fabricant) dans chaque puits pour étiqueter les spicules minéralisées des fragments d&#39;os. Incuber la plaque dans l&#39;incubateur de culture tissulaire pendant 24 heures. </li><li> À la suite de 24 h de culture dans la solution de marquage de bisphosphonate fluorescent, utiliser une pince pour transférer les fragments de plaques de culture de tissu contenant du milieu dépourvu de rouge de phénol et vue l&#39;aide d&#39;un microscope à fluorescence configuré pour imager la GFP (485 nm) et l&#39;étiquette de bisphosphonate (680 nm). </li></ol> 5. Mesurer la migration des cellules de cancer du sein à des fragments de tissu osseux et de culture Fragment d&#39;os surnageants <ol><li> Migration vers le tissu osseux surnageant de culture. REMARQUE: réaliser des expériences en triple telle que trois fragments d&#39;un spécimen THR données sont utilisés pour générer trois surnageants. Pour chaque expérience, la migration est comparée dans trois puits contenant surnageants osseuses contre trois puits contenant du milieu de commande seulement. <ol><li> Générer tis osseusepoursuivre surnageants en plaçant des fragments d&#39;os dans les puits d&#39;une plaque à 12 puits contenant 2,2 ml de DMEM-10% de FBS par puits. Culture dans un 37 ° C incubateur de culture tissulaire pendant 24 heures. Retirer le milieu à 24 h et le remplacer par 2,2 ml frais DMEM-10% de FBS. Traiter les puits témoins contenant du DMEM-FBS à 10% de la même manière. NOTE: Le milieu est changé à 24 h pour éliminer les facteurs sécrétés en réponse à un traumatisme des tissus résultant d&#39;une chirurgie. Parce que les surnageants de tissu osseux sont générés dans un milieu contenant du FBS-puits contenant FBS, un milieu contenant seulement sont inclus pour contrôler la contribution de FBS à la migration de cellules de cancer du sein. </li><li> A 48 heures, de recueillir 0,9 ml de chaque / moyen et pipette de contrôle surnageant dans les puits d&#39;une plaque réceptrice. Les insertions seront ensuite placés dans ces puits. Incuber la plaque du récepteur dans le tissu incubateur de culture tout en ensemençant les inserts. Remarque: Le surnageant restant (~ 1 ml après évaporation) peuvent être collectées pour l&#39;analyse des sécrétome factors 44 si vous le souhaitez. </li><li> Pour ensemencer les inserts Transwell, placez-les dans une norme, vide de 24 puits plaque de culture de tissus. Introduire à la pipette 350 ul de suspension cellulaire contenant 1 x 10 5 cellules de cancer du sein dans du DMEM-FBS à 10% sur la surface de la membrane interne, supérieure, de chaque insert comme représenté sur la figure 1A. Placer la plaque à 24 puits contenant les inserts ensemencées dans les 37 ° C incubateur de culture tissulaire pendant 45 min pour favoriser la fixation. </li><li> Une fois que les cellules ont attaché aux inserts, utiliser une pince pour transférer les inserts à la plaque de récepteur selon les instructions du fabricant. Angle chaque insert lorsque vous les placez dans le récepteur et pour prévenir la formation de bulles entre la membrane d&#39;insertion et le récepteur ainsi surnageant. Incuber la plaque du récepteur avec des inserts pendant 20 heures dans un 37 ° C incubateur de culture tissulaire. REMARQUE: Vérifiez la partie inférieure de la plaque réceptrice de bulles entre la membrane d&#39;insertion et le récepteur ainsi supernatant. Si des bulles sont visibles, enlever les inserts spécifiques et de les placer à nouveau dans le récepteur ainsi jusqu&#39;à ce qu&#39;aucune bulle sont présents. </li><li> Après 20 heures d&#39;utilisation des forceps pour retirer les inserts de la plaque du récepteur. En utilisant les procédures décrites dans les étapes 3.6 à 3.7 à l&#39;image BLI effectuer les cellules qui ont migré dans et fixés au fond des puits de la plaque de réception. </li></ol></li><li> La migration vers les fragments de tissu osseux. REMARQUE: réaliser des expériences en triple telle que trois fragments d&#39;un spécimen THR données sont placés dans trois inserts séparés, et trois perles de verre sont placés dans trois inserts séparés comme témoins. <ol><li> Préparer la plaque réceptrice par pipetage de 0,9 ml de DMEM-FBS à 10% dans chaque puits. Placez-le dans le tissu incubateur de culture tout en préparant les inserts. </li><li> Pour ensemencer les inserts, les inverser sur la surface d&#39;une boîte de tube de centrifugeuse en plastique muni d&#39;un couvercle. Pipeter 50 uL d&#39;une suspension cellulaire de gouttelettes de DMEM-FBS à 10% contenant 1 x 10 5 cellules de cancer du sein; directly sur la surface extérieure, en bas de chaque membrane de l&#39;insert (qui est orientée vers le haut sur les inserts inversées). Couvrir la boîte de tube de centrifugeuse avec le couvercle entrouverte et de le transférer à l&#39;incubateur à 37 ° C de tissu pendant 45 min à promouvoir l&#39;attachement des cellules. </li><li> Transférer la boîte du tube de centrifugeuse pour la hotte de culture de tissus, et d&#39;utiliser une pince pour tourner les inserts ensemencées côté droit et les transférer dans les puits de la plaque réceptrice. Pipette 0,450 ml de DMEM-FBS à 10% dans chaque cupule d&#39;insertion. En utilisant des pinces, transférer un fragment de tissu osseux (~ 3 mm) dans chaque coupelle d&#39;insertion préparé. Eventuellement, utiliser des perles de verre de contrôles négatifs dans des puits supplémentaires. Placer la plaque dans un incubateur de culture de tissu pendant 20 heures. </li><li> Pour mesurer la migration, préparer une plaque de culture de tissu à 24 puits standard contenant 1 ml de DMEM-FBS à 10% par puits. Retirer la plaque du récepteur de l&#39;incubateur et utiliser des pinces pour transférer les fragments d&#39;os et perles de chaque insert dans des puits séparés de la plaque standard. Ajouter luciférinesubstrat (pour obtenir une concentration finale de 300 ug / ml) dans chaque puits et BLI effectuer en utilisant les procédures décrites dans les étapes 3.6 à 3.7. </li></ol></li></ol> 6. Les analyses pré- et post-expérimentaux supplémentaires <ol><li> Analyse de moelle rouge. <ol><li> Transférer un fragment d&#39;os dans un tamis cellulaire de 70 pm placée au sommet d&#39;un tube conique de 50 ml. Utiliser une seringue de 10 ml avec une aiguille 25 G pour rincer énergiquement le fragment avec 10 ml de PBS pour obtenir une suspension de cellules de moelle osseuse dans le tube conique. Centrifuger la suspension de cellules pendant 3 minutes à 300 x g et 21 ° C, Aspirer le surnageant et remettre en suspension le culot cellulaire dans du PBS ou tout autre solution souhaitée pour la cytométrie de flux. REMARQUE: Les volumes de remise en suspension varie en fonction de la taille du culot de cellules après centrifugation, et l&#39;application. </li><li> Pour les tests de viabilité ~ 75-300 volumes ul de PBS sont appropriées, et ces suspensions peuvent être analysées à l&#39;aide disponible dans le commerce fluorescence essais de viabilité en fonction selon les instructions du fabricant, à la pipette dans un hémocytomètre classique, et comptées en utilisant un microscope à fluorescence inversé. </li><li> Pour l&#39;analyse par cytométrie de flux ou tri basé sur la détection de cellules de cancer du sein positives à GFP, remettre en suspension le culot cellulaire dans 1 ml de PBS contenant 2% de FBS, 2 mM d&#39;EDTA et 10 mM de HEPES de telle sorte que la concentration est de 1 x 10 6 cellules / ml. </li></ol></li><li> Coloration H &amp; E et immunohistochimie. <ol><li> Pour traiter les fragments pour hématoxyline &amp; éosine (H &amp; E) coloration et / ou immunohistochimie, placer les fragments de cassettes plastique étiquetés avec un crayon numéro 2, et plonger dans un récipient rempli de formol à 10% tamponnée pendant 24 heures. </li><li> tissus de procédé pour inclusion dans la paraffine, de sectionnement et de la coloration en utilisant des protocoles de routine qui comprennent une étape de décalcification pour tenir compte des spicules minéralisées dans chaque fragment. </li></ol></li></ol>

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Mehra et al. Ont déjà décrit la collecte et l&#39;analyse des échantillons d&#39;os post-mortem de patients métastatiques de cancer de la prostate récoltés au moment de l&#39;autopsie, révélant des tissus de haute qualité et de valider l&#39;utilisation des échantillons d&#39;os humains pour étudier le processus métastatique 47. Ici, nous avons décrit les protocoles pour la collecte, le traitement et l&#39;utilisation de fragments de tissus osseux humains obtenus à partir de têtes fé...

Le microenvironnement tumoral est largement reconnue comme un facteur déterminant du comportement des cellules cancéreuses lors de la progression du cancer du sein métastatique et réparties 1-3. Le but de la méthode présentée ici est de faciliter l&#39;étude des cellules de cancer du sein dans le microenvironnement du tissu osseux humain, le site le plus fréquent des métastases du cancer du sein 06/04. L&#39;os est constitué de compartiments minéralisées et moelle 7-9, qui abritent les deux cellules et les facteurs sécrétés impliqués dans la progression métastatique 10,11. Bien que largement utilisé dans des modèles murins in vivo faciliter les études systémiques du processus métastatique 12-15, interactions cellulaires dans le squelette ne sont pas facilement accessibles pour l&#39;observation et la perturbation directe. systèmes de modèle pour l&#39;étude et la culture de tissus osseux de la souris et des cellules de moelle de souris fournissent un meilleur accès et ont donné de nombreuses idées concernant la diaphonie et les mécanismes sous-jacents cellules du cancer du sein metastasis du squelette murin 16-22. Cependant, des études ont suggéré qu&#39;il pourrait y avoir des motifs spécifiques aux espèces de ostéotropisme pour le tissu osseux 23,24. Ces modèles pourraient refléter espèces spécifiques inhérents différences dans les propriétés du tissu osseux, les différences résultant de populations de moelle osseuse altérées chez des souris immunodéficientes 11, et / ou l&#39;âge relativement jeune de souris utilisés dans des expériences, qui sont tous des déterminants probables de l&#39;os microenvironnement. Approches in vitro pour étudier les cellules du cancer du sein dans l&#39;os co-cultures humaines ont généralement porté sur des types de cellules osseuses spécifiques tels que les ostéoblastes dérivées de la moelle ou de cellules stromales cultivées en monocouches ou dans des systèmes modèles en 3 dimensions modifiées 25-35. Bien que les modèles de culture cellulaires deux dimensions ont formé le pilier de approches in vitro pour la recherche sur le cancer, il est reconnu depuis longtemps que le comportement de la cellule est fondamentalement modifiée en monolayer systèmes de culture 18,36,37. Cela a conduit au développement de micro-environnements modifiés qui imitent la complexité des tissus vivants trois dimensions, y compris matriciel et modèles basés échafaudage sont constitués de matières naturelles, telles que le collagène, ou des polymères synthétiques ensemencées avec des types de cellules spécifiques pour créer des micro-environnements de tissu ressemblant 36-41. Les approches d&#39;ingénierie ont également inclus l&#39;utilisation de plates-formes de bioréacteurs pour contrôler et étudier le milieu hormonal du microenvironnement 18,19,41-43. Bien que les modèles et les bioréacteurs biomimétiques fournissent de nombreux éléments d&#39;un microenvironnement des tissus complexes dans un environnement contrôlé, et ont été appliquées avec succès pour faire progresser l&#39;étude des métastases du cancer du sein à l&#39;os 18,19,35,42,43, systèmes modèles d&#39;ingénierie ne intègrent généralement pas la gamme complète de types de cellules et de composants de la matrice extracellulaire présents dans l&#39;environnement de l&#39;os natif. Jusqu&#39;à récemment, le cancer du seincellules ne ont pas été étudiés dans le, intacte microenvironnement natif, trois dimensions des tissus osseux humains. Nous avons récemment rapporté le développement d&#39;un modèle de co-culture en utilisant des fragments de tissus osseux humains isolés à partir de prothèse totale de hanche (PTH) Chirurgie spécimens 44. Ces spécimens abritent les deux compartiments minéralisées et de moelle osseuse nécessaires pour étudier les mécanismes sous-jacents de micro-métastases dans la culture à court terme. Dans des travaux antérieurs, nous avons établi la preuve de principe pour l&#39;utilisation de l&#39;imagerie par bioluminescence (BLI) de surveiller la prolifération des cellules du cancer du sein exprimant la luciférase (MDA-MB-231-Fluc) co-cultivées avec des fragments d&#39;os 44. Ici, nous présentons détaillons protocoles expérimentaux pour étudier la prolifération des cellules du cancer du sein, de la colonisation et de la migration dans le contexte du microenvironnement natif utilisant des explants de tissus osseux humain. Nous présentons d&#39;abord un protocole de cellules de cancer du sein co-culture adjacents à des fragments d&#39;os pour mesurer seinla prolifération cellulaire en utilisant BLI. Dans cette section, des suspensions de cellules du sein sont ensemencées sous forme de taches de cellules dans des plaques à 6 puits adjacents à des fragments d&#39;os, qui sont immobilisées par des morceaux de cire osseuse. Les puits témoins contiennent de la cire d&#39;os, mais pas de fragment d&#39;os. Une fois les taches de cellules attachent, milieu est ajouté et la plaque est mise en culture pendant 24 heures, après quoi l&#39;intensité du signal bioluminescent (associée avec le nombre de cellules) est mesuré avec BLI. Dans l&#39;étape suivante, nous présentons des procédés pour les cellules cancéreuses du sein co-culture ensemencés directement sur les fragments d&#39;os à étudier la colonisation et la prolifération. Ici, les suspensions de cellules du sein sont déposés à la pipette directement sur les fragments de tissus osseux, qui sont suivis dans la culture par BLI et la microscopie de fluorescence au cours du temps pour suivre la colonisation et le nombre de cellules. Dans ce procédé, le compartiment de moelle peut être envoyé à partir des fragments d&#39;os à ne importe quel point dans le temps pour l&#39;analyse de cellules du cancer du sein colonisés par cytométrie en flux, ou des dosages de viabilité de la moelle osseuse. En outre, on describe deux approches différentes pour la mesure de la migration des cellules du cancer du sein. Dans la première méthode étapes sont décrites pour mesurer la migration vers les tissus osseux surnageants de culture. Dans ce protocole, les cellules de cancer du sein sont ensemencées sur les surfaces supérieures intérieures, d&#39;insérer des membranes Transwell avec une taille de pores de 8 um (comme représenté sur la figure 1A). Les inserts sont ensuite placés dans une plaque de réception avec des puits contenant des tissus osseux surnageant ou le milieu de contrôle. Au cours d&#39;une période d&#39;incubation de 20 h, un petit nombre de cellules cancéreuses du sein migrent à travers les membranes d&#39;insertion vers le bas dans les puits de culture de tissus inférieurs où ils se fixent pour la détection par BLI. Dans la seconde méthode de migration des cellules de cancer du sein sont ensemencées sur les surfaces extérieures inférieures, de membranes d&#39;insert Transwell. des fragments de tissu osseux sont placées dans les cupules d&#39;insertion et les cellules de cancer du sein migrent à travers les membranes à coloniser les fragments d&#39;os (comme représenté sur la figure 1B), quisont ensuite imagé en utilisant BLI.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>DMEM (1X) + GlutaMAX-l</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10569-010</td>
			<td>Supplement all DMEM with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>McCoy&#39;s 5A Medium (1X)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>16600-082</td>
			<td>Supplement all McCoy&#39;s&#160; with 10% fetal bovine serum and 1% Pen/Strep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>16000-044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillen Streptomycin</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blastocidin (10 mgl/ml)</td>
			<td>InvivoGen&#160;</td>
			<td>ant-bl</td>
			<td>Supplement media used for transfected cell lines.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon&#174; Cell Culture Inserts for 24 Well Plate with Transparent PET Membrane (8.0 &#956;m pore size)</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>353097</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon&#174; 24 Well TC-Treated Polystyrene Cell Culture Insert Companion Plate</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>353504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit *for mammalian cells*</td>
			<td>Invitrogen Detection Technologies</td>
			<td>L-3224</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoroBrite DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A18967-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin firefly, potassium salt 5 grams (30 mg/mL)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>L-8220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cell Strainer 70 &#956;m</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22363548</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 Well TC-Treated Cell Culture Cluster</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12 Well TC-Treated Cell Culture Cluster</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24 Well TC-Treated Cell Culture Cluster</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3526</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Friedman-Pearson Rongeur</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16021-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone wax</td>
			<td>Surgical Specialties Corporation</td>
			<td>903</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS 50 Imaging Platform</td>
			<td>Caliper Life Sciences/PerkinElmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Living Image Software Program&#160;</td>
			<td>Caliper Life Sciences/PerkinElmer</td>
			<td>133026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EVOS FL Imaging System</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Version 4.2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OsteoSense 680 EX</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td>NEV10020EX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MCF-7 breast cancer cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MDA-MB-231 breast cancer cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-26</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monoclonal mouse anti-human cytokeratin antibody</td>
			<td>DAKO Cytomation</td>
			<td>Clone (AE1/AE3)</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for culturing human femur tissue explants to study breast cancer cell colonization of the metastatic niche

L&#39;os est le site le plus courant de métastase de cancer du sein. Même se il est largement admis que le comportement cellulaire influences microenvironnement de cancer, on en sait peu sur les propriétés et comportements de cellules de cancer du sein dans le microenvironnement natif du tissu osseux humain. Nous avons développé des approches pour suivre, de quantifier et de moduler les cellules cancéreuses du sein humain dans le microenvironnement de fragments humains en culture de tissus osseux isolés à partir de têtes fémorales rebut suivants arthroplasties totales de la hanche. En utilisant des cellules de cancer du sein d&#39;ingénierie pour la luciférase et améliorés protéine fluorescente (EGFP) expression vert, nous sommes en mesure de quantifier de façon reproductible les schémas de migration et de prolifération utilisant l&#39;imagerie par bioluminescence (BLI), les interactions cellulaires de piste dans les fragments d&#39;os en utilisant la microscopie de fluorescence, et d&#39;évaluer les cellules mammaires après colonisation par cytométrie de flux. Les principaux avantages de ce modèle sont les suivants: 1) un MicroE de tissu natif, l&#39;architecture intactenvironnement qui comprend les types pertinents de cellules humaines, et 2) l&#39;accès direct à la micro, ce qui facilite quantitative rapide et suivi qualitatif et la perturbation du sein et de cellules osseuses propriétés, les comportements et interactions. Une limitation principale, à l&#39;heure actuelle, la viabilité est finie de fragments de tissus, qui confine la fenêtre d&#39;études de culture à court terme. Les applications du système de modèle comprennent l&#39;étude de la biologie fondamentale du cancer du sein et d&#39;autres tumeurs malignes ostéotropes l&#39;intérieur de la niche métastatique, et le développement de stratégies thérapeutiques pour cibler efficacement les cellules de cancer du sein dans les tissus osseux.

Isoler des fragments de tissus provenant de têtes fémorales Têtes fémorales ont été prélevés sur un nombre égal de patients de sexe féminin (44-90 ans) qui subissent une chirurgie de remplacement total de la hanche élective dans le département de chirurgie orthopédique à l&#39;École de médecine de l&#39;Université Stanford et masculins. Chaque tête fémorale jeté contient une petite portion de la partie supérieure du fémur, qui abrite tissu osseux trabéculaire composé ...

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Methods for Culturing Human Femur Tissue Explants to Study Breast Cancer Cell Colonization of the Metastatic Niche

Les protocoles sont décrits pour l&#39;étude de la migration des cellules de cancer du sein, de la prolifération et de la colonisation dans un système de modèle d&#39;expiant de tissu osseux humain.

Méthodes pour explants de tissus en culture fémur humain pour étudier le cancer du sein cellulaire colonisation de la Niche métastatique

Bone is the most common site of breast cancer metastasis. Although it is widely accepted that the microenvironment influences cancer cell behavior, little ...

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JoVE Journal

Medicine

12.4K vues.  Stanford University School of Medicine.  Les protocoles sont décrits pour l'étude de la migration des cellules de cancer du sein, de la prolifération et de la colonisation dans un système de modèle d'expiant de tissu osseux humain. 