Les auteurs reconnaissent la contribution essentielle de la Dre Beth Chaffee, DVM, PhD, DACVP au développement de cette technique.

Toutes les expériences sur les animaux décrites ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Cambridge, Cambridge, Royaume-Uni.
1. Préparation des lignées cellulaires
<ol><li>Cultiver des lignées cellulaires conformément aux protocoles de culture cellulaire standard du laboratoire pour la culture cellulaire traditionnelle ou l’injection chez la souris. Les protocoles standard utilisés ici sont la croissance dans le milieu Eagle’s modifié de Dulbecco contenant 10% de sérum bovin fœtal (FBS), de L-glutamine et de pénicilline / streptomycine (ci-après connu sous le nom de milieu de croissance complet). NOTE: Dans cette expérience, les cellules d’ostéosarcome d’Abrams sont utilisées chez les souris Balb / c Foxn1 nu / nu . Pour les études sur le cancer du sein, les cellules 4T1 chez les souris Balb/c et les cellules EO771 chez les souris C57BL/6 sont utilisées.</li>
	<li>Faire pousser des cellules dans des flacons de culture tissulaire ventilés ou des plaques de culture tissulaire à 6 puits à 37 °C dans 5 % de CO2.</li>
	<li>Passage de la lignée cellulaire d’intérêt et préparation des cellules pour l’injection lorsque les cellules atteignent une confluence couramment utilisée avec l’injection de ces cellules chez la souris.</li>
</ol>2. Animaux
<ol><li>Utilisez des souris Balb/c Foxn1 nu/nu âgées d’au moins 6 à 8 semaines pour la génération de tumeurs sous-cutanées afin de vous assurer que les animaux ont dépassé la phase de croissance rapide et ont atteint l’âge adulte et la maturité squelettique.</li>
	<li>Utilisez des souris mâles ou femelles. Faites des exceptions lors de la sélection de lignées cellulaires hormono-sensibles (p. ex. cellules cancéreuses du sein chez les souris femelles et cellules cancéreuses de la prostate chez les souris mâles).</li>
	<li>Pour les expériences de xénogreffe, utiliser des souris nues athymiques immunodéficientes basées sur l’incompatibilité de la lignée cellulaire avec un système immunitaire de souris intact dans des conditions normales.</li>
	<li>Pour les expériences d’allogreffe utilisant des lignées cellulaires murines, cela est également recommandé en fonction des antécédents génétiques et immunitaires dissemblables de la souris. Cependant, pour les expériences syngéniques, utilisez des animaux de la même souche que la lignée cellulaire d’intérêt.</li>
	<li>Animaux domestiques à des densités standard en fonction des politiques d’élevage de l’institution.</li>
</ol>3. Tumeurs sous-cutanées
<ol><li>Récolter des lignées cellulaires de culture par trypsinisation et les remettre en suspension dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) stérile.</li>
	<li>Évaluer la viabilité cellulaire et déterminer la densité cellulaire par la méthode d’exclusion du bleu de trypan. Utilisez un hémocytomètre ou un compteur de cellules automatisé pour compter les cellules. Une viabilité cellulaire minimale de 90% doit être utilisée pour l’injection chez la souris afin de créer des tumeurs sous-cutanées.</li>
	<li>Ajuster la densité cellulaire pour injecter 1-2 x 105 cellules dans un volume final de 0,1 à 0,15 mL (100 à 150 μL) de PBS stérile. Gardez les cellules sur la glace jusqu’à l’injection.</li>
	<li>Alternativement, les cellules de pastilles par centrifugation à 800 x g pendant 5 min. Jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules granulées dans un milieu matriciel membranaire stérile non dilué pour obtenir 1-2 x 105 cellules dans un volume final de 0,1 à 0,15 mL (100 à 150 μL). Gardez les cellules sur la glace jusqu’à ce qu’elles soient utilisées à nouveau.</li>
	<li>Anesthésier les souris à utiliser pour la croissance tumorale sous-cutanée avec de l’isoflurane dans l’anesthésie à l’oxygène. Utiliser une dose d’induction de 5 % d’isoflurane dans 2 L/min d’oxygène et une dose d’entretien de 2 à 3 % d’isoflurane dans 2 L/min d’oxygène. Vérifiez l’absence de réflexes de clignement ou de pédale avant de continuer. REMARQUE : L’isoflurane est un anesthésique inhalé. Utiliser l’isoflurane dans un endroit bien ventilé doté de systèmes appropriés de récupération et de collecte libre des gaz. Veuillez consulter le personnel vétérinaire de l’établissement pour élaborer un plan pour l’induction, l’entretien et la surveillance de l’anesthésie, et vous assurer que le personnel de laboratoire a reçu une formation appropriée sur la surveillance de l’anesthésie et la manipulation des agents anesthésiques inhalés.</li>
	<li>Retirez les poils de la région dorsale du thorax ou de l’abdomen des souris anesthésiées avec une solution d’épilation ou avec une tondeuse électrique. La solution d’épilation est préférée pour minimiser les traumatismes potentiels de la peau. Ignorez cette étape si vous utilisez des souris nues athymiques.</li>
	<li>Nettoyez la zone préparée avec un tampon d’éthanol à 70% avant l’injection de la suspension cellulaire.</li>
	<li>Utilisez une seringue tuberculine de 1 mL avec une aiguille de 27 G pour injecter des cellules par voie sous-cutanée sur la région dorsale du thorax ou de l’abdomen, afin de ne pas être affectée par le mouvement des omoplates. Alternativement, injecter les cellules par voie sous-cutanée sous forme de suspension dans la matrice extracellulaire disponible dans le commerce. NOTE: L’injection dans la matrice extracellulaire disponible dans le commerce limitera la migration de la suspension cellulaire dans l’espace sous-cutané car ces matrices se solidifient à température ambiante.</li>
	<li>Récupérer les souris sur un coussin chauffant dans des cages individuelles jusqu’à ce qu’elles soient ambulatoires. Les souris peuvent ensuite être placées dans leurs cages normales avec une litière propre et sèche.</li>
	<li>Surveiller la taille de la tumeur sous-cutanée recouvrant le thorax dorsal ou l’abdomen avec un pied à coulisse et mesurer le poids corporel chaque semaine pour s’assurer que les tumeurs sous-cutanées ne s’ulcérent pas ou que les souris répondent aux critères d’élimination précoce établis par le comité de soin et d’utilisation des animaux des institutions. Une taille maximale de tumeur de 15 mm dans n’importe quelle dimension est recommandée pour réduire le risque d’ulcération de la peau ou de nécrose tumorale centrale. REMARQUE: Consultez les directives locales pour déterminer la taille / volume maximal admissible de la tumeur.</li>
	<li>Euthanasier des souris porteuses de tumeurs sous-cutanées après trois à quatre semaines par inhalation de CO2 suivie d’une luxation cervicale. Suivez les politiques acceptables de l’établissement en matière d’euthanasie des souris.</li>
	<li>Récolter les tumeurs sous-cutanées en utilisant la technique chirurgicale aseptique. Stérilisez la peau recouvrant la tumeur comme avant avec de l’éthanol à 70% après l’épilation (le cas échéant). Inciser à travers la peau recouvrant la tumeur avec une lame de scalpel #15 (avec ou sans poignée de lame de scalpel). Disséquer brusquement la tumeur des tissus mous environnants attachés avec une paire de ciseaux chirurgicaux stériles.</li>
	<li>Placez la tumeur dans des plaques de culture tissulaire à 6 puits contenant un milieu de croissance complet et hachez-la en plusieurs petits fragments de taille prédéterminée (~ 0,6 mm x 0,6 mm x 0,6 mm – 0,25 mm 3 jusqu’à 1 mm x 1 mm x 1 mm – 1 mm3) avec une lame de scalpel #15 (avec ou sans poignée de lame de scalpel).</li>
	<li>Maintenir les fragments tumoraux dans un milieu de croissance complet stérile à température ambiante jusqu’au moment de l’implantation intratibiale. Pour les lignées cellulaires porteuses de gènes rapporteurs de luciférase ou fluorescents, utilisez l’imagerie bioluminescente ou fluorescente ex vivo pour confirmer la viabilité tumorale avant l’implantation intratibiale chez la souris.</li>
	<li>Pour la cryoconservation, placer plusieurs fragments dans le même cryovial dans un milieu de croissance complet complété par 20% de FBS et 10% de diméthylsulfoxyde (DMSO). Congeler graduellement à l’aide d’un système de cryoconservation commercial à –80 °C et conserver à long terme dans de l’azote liquide. Conserver les fragments tumoraux pour une analyse ultérieure, mais pas pour une implantation future, par congélation instantanée par immersion à l’azote liquide. Conservez ces fragments tumoraux congelés à long terme à -80 °C. REMARQUE: Il a déjà été rapporté que les tumeurs congelées ne se grefferont pas et ne se développeront pas in vivo8.</li>
</ol>4. Implantation chirurgicale de fragments de tumeur sous-cutanée
<ol><li>Apporter des fragments frais ou cryoconservés de tumeur sous-cutanée à température ambiante dans un milieu de croissance complet avant l’implantation chirurgicale.</li>
	<li>Anesthésier les souris de la souche d’intérêt à l’aide d’isoflurane en anesthésie à l’oxygène, comme décrit à la rubrique 3. Vérifiez l’absence de réflexes de pédale avant de continuer. Administrer de la buprénorphine sous-cutanée à une dose de 0,02 à 0,05 mg / kg pour fournir une analgésie périopératoire. Cela peut être répété toutes les 6-8 heures dans la période post-opératoire, si nécessaire.</li>
	<li>Enlevez les poils de l’articulation du genou droit et du tibia proximal du membre postérieur avec une solution d’épilation pour minimiser le traumatisme potentiel de la peau.</li>
	<li>Frottez la zone préparée avec un antiseptique chirurgical. Frotter d’abord avec un tampon à 70% d’éthanol, puis frotter avec une alternance de chlorhexidine et de gommage salin.</li>
	<li>Visualisez le tibia proximal comme la région juste distale à l’articulation du genou tout en fléchissant et en étendant l’articulation.</li>
	<li>Créez une incision de 3-4 mm au niveau du tibia proximal sur la face médiale du membre avec une lame de scalpel #15 (avec ou sans manche de lame de scalpel). Inciser à travers la peau et le tissu sous-cutané pour exposer le cortex médial du tibia proximal.</li>
	<li>Appliquez une légère pression avec la pointe d’une aiguille de 25 G, tout en tournant la pointe, pour créer un petit trou dans le cortex médial du tibia proximal. Faites ce trou d’environ 2 mm distal à l’articulation du genou en un point équidistant entre les cortex tibial crânien et caudal. Sélectionnez la taille de l’aiguille en fonction de la taille des fragments tumoraux.</li>
	<li>Utilisez des pinces stériles pour ramasser et insérer les fragments de tumeur dans la cavité médullaire du tibia proximal. Utilisez une aiguille de 27 à 30 G pour manipuler le fragment de tumeur dans le canal médullaire. Selon la taille des fragments tumoraux, implanter un minimum de 0,5 mm3 volume tumoral total dans chaque tibia. Cela peut nécessiter l’implantation de 1 ou plusieurs fragments tumoraux en fonction de la taille des fragments tumoraux créés. NOTE: Les modifications visant à prévenir ou à limiter le déplacement du greffon à l’extérieur de l’os consisteraient à placer de la cire osseuse ou du ciment osseux dans le défaut osseux ou une mousse de gel ou une greffe de graisse sous-cutanée sur le trou dans l’os.</li>
	<li>Apposez les bords de la peau avec un adhésif liquide stérile ou une seule suture de peau. N’utilisez pas de clips de plaie sur ce site. Soyez prudent si vous utilisez l’imagerie par fluorescence dans la période postopératoire, car les adhésifs tissulaires et la suture ont le potentiel de devenir fluorescents.</li>
	<li>Récupérer les souris sur un coussin chauffant dans des cages individuelles jusqu’à ce qu’elles soient ambulatoires.</li>
</ol>5. Évaluation en série et évaluation finale
<ol><li>Anesthésier les souris à l’aide d’isoflurane dans l’anesthésie à l’oxygène comme décrit précédemment.</li>
	<li>Évaluer la croissance tumorale tibiale de manière non invasive par radiographie numérique hebdomadaire, bioluminescence ou imagerie par fluorescence (si vous utilisez des cellules exprimant la luciférase ou un gène rapporteur fluorescent). Les mesures de l’étrier du membre au site d’implantation peuvent également être effectuées chez des souris éveillées.</li>
	<li>En plus de la surveillance traditionnelle des souris porteuses de tumeurs (poids corporel, niveau d’activité, fréquence respiratoire, toilettage, posture, mentalité et comportement), surveillez les souris chaque semaine pour détecter les signes de boiterie des membres postérieurs, d’enflure et d’infection du site chirurgical.</li>
	<li>Surveillez la plaie chirurgicale cutanée pendant les 10 à 14 premiers jours pour détecter toute rougeur excessive, gonflement, drainage et déhiscence de la plaie jusqu’à ce que la plaie cutanée soit guérie. Après 4-5 semaines, évaluer les souris conformément à l’évaluation des résultats de l’étude, vivantes ou après l’euthanasie.</li>
</ol>

<ol>
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Le Dr Hildreth a été financé par les NIH sous le numéro d’attribution K01OD026527.  Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des NIH.

Ce rapport documente notre modèle pour créer des tumeurs osseuses primaires ou des métastases osseuses suite à l’implantation intratibiale d’une allogreffe tumorale. Nous pensons qu’il y a plusieurs étapes critiques dans ce processus. Un plan anesthésique sûr doit être établi à la fois pour l’injection sous-cutanée de la suspension de cellules tumorales et le placement intratibial des fragments tumoraux résultants. Il doit y avoir une préparation stérile du site chirurgical pour le retrait de l’al...

Les modèles murins de maladies humaines et animales sont de plus en plus populaires dans la recherche biomédicale. L’utilité de l’utilisation de souris dans ce contexte est que leur anatomie et leur physiologie sont très similaires à celles des humains. Ils ont une période de gestation relativement courte et une période de vie postnatale pour atteindre la maturité, et sont largement associés à un coût relativement faible et à une facilité de logement, bien que l’augmentation des coûts de développement ou d’achat soit associée à des degrés plus élevés de modification génétique, d’immunodéficience et / ou d’humanisation1. L’utilisation de souches consanguines permet d’obtenir une population animale largement uniforme avant l’inclusion dans l’étude. Une connaissance complète de leur génome suggère un haut degré de similitude avec les humains. Des cibles moléculaires orthologues pour de nombreux processus pathologiques ont été identifiées dans le génome de la souris et il existe maintenant une vaste bibliothèque de réactifs spécifiques à la souris qui sont facilement disponibles. Par conséquent, ils offrent la possibilité d’une analyse à débit relativement élevé d’une manière plus rapide et moins coûteuse par rapport aux modèles animaux plus grands1. De plus, avec l’avènement des stratégies d’édition génétique qui permettent la surexpression ou la délétion de certains gènes soit globalement, soit de manière spécifique à un type cellulaire et/ou de manière constitutive ou inductible, ils représentent un système modèle très utile biologiquement pour l’investigation des maladies humaines et animales2.
Le cancer est un domaine dans lequel les modèles murins ont une grande utilité. Les modèles génétiques murins de cancer reposent sur la modulation de l’expression des oncogènes ou des gènes suppresseurs de tumeurs, seuls ou en combinaison, pour que les cellules subissent une transformation oncogénique. L’injection de lignées cellulaires tumorales primaires ou établies chez la souris est également effectuée. L’introduction de lignées cellulaires ou de tissus provenant d’humains ou d’autres espèces animales, y compris les souris, reste le modèle de cancer le plus largement utilisé in vivo. L’utilisation de cellules et de tissus d’espèces différentes (xénogreffes) chez des souris immunodéprimées est le plus souvent réalisée2. Cependant, l’utilisation de cellules ou de tissus tumoraux allogreffés où l’hôte et le receveur sont de la même espèce permet l’interaction avec un système immunitaire intact lorsqu’il est combiné avec la même souche de souris hôte dans les systèmes syngéniques3.
Les tumeurs osseuses primitives ou les métastases osseuses des tumeurs solides entraînent des lésions ostéolytiques, ostéoblastiques ou mixtes ostéolytiques / ostéoblastiquesdouloureuses 3,4. Ces tumeurs compromettent la structure osseuse, augmentant le risque de fracture pathologique, et laissent les patients avec des options de traitement limitées. Les tumeurs osseuses primaires métastasent à des organes distants, certains types pouvant se propager à d’autres sites squelettiques. Chez les patientes atteintes d’un cancer du sein, l’os est le site le plus fréquent de première métastase et le premier site de présentation le plus fréquent de la maladie métastatique 5,6. En outre, des cellules tumorales disséminées (DTC) sont présentes dans la moelle osseuse avant le diagnostic et prédisent le développement de métastases dans d’autres organes7. Par conséquent, on croit que les cellules cancéreuses présentes dans les os sont la source de cellules qui finissent par métastaser à d’autres systèmes organiques. Il existe de nombreux modèles murins de métastases tumorales solides qui développent des métastases principalement dans les poumons et les ganglions lymphatiques et, selon le type de tumeur et la technique d’injection, potentiellement d’autres systèmes organiques3. Cependant, il manque des modèles murins de métastases osseuses qui produisent de manière fiable et reproductible des métastases squelettiques spécifiques au site et développent des métastases osseuses avant que les souris n’atteignent les critères d’élimination précoce de la charge tumorale primaire ou des métastases à d’autres organes. Nous avons rapporté un modèle de l’ostéosarcome de la tumeur osseuse primitive qui repose sur l’implantation chirurgicale d’une allogreffe de tumeur solide dans le tibia proximal de souris8. Les tumeurs osseuses se sont formées chez 100% des souris et 88% ont développé des métastases pulmonaires. Cette incidence de métastases dépasse ce qui est couramment rapporté cliniquement chez les personnes (~20-50%), mais est d’un grand intérêt puisque le poumon est le site le plus fréquent de métastases pour l’ostéosarcome 9,10,11. Bien que ce modèle soit avantageux dans la modélisation des tumeurs osseuses primaires, il a également une grande utilité dans la modélisation des métastases osseuses à partir d’autres tumeurs solides ostéotropes telles que les tumeurs du sein, du poumon, de la prostate, de la thyroïde, hépatiques, rénales et gastro-intestinales.
La raison d’être du développement de ce modèle était de développer une alternative à l’injection intra-osseuse traditionnelle typiquement dans le tibia proximal ou le fémur distal pour modéliser les tumeurs osseuses primaires ou les métastases osseuses12. Notre objectif principal était d’atténuer une limitation connue de cette technique, à savoir l’embolisation tumorale du poumon. Il en résulte la greffe de ces cellules tumorales emboliques et des « métastases artéfactuelles » qui ne récapitulent pas la cascade métastatique complète d’une tumeur osseuse primitive établie qui métastase aux poumons 8,13. Ce serait également la situation lorsqu’une métastase osseuse établie se propage à un site éloigné. En outre, cette technique a également été développée pour produire un modèle de métastases osseuses qui assurerait une plus grande incidence de greffe et de croissance des tumeurs dans l’os et à un site uniforme par rapport aux techniques d’injection orthotopique ou intravasculaire. Ce modèle présente des avantages distincts par rapport à ces techniques décrites. Ce modèle implique une livraison contrôlée et cohérente des cellules tumorales dans l’os. Il évite également les métastases pulmonaires artificielles après une embolisation pulmonaire et établit une population d’étude uniforme de base. Il y a l’avantage des tumeurs spécifiques au site avec ce modèle sans le risque de critères d’élimination précoce résultant de tumeurs primaires ou de métastases à d’autres organes. Enfin, ce modèle a une grande utilité pour la modification, y compris l’utilisation de xénogreffes dérivées de patients.
Le modèle présenté présente des similitudes avec l’injection directe de suspension cellulaire dans l’os à la suite d’une approche chirurgicale suivie soit d’une injection à travers le cortex, soit d’une administration dans la cavité médullaire après avoir fait un petit défaut dans le cortex (avec ou sans alésage de la cavité médullaire)8,14,15,16,17 . Cependant, l’implantation d’une allogreffe tumorale rend cette technique nettement différente. Par conséquent, le but de ce rapport était de démontrer ce modèle de tumeurs osseuses primaires et de métastases osseuses à partir de tumeurs solides, qui surmonte de nombreuses limitations des modèles décrits précédemment. Les groupes de recherche ayant de l’expérience dans la culture cellulaire, les modèles murins, l’anesthésie et la chirurgie de la souris, et l’anatomie de la souris sont bien équipés pour reproduire notre technique de modélisation des tumeurs osseuses primaires ou des métastases osseuses chez la souris.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#15 scalpel blade</td>
			<td>Henry Schein Ltd.</td>
			<td>75614</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well tissue culture plates</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>10578911</td>
			<td>Used for mincing tumor pieces. Can also be used for cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrams osteosarcoma cell line</td>
			<td>Not applicable</td>
			<td>Not applicable</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia machine with isoflurane vaporiser and oxygen tank(s)</td>
			<td>VetEquip</td>
			<td>901805</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal weighing scale</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SCL- 1015</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BALB/c nude mouse (nu/nu)</td>
			<td>Charles River Ltd.</td>
			<td>NA</td>
			<td>6-8 weeks of age. Male or female mice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone cement</td>
			<td>Depuy Synthes</td>
			<td>160504</td>
			<td>Optional use instead of bone wax</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone wax</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W31G</td>
			<td>Optional</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Animalcare Ltd.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Buprecare 0.3 mg/ml Solution for Injection for Dogs and Cats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide euthanasia station</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Should be provided within animal facility</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture incubator set at 37 &#176;C and 5% carbon dioxide</td>
			<td>Heraeus</td>
			<td>Various</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine surgical scrub</td>
			<td>Vetoquinol</td>
			<td>411412</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryovials (2 ml)</td>
			<td>Thermo Scientific Nalgene</td>
			<td>5000-0020</td>
			<td>Optional if cryopreserving tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin (Firefly), potassium salt</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>122799</td>
			<td>Optional if cell line of interest has a bioluminescent reporter gene</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital caliper</td>
			<td>Mitutoyo</td>
			<td>500-181-30</td>
			<td>Can be manual</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital microradiography cabinet</td>
			<td>Faxitron Bioptics, LLC</td>
			<td>MX-20</td>
			<td>Optional to evaluate bone response to tumor growth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>1371171000</td>
			<td>Optional if cryopreserving tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s modified Eagle&#8217;s medium</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>11965092</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol (70%)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>2483</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal bovine serum</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>26140079</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps, Dumont</td>
			<td>Fine Science Tools, Inc.</td>
			<td>11200-33</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Freezer (&#8211; 80 &#176;C)</td>
			<td>Sanyo</td>
			<td>MDF-794C</td>
			<td>Optional if cryopreserving or snap freezing tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>11704939</td>
			<td>Can also use automated cell counter, if available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypodermic needles (27 gauge)</td>
			<td>Henry Schein Ltd.</td>
			<td>DIS55510</td>
			<td>May also use 25G (DIS55509) and 30G (Catalog DIS599) needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Ideally small pieces in a container for syringe and cell suspension storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissors</td>
			<td>Fine Science Tools, Inc.</td>
			<td>14084-08</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein Ltd.</td>
			<td>1182098</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina III bioluminescence/fluorescence imaging system</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>CLS136334</td>
			<td>Optional if cell line of interest has bioluminescent or fluorescent reporter genes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine</td>
			<td>Thermofisher scientifc</td>
			<td>25030081</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid nitrogen</td>
			<td>British Oxygen Corporation</td>
			<td>NA</td>
			<td>Optional if cryopreserving or snap freezing tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liquid nitrogen dewar, 5 litres</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>TY509X1</td>
			<td>Optional if cryopreserving tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel&#174; Matrix GFR, LDEV-Free, 5 ml</td>
			<td>Corning Life Sciences</td>
			<td>356230</td>
			<td>Optional. Also available in 10 ml size (354230)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>75002549</td>
			<td>Pellet cells at 1200 rpm for 5-6 minutes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mr. Frosty freezing containiner</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>10110051</td>
			<td>Optional if cryopreserving tumor fragments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NAIR Hair remover lotion/oil</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>NC0132811</td>
			<td>Can alternatively use an electric clipper with fine blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/streptomycin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4333</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle, #7 Short</td>
			<td>Fine Science Tools, Inc.</td>
			<td>10007-12</td>
			<td>User preference as long as it accepts #15 scalpel blade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal heated pad</td>
			<td>VetTech</td>
			<td>HE006</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>GT Vision Ltd.</td>
			<td>H600BV1</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>10010023</td>
			<td>Use for injections and also as part of the surgical scrub, alternating with chlorhexidine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue adhesive (sterile)</td>
			<td>3M Corporation</td>
			<td>84-1469SB</td>
			<td>Can alternatively use non-absorbable skin suture (6-0 size)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan blue</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>5250061</td>
			<td>None</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin-EDTA</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>25300054</td>
			<td>Use 0.05%-0.25%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tuberculin syringe (1 ml with 0.1 ml gradations)</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>309659</td>
			<td>Slip tip preferred over Luer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vented tissue culture flasks, T-75</td>
			<td>Corning Life Sciences</td>
			<td>CLS3290</td>
			<td>Can also use smaller or larger flasks, as needed</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling primary bone tumors and bone metastasis with solid tumor graft implantation into bone

Les tumeurs osseuses primaires ou les métastases osseuses des tumeurs solides entraînent des lésions ostéolytiques, ostéoblastiques ou mixtes ostéolytiques / ostéoblastiques douloureuses. Ces lésions compromettent la structure osseuse, augmentent le risque de fracture pathologique et laissent aux patients des options de traitement limitées. Les tumeurs osseuses primaires métastasent à des organes distants, certains types pouvant se propager à d’autres sites squelettiques. Cependant, des preuves récentes suggèrent qu’avec de nombreuses tumeurs solides, les cellules cancéreuses qui se sont propagées aux os peuvent être la principale source de cellules qui finissent par métastaser à d’autres systèmes organiques. La plupart des modèles murins syngéniques ou xénogreffés de tumeurs osseuses primaires impliquent une injection intra-osseuse (orthotopique) de suspensions de cellules tumorales. Certains modèles animaux de métastases squelettiques à partir de tumeurs solides dépendent également de l’injection osseuse directe, tandis que d’autres tentent de récapituler des étapes supplémentaires de la cascade métastatique osseuse en injectant des cellules par voie intravasculaire ou dans l’organe de la tumeur primaire. Cependant, aucun de ces modèles ne développe de métastases osseuses de manière fiable ou avec une incidence de 100%. En outre, il a été démontré que l’injection intra-osseuse directe de cellules tumorales est associée à une embolisation tumorale potentielle du poumon. Ces cellules tumorales emboliques se greffent mais ne récapitulent pas la cascade métastatique. Nous avons rapporté un modèle murin d’ostéosarcome dans lequel des fragments tumoraux frais ou cryoconservés (constitués de cellules tumorales et de stroma) sont implantés directement dans le tibia proximal à l’aide d’une technique chirurgicale mini-invasive. Ces animaux ont développé une greffe reproductible, une croissance et, au fil du temps, une ostéolyse et des métastases pulmonaires. Cette technique a la polyvalence d’être utilisée pour modéliser les métastases osseuses tumorales solides et peut facilement utiliser des greffes constituées d’un ou de plusieurs types de cellules, de cellules génétiquement modifiées, de xénogreffes dérivées de patients et / ou de cellules marquées qui peuvent être suivies par imagerie optique ou avancée. Ici, nous démontrons cette technique, en modélisant les tumeurs osseuses primaires et les métastases osseuses en utilisant l’implantation de greffe de tumeur solide dans l’os.

Un résultat positif serait associé à la greffe de tumeur et à la croissance tumorale progressive au fil du temps. Selon le type de tumeur, la croissance tumorale intraosseuse peut être associée à une boiterie progressive des membres postérieurs, mais de nombreuses tumeurs ne provoquent pas de boiterie malgré les signes de maladie osseuse associée. La réussite de la greffe a été documentée par imagerie avancée, où il y aurait des changements progressifs de la radiographie, de la μCT ou de l’IRM dans le ...

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Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Les modèles de métastases osseuses ne développent pas de métastases uniformément ou avec une incidence de 100%. L’injection directe de cellules tumorales intra-osseuses peut entraîner une embolisation du poumon. Nous présentons notre technique de modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses en utilisant l’implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os, conduisant à une greffe et une croissance reproductibles.

Modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses avec implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

modeling-primary-bone-tumors-bone-metastasis-with-solid-tumor-graft

Research

JoVE Journal

Cancer Research

2.6K vues.  University of Alabama at Birmingham. Les modèles de métastases osseuses ne développent pas de métastases uniformément ou avec une incidence de 100%. L’injection directe de cellules tumorales intra-osseuses peut entraîner une embolisation du poumon. Nous présentons notre technique de modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses en utilisant l’implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os, conduisant à une greffe et une croissance reproductibles.

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Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely used intra-cardiac and intra-tibial injections, IIA injection brings several advantages. First, it can deliver a large quantity of cancer cells specifically to hind limb bones, thereby providing spatiotemporally synchronized early-stage colonization events and allowing robust quantification and swift detection of disseminated tumor cells. Second, it injects cancer cells into the circulation without damaging the local tissues, thereby avoiding inflammatory and wound-healing processes that confound the bone colonization process. Third, IIA injection causes very little metastatic growth in non-bone organs, thereby preventing animals from succumbing to other vital metastases, and allowing continuous monitoring of indolent bone lesions. These advantages are especially useful for the inspection of progression from single cancer cells to multi-cell micrometastases, which has largely been elusive in the past. When combined with cutting-edge approaches of biological imaging and bone histology, IIA injection can be applied to various research purposes related to bone metastases.

This manuscript provides the detailed procedure of intra-iliac artery (IIA) injection, a technique to deliver cancer cells specifically to hind limb tissues including bones to establish experimental bone metastases. Although initially established with breast tumor models, this protocol can be easily extended to other cancer types.

Intra-iliaque Artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses Microscopique

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

Recherche

Recherche en cancérologie

Dual Effects of Melanoma Cell-derived Factors on Bone Marrow Adipocytes Differentiation

The crosstalk between bone marrow adipocytes and tumor cells may play a critical role in the process of bone metastasis. A variety of methods are available for studying the significant crosstalk; however, a two-dimensional transwell system for coculture remains a classic, reliable, and easy way for this crosstalk study. Here, we present a detailed protocol that shows the coculture of bone marrow adipocytes and melanoma cells. Nevertheless, such a coculture system could not only contribute to the study of cell signal transductions of cancer cells induced by bone marrow adipocytes, but also to the future mechanistic study of bone metastasis which may reveal new therapeutic targets for bone metastasis.

Here, we present a reliable and straightforward two-dimensional (2D) coculture system for studying the interaction between tumor cells and bone marrow adipocytes, which reveals a dual effect of melanoma cell-derived factors on the bone marrow adipocytes differentiation and also poses a classic method for the mechanistic study of bone metastasis.

Double effet de facteurs dérivés de cellules de mélanome sur la différenciation des Adipocytes médullaires

The crosstalk between bone marrow adipocytes and tumor cells may play a critical role in the process of bone metastasis. A variety of methods are ...

Multimodal Bioluminescent and Positronic-emission Tomography/Computational Tomography Imaging of Multiple Myeloma Bone Marrow Xenografts in NOG Mice

Multiple myeloma (MM) tumors engraft in the bone marrow (BM) and their survival and progression are dependent upon complex molecular and cellular interactions that exist within this microenvironment. Yet the BM microenvironment cannot be easily replicated in vitro, which potentially limits the physiologic relevance of many in vitro and ex vivo experimental models. These issues can be overcome by utilizing a xenograft model in which luciferase (LUC)-transfected 8226 MM cells will specifically engraft in the mouse skeleton. When these mice are given the appropriate substrate, D-luciferin, the effects of therapy on tumor growth and survival can be analyzed by measuring changes in the bioluminescent images (BLI) produced by the tumors in vivo. This BLI data combined with positronic-emission tomography/computational tomography (PET/CT) analysis using the metabolic marker 2-deoxy-2-(18F)fluoro-D-glucose (18F-FDG) is used to monitor changes in tumor metabolism over time. These imaging platforms allow for multiple noninvasive measurements within the tumor/BM microenvironment.

Here we use bioluminescent, X-ray, and positron-emission tomography/computed tomography imaging to study how inhibiting mTOR activity impacts bone marrow-engrafted myeloma tumors in a xenograft model. This allows for physiologically relevant, non-invasive, and multimodal analyses of the anti-myeloma effect of therapies targeting bone marrow-engrafted myeloma tumors in vivo.

Multimodal bioluminescentes et émission positronique tomographie/Computational imagerie par tomographie des xénogreffes de moelle osseuse de myélome Multiple chez les souris NOG

Multiple myeloma (MM) tumors engraft in the bone marrow (BM) and their survival and progression are dependent upon complex molecular and cellular ...

Measuring Bone Remodeling and Recreating the Tumor-Bone Microenvironment Using Calvaria Co-culture and Histomorphometry

Bone is a connective tissue constituted of osteoblasts, osteocytes, and osteoclasts and a mineralized extracellular matrix, which gives it its strength and flexibility and allows it to fulfill its functions. Bone is continuously exposed to a variety of stimuli, which in pathological conditions can deregulate bone remodeling. To study bone biology and diseases and evaluate potential therapeutic agents, it has been necessary to develop in vitro and in vivo models.
This manuscript describes the dissection process and culture conditions of calvarias isolated from neonatal mice to study bone formation and the bone tumor microenvironment. In contrast to in vitro and in vivo models, this ex vivo model allows preservation of the three-dimensional environment of the tissue as well as the cellular diversity of the bone while culturing under defined conditions to simulate the desired microenvironment. Therefore, it is possible to investigate bone remodeling and its mechanisms, as well as the interactions with other cell types, such as the interactions between cancer cells and bone.
The assays reported here use calvarias from 5-7 day old BALB/C mice. The hemi-calvarias obtained are cultured in the presence of insulin, breast cancer cells (MDA-MB-231), or conditioned medium from breast cancer cell cultures. After analysis, it was established that insulin induced new bone formation, while cancer cells and their conditioned medium induced bone resorption. The calvarial model has been successfully used in basic and applied research to study bone development and cancer-induced bone diseases. Overall, it is an excellent option for an easy, informative, and low-cost assay.

The ex vivo culture of bone explants can be a valuable tool for the study of bone physiology and the potential evaluation of drugs in bone remodeling and bone diseases. The presented protocol describes the preparation and culture of calvarias isolated from newborn mice skulls, as well as its applications.

Mesurer le remodelage et la recréation du microenvironnement tumoral-os à l’aide de la co-culture Calvaria et de l’histomorphométrie

Bone is a connective tissue constituted of osteoblasts, osteocytes, and osteoclasts and a mineralized extracellular matrix, which gives it its strength ...

Three-Dimensional Bone Extracellular Matrix Model for Osteosarcoma

Osteosarcoma (OS) is the most common and a highly aggressive primary bone tumor. It is characterized with anatomic and histologic variations along with diagnostic or prognostic difficulties. OS comprises genotypically and phenotypically heterogeneous cancer cells. Bone microenvironment elements are proved to account for tumor heterogeneity and disease progression. Bone extracellular matrix (BEM) retains the microstructural matrices and biochemical components of native extracellular matrix. This tissue-specific niche provides a favorable and long-term scaffold for OS cell seeding and proliferation. This article provides a protocol for the preparation of BEM model and its further experimental application. OS cells can grow and differentiate into multiple phenotypes consistent with the histopathological complexity of OS clinical specimens. The model also allows visualization of diverse morphologies and their association with genetic alterations and underlying regulatory mechanisms. As homologous to human OS, this BEM-OS model can be developed and applied to the pathology and clinical research of OS.

The bone extracellular matrix (BEM) model for osteosarcoma (OS) is well established and shown here. It can be used as a suitable scaffold for mimicking primary tumor growth in vitro and providing an ideal model for studying the histologic and cytogenic heterogeneity of OS.

Modèle de matrice extracellulaire OS en trois dimensions pour l’ostéosarcome

Osteosarcoma (OS) is the most common and a highly aggressive primary bone tumor. It is characterized with anatomic and histologic variations along with ...

Micromanipulation of Circulating Tumor Cells for Downstream Molecular Analysis and Metastatic Potential Assessment

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new tumors at distant sites. CTCs are found in the bloodstream of patients as single cells (single CTCs) or as multicellular aggregates (CTC clusters and CTC-white blood cell clusters), with the latter displaying a higher metastatic ability. Beyond enumeration, phenotypic and molecular analysis is extraordinarily important to dissect CTC biology and to identify actionable vulnerabilities. Here, we provide a detailed description of a workflow that includes CTC immunostaining and micromanipulation, ex vivo culture to assess&#160;proliferative and survival capabilities of individual cells, and in vivo metastasis-formation assays. Additionally, we provide a protocol to achieve the dissociation of CTC clusters into individual cells and the investigation of intra-cluster heterogeneity. With these approaches, for instance, we precisely quantify survival and proliferative potential of single CTCs and individual cells within CTC clusters, leading us to the observation that cells within clusters display better survival and proliferation in ex vivo cultures compared to single CTCs. Overall, our workflow offers a platform to dissect the characteristics of CTCs at the single cell level, aiming towards the identification of metastasis-relevant pathways and a better understanding of CTC biology.

Here, we present an integrated workflow to identify phenotypic and molecular features that characterize circulating tumor cells (CTCs). We combine live immunostaining and robotic micromanipulation of single and clustered CTCs with single cell-based techniques for downstream analysis and assessment of metastasis-seeding ability.

Micromanipulation de cellules tumorales circulantes pour l’analyse moléculaire en aval et l’évaluation du potentiel métastatique

Blood-borne metastasis accounts for&#160;most cancer-related deaths and involves circulating tumor cells (CTCs) that are successful in establishing new ...

Establishment and Analysis of Three-Dimensional (3D) Organoids Derived from Patient Prostate Cancer Bone Metastasis Specimens and their Xenografts

Three-dimensional (3D) culture of organoids from tumor specimens of human patients and patient-derived xenograft (PDX) models of prostate cancer, referred to as patient-derived organoids (PDO), are an invaluable resource for studying the mechanism of tumorigenesis and metastasis of prostate cancer. Their main advantage is that they maintain the distinctive genomic and functional heterogeneity of the original tissue compared to conventional cell lines that do not. Furthermore, 3D cultures of PDO can be used to predict the effects of drug treatment on individual patients and are a step towards personalized medicine. Despite these advantages, few groups routinely use this method in part because of the extensive optimization of PDO culture conditions that may be required for different patient samples. We previously demonstrated that our prostate cancer bone metastasis PDX model, PCSD1, recapitulated the resistance of the donor patient&rsquo;s bone metastasis to anti-androgen therapy. We used PCSD1 3D organoids to characterize further the mechanisms of anti-androgen resistance. Following an overview of currently published studies of PDX and PDO models, we describe a step-by-step protocol for 3D culture of PDO using domed or floating basement membrane (e.g., Matrigel) spheres in optimized culture conditions. In vivo stitch imaging and cell processing for histology are also described. This protocol can be further optimized for other applications including western blot, co-culture, etc. and can be used to explore characteristics of 3D cultured PDO pertaining to drug resistance, tumorigenesis, metastasis and therapeutics.

Establishment and Analysis of Three-Dimensional 3D Organoids Derived from Patient Prostate Cancer Bone Metastasis Specimens and their Xenografts

Three-dimensional cultures of patient BMPC specimens and xenografts of bone metastatic prostate cancer maintain the functional heterogeneity of their original tumors resulting in cysts, spheroids and complex, tumor-like organoids. This manuscript provides an optimization strategy and protocol for 3D culture of heterogeneous patient derived samples and their analysis using IFC.

Établissement et analyse des organoïdes tridimensionnels (3D) dérivés des spécimens de métastasie osseuse du cancer de la prostate du patient et de leurs Xénogreffes

Three-dimensional (3D) culture of organoids from tumor specimens of human patients and patient-derived xenograft (PDX) models of prostate cancer, referred ...

Machine Learning Algorithms for Early Detection of Bone Metastases in an Experimental Rat Model

Machine learning (ML) algorithms permit the integration of different features into a model to perform classification or regression tasks with an accuracy exceeding its constituents. This protocol describes the development of an ML algorithm to predict the growth of breast cancer bone macrometastases in a rat model before any abnormalities are observable with standard imaging methods. Such an algorithm can facilitate the detection of early metastatic disease (i.e., micrometastasis) that is regularly missed during staging examinations.
The applied metastasis model is site-specific, meaning that the rats develop metastases exclusively in their right hind leg. The model&#8217;s tumor-take rate is 60%&#8211;80%, with macrometastases becoming visible in magnetic resonance imaging (MRI) and positron emission tomography/computed tomography (PET/CT) in a subset of animals 30 days after induction, whereas a second subset of animals exhibit no tumor growth.
Starting from image examinations acquired at an earlier time point, this protocol describes the extraction of features that indicate tissue vascularization detected by MRI, glucose metabolism by PET/CT, and the subsequent determination of the most relevant features for the prediction of macrometastatic disease. These features are then fed into a model-averaged neural network (avNNet) to classify the animals into one of two groups: one that will develop metastases and the other that will not develop any tumors. The protocol also describes the calculation of standard diagnostic parameters, such as overall accuracy, sensitivity, specificity, negative/positive predictive values, likelihood ratios, and the development of a receiver operating characteristic. An advantage of the proposed protocol is its flexibility, as it can be easily adapted to train a plethora of different ML algorithms with adjustable combinations of an unlimited number of features. Moreover, it can be used to analyze different problems in oncology, infection, and inflammation.

This protocol was designed to train a machine learning algorithm to use a combination of imaging parameters derived from magnetic resonance imaging (MRI) and positron emission tomography/computed tomography (PET/CT) in a rat model of breast cancer bone metastases to detect early metastatic disease and predict subsequent progression to macrometastases.

Algorithmes d’apprentissage automatique pour la détection précoce des métastases osseuses dans un modèle de rat expérimental

Machine learning (ML) algorithms permit the integration of different features into a model to perform classification or regression tasks with an accuracy ...

Intra-Cardiac Injection of Human Prostate Cancer Cells to Create a Bone Metastasis Xenograft Mouse Model

As the most common male malignancy, prostate cancer (PC) ranks second in mortality, primarily due to a 65%-75% bone metastasis rate. Therefore, it is essential to understand the process and related mechanisms of prostate cancer bone metastasis for developing new therapeutics. For this, an animal model of bone metastasis is an essential tool. Here, we report detailed procedures to generate a bone metastasis mouse model via intra-cardiac injection of prostate cancer cells. A bioluminescence imaging system can determine whether prostate cancer cells have been accurately injected into the heart and monitor cancer cell metastasis since it has great advantages in monitoring metastatic lesion development. This model replicates the natural development of disseminated cancer cells to form micro-metastases in the bone and imitates the pathological process of prostate cancer bone metastasis. It provides an effective tool for further exploration of the molecular mechanisms and the in vivo therapeutic effects of this disease.

Here, we present a protocol for the intra-cardiac injection of human prostate cancer cells to generate a mouse model with bone metastasis lesions.

Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses

As the most common male malignancy, prostate cancer (PC) ranks second in mortality, primarily due to a 65%-75% bone metastasis rate. Therefore, it is ...

Isolement et caractérisation du microenvironnement de la moelle osseuse dans les néoplasmes myéloïdes

Identifying Bone Marrow Microenvironmental Populations in Myelodysplastic Syndrome and Acute Myeloid Leukemia

The bone marrow microenvironment consists of distinct cell populations, such as mesenchymal stromal cells, endothelial cells, osteolineage cells, and fibroblasts, which provide support for hematopoietic stem cells (HSCs). In addition to supporting normal HSCs, the bone marrow microenvironment also plays a role in the development of hematopoietic stem cell disorders, such as myelodysplastic syndromes (MDS) and acute myeloid leukemia (AML). MDS-associated mutations in HSCs lead to a block in differentiation and progressive bone marrow failure, especially in the elderly. MDS can often progress to therapy-resistant AML, a disease characterized by a rapid accumulation of immature myeloid blasts. The bone marrow microenvironment is known to be altered in patients with these myeloid neoplasms. Here, a comprehensive protocol to isolate and phenotypically characterize bone marrow microenvironmental cells from murine models of myelodysplastic syndrome and acute myeloid leukemia is described. Isolating and characterizing changes in the bone marrow niche populations can help determine their role in disease initiation and progression and may lead to the development of novel therapeutics targeting cancer-promoting alterations in the bone marrow stromal populations.

Pleins feux sur l’auteur : Analyse du microenvironnement de la moelle osseuse dans les hémopathies malignes murines 

Here a detailed protocol to isolate and characterize bone marrow microenvironmental populations from murine models of myelodysplastic syndromes and acute myeloid leukemia is presented. This technique identifies changes in the non-hematopoietic bone marrow niche, including the endothelial and mesenchymal stromal cells, with disease progression.

Identification des populations microenvironnementales de moelle osseuse dans le syndrome myélodysplasique et la leucémie myéloïde aiguë

The bone marrow microenvironment consists of distinct cell populations, such as mesenchymal stromal cells, endothelial cells, osteolineage cells, and ...