Les auteurs remercient Vanessa Meldener-Harrell pour la lecture critique du manuscrit.

L’utilisation de souris comme source de sang pour l’alimentation des mouches du sable a été effectuée conformément aux recommandations du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des Instituts nationaux de la santé (NIH). Le protocole a été approuvé par le Comité des soins et de l’utilisation des animaux du NIAID, NIH (numéro de protocole LPD 68E). Les invertébrés ne sont pas couverts par les lignes directrices des NIH.
1. Préparationd’aiguilles ( Figure 1)
<ol><li>Tirez les aiguilles et biseauté comme décrit dans Meuti et Harrell19. En bref, tirez des aiguilles sur un pull de micropipette en verre à deux étapes, à l’aide de capillaires en verre borosilicate.</li>
	<li>Aiguisez les aiguilles en beveling humide sur le biseau de micropipette, à l’aide d’une pierre extra fine.</li>
</ol>2. Collecte et micromanipulation d’embryons( Figure 2)
<ol><li>Cinq jours avant le jour de l’injection, le sang nourrit les femelles mouches du sable comme cela est effectué régulièrement pour l’entretien des colonies. Pour plus de détails sur les procédures d’élevage des colonies de mouches de sable et les matériaux requis, veuillez consulter Lawyer et coll.1 Maintenir les insectes dans des incubateurs à 70 % d’humidité et à 26 °C pendant tout leur développement.<ol>
<li>Un jour après l’alimentation sanguine, capturer les femelles nourries au sang par groupes de 100-150 dans des pots de plâtre avec un port latéral. Maintenez les femelles en les nourrissant avec la solution de sucre (30% saccharose - assez de volume pour tremper une petite boule de coton) qui est habituelle pour l’entretien de colonie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Au jour 2-3 après l’alimentation du sang, ne pas humidifier les pots de plâtre. Garder les femelles sur un substrat sec empêchera la ponte prématurée, puisque les femelles préfèrent pondre des œufs dans un environnement humide.</li>
	<li>Le jour 5 après l’alimentation du sang, effectuer la collecte d’embryons, la micromanipulation et la microinjection. Introduire un papier filtre humide dans la chambre de ponte. Les embryons fraîchement posés n’ont pas de chorion entièrement développé et semblent blancs. Utilisez du papier filtre noir pendant la procédure pour faciliter la visualisation des embryons blancs.</li>
	<li>Transférer un petit groupe de femelles du pot de plâtre à la chambre de ponte par les ports latéraux à l’aide d’un aspirateur buccaux. La présence d’un substrat humide (le papier filtre) incite les femelles à s’ovipositer.</li>
	<li>Après 30-60 min, récupérer soigneusement le papier filtre avec des embryons nouvellement déposés de la chambre. Conservez le papier filtre et les embryons dans une boîte de Pétri jusqu’à 3 heures. Pendant ce temps, évaluez régulièrement le niveau d’humidité du papier filtre pour s’assurer qu’il reste humide. Pendant ce temps, répétez les étapes 2.4 à 2.6 avec de nouveaux groupes de femelles et recueillez autant d’embryons que possible.</li>
	<li>Préparez des diapositives au microscope pour l’injection : recueillez manuellement les œufs un par un avec un pinceau très fin et transférez-les soigneusement sur un autre morceau de papier filtre noir humide placé sur une glissière de microscope surmontée d’un couvercle en verre.<ol>
<li>Ajouter de l’eau au papier filtre, assez pour garder les embryons humides, mais ne pas les faire flotter loin de la couverture ou d’être aspiré sous le coverslip. Alignez les embryons contre le coverslip. Le coverslip agit comme un backstop empêchant les oeufs de rouler loin pendant l’injection.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Injections d’embryons( Figure 3)
<ol><li>Commencez les injections 2,5 à 3 heures après le début de la collecte des œufs. Effectuez des injections à température ambiante et à l’humidité ambiante du laboratoire.</li>
	<li>Assurez-vous que les embryons alignés ont suffisamment d’eau pour qu’ils soient maintenus humides. REMARQUE : Il est essentiel que les embryons soient maintenus humides pendant les injections. Si elles ne sont pas humides pendant le processus d’injection, les injections deviennent difficiles parce que l’aiguille a du mal à percer l’embryon. La bonne quantité d’eau est le point où les embryons ont un ménisque d’eau autour d’eux, mais le coverslip ne flotte pas sur le dessus de l’eau provoquant les embryons à pousser sous le coverslip. Il est essentiel de surveiller la quantité d’eau autour des embryons pendant les injections. Ajouter de l’eau au besoin pour garder les embryons humides.</li>
	<li>Ajouter l’eau soigneusement en mouillant une brosse avec de l’eau et en transférant l’eau à l’extrémité arrière du papier filtre. L’ajout d’eau de cette façon permet d’ajouter de l’eau de façon lente et contrôlée afin d’ajouter juste assez pour garder les embryons humides. Trop d’eau peut faire flotter les embryons hors de l’alignement, ce qui rend difficile l’injection des embryons.</li>
	<li>Mélange d’injection de charge arrière dans l’aiguille de microinjection. Ajouter environ 0,5 à 1 μL de mélange d’injection dans l’aiguille à l’aide d’un remplisseur d’aiguille de borosilicate dessiné à la main, des pointes de pipet de chargement de gel peuvent également être utilisées. Le mélange d’injection est composé d’un ou plusieurs ARN guides (80 ng/μL chacun) conçus pour cibler un locus spécifique mélangé à une protéine commerciale recombinante Cas9 (300 ng/μL).</li>
	<li>En commençant par la pression d’injection à 30 psi, appuyez sur le déclencheur d’injection pour expulser l’air de la pointe de l’aiguille. Cela forcera le mélange d’injection jusqu’à la pointe de l’aiguille, ce qui permettra au mélange d’injection de s’écouler. À ce stade, augmentez lentement la pression de prise/constante jusqu’à ce que le matériel d’injection commence à couler, puis reculez hors de la prise/pression constante de sorte qu’il soit juste au-dessous du point du mélange d’injection coulant de l’aiguille. Le réglage fermé doit fournir juste assez de matériel d’injection de sorte qu’une petite quantité de matériel peut être vu pour entrer dans l’embryon. REMARQUE : L’injection d’embryons de mouches de sable sous huile d’halocarbone semblable à d’autres protocoles utilisés pour la drosophile et les moustiques a d’abord été testée, mais le pourcentage de survie pour ces injections était très faible. La survie a été améliorée en passant aux injections sur du papier filtre humide tel que décrit ci-dessus.</li>
	<li>Insérer l’aiguille dans le côté de l’embryon. Utilisez le coverslip derrière l’embryon comme un backstop qui aidera l’aiguille à percer l’embryon. Livrer une petite quantité de mélange d’injection dans l’embryon avant d’enlever doucement l’aiguille.</li>
	<li>Immédiatement après l’enlèvement de l’aiguille, appuyez sur l’injecteur pour enlever tout matériau remblayé de la pointe de l’aiguille. Cela aidera à empêcher l’aiguille de s’obstruer.</li>
	<li>Procéder à l’embryon suivant. Entre chaque injection, assurez-vous que le papier filtre est humide et que l’aiguille n’est pas obstruée.</li>
	<li>Une fois que tous les embryons ont été injectés, comptez le nombre d’embryons injectés pour maintenir un décompte en cours d’exécution.</li>
	<li>Retirez le coverslip en ajoutant de l’eau au papier filtre afin que le coverslip flotte. À ce stade, utilisez une sonde (bâton applicateur en bois avec broche d’insecte collée à la pointe) pour maintenir le papier filtre en place tandis qu’un doigt est utilisé pour tirer le coverslip loin des embryons injectés.</li>
	<li>Épongez l’excès d’eau du papier filtre une fois que le coverslip a été enlevé.</li>
</ol>4. Élevage post-injection (G0) (Figure 4)
<ol><li>Transférer le papier filtre avec les embryons sur plusieurs couches de papier filtre humide placé dans une boîte de Pétri pour maintenir l’humidité. Gardez les embryons ici pendant le temps nécessaire pour injecter d’autres embryons. Les embryons peuvent être maintenus pendant un maximum de 3 heures comme celui-ci. Après l’injection, ils brunissent lentement.</li>
	<li>Une fois que tous les embryons ont été injectés, transférez-les manuellement sur des pots en plâtre de petite taille préalablement humidifiés. Ne mettez pas trop d’embryons dans chaque pot et maintenez la distance entre eux, pour éviter une contamination fongique possible entre les individus. Couvrez les pots d’un écran et rangez-les comme c’est généralement le cas pour les œufs de colonie de mouches de sable, maintenus dans des incubateurs à 70% d’humidité et 26 °C, pendant tout leur développement.</li>
	<li>Le jour 1 après l’injection, enlever tous les embryons endommagés et morts à l’l’œdure d’un pinceau. Ajouter 100 μL d’acide propionique à 0,5 %, goutte à goutte, sur les pots en plâtre contenant les embryons injectés afin de limiter la contamination fongique. La libération de cytoplasme provenant d’embryons endommagés pendant le processus d’injection est particulièrement favorable à la croissance fongique.</li>
	<li>Vérifiez les pots de plâtre tous les jours et retirez les embryons mauvais ou morts. Si le champignon est présent, enlever tous les embryons infectés et ajouter quelques gouttes d’acide propionique de 0,5%.</li>
	<li>Les larves éclosent entre le jour 8 et 12 après l’injection. Deux fois par jour, transférer les larves nouvellement émergées sur de nouveaux pots de plâtre, en groupes de 5-10 maximum. Ajouter une petite quantité de nourriture et vérifier la nourriture 2-3 fois par semaine.<ol>
<li>Surveillez attentivement la quantité d’aliments larvaire, car trop augmente considérablement le risque de contamination fongique. Les larves de mouches du sable survivent mieux en groupes, mais elles peuvent être cannibales s’il n’y a pas assez de nourriture.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lorsque les larves se pupifient, séparez-les par sexe pour maintenir les femelles comme vierges. S’il y a beaucoup de survivants, jetez les mâles et ne gardez que les femelles. REMARQUE : Les mâles et les femelles peuvent porter et transmettre des mutations. Cependant, comme les femelles doivent être gardées vierges avant qu’elles ne soient croisées, il est plus facile d’utiliser uniquement les femelles injectées par le G0 pour éviter d’avoir à séparer les insectes wt par sexe. Les mâles du G0 peuvent être gardés en renfort si le nombre de survivants adultes est faible et seront dans ce cas arrilés avec des femelles vierges triées.</li>
</ol>5. Sélection et sélection d’allèles mutants (Figure 5)
<ol><li>Traverser en masse les femelles du G0 avec des mâles wt dans une cage. Nourrissez-les complètement, comme ce serait le cas pour l’entretien normal des colonies.</li>
	<li>Un jour après l’alimentation du sang, transférer chaque femelle G0 avec 2-3 mâles wt dans des tubes de plâtre individuels à l’aide d’un aspirateur buccaux. Nourrir les mouches avec du sucre sur une petite boule de coton changée tous les jours et utiliser une seringue d’eau pour s’assurer que l’humidité du plâtre est appropriée pour la ponte.</li>
	<li>Après que les femelles du G0 ont pondu des œufs (correspondant à G1),recueillir leur corps dans des tubes individuels annotés Eppendorf pour le génotypage ultérieur. Maintenir les embryons comme c’est habituellement le cas pour les colonies de wt.</li>
	<li>Extraire l’ADN des femellesG 0 par la méthode de choix.</li>
	<li>Filtrer l’ADN pour la présence de mutations, par exemple en concevant un test PCR à l’aide d’amorces entourant la région des coupes CRISPR attendues.</li>
	<li>Ne gardez que lesembryons G 1 pondus par les femelles G0 montrant des signes de transformation. Lorsque ces embryonsG 1 se développent en nymphes, séparez-les par sexe et ne gardez que les femelles. Traverser les femelles G1 de la même femelle G0 aux mâles wt, les nourrir dans le sang, puis transférer en petits groupes de 2-3 femelles et 4-5 mâles dans des récipients de petite taille. REMARQUE : Toutes les personnes du G1 ont une chance de porter une mutation unique, donc si le nombre d’individus survivants n’est pas trop élevé, alors il est préférable de croiser les femelles G1 individuellement avec des mâles wt. Le cas de plusieurs femelles portant une mutation différente présente dans un même tube est rare mais peut se produire. Si un tel cas est observé après génotypage, les femelles de descendance G2 devraient alors être acoupées individuellement aux mâles wt. Ce schéma d’accouplement évite la possibilité de mutations multiples dans la descendance.</li>
	<li>Après la ponte, recueillir les corps féminins G1 et les dépister pour les mutations. Gardez seulement les tubes où au moins une femelle a montré l’évidence de la mutation.</li>
	<li>Pour les générations suivantes faire une seule paire en croix. Après la ponte, dépister la présence de mutation chez les parents. Répétez à chaque génération jusqu’à ce que les deux parents soient homozygotes pour la même mutation. Une fois identifiés, ils seront les fondateurs d’un stock mutant homozygote.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lawyer, P., Killick-Kendrick, M., Rowland, T., Rowton, E., Volf, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+colonization+and+mass+rearing+of+phlebotomine+sand+flies+(Diptera,+Psychodidae).">Laboratory colonization and mass rearing of phlebotomine sand flies (Diptera, Psychodidae).</a> Parasite. 24, 42 (2017).</li><li>Pelletier, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+recognition+of+Leishmania+major+poly-beta-galactosyl+epitopes+by+galectin-9:+possible+implication+of+galectin-9+in+interaction+between+L.+major+and+host+cells.">Specific recognition of Leishmania major poly-beta-galactosyl epitopes by galectin-9: possible implication of galectin-9 in interaction between L. major and host cells.</a> Journal Biological Chemistry. 278 (25), 22223-22230 (2003).</li><li>Kamhawi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+insect+galectins+in+parasite+survival.">A role for insect galectins in parasite survival.</a> Cell. 119 (3), 329-341 (2004).</li><li>Louradour, I., Ghosh, K., Inbar, E., Sacks, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR/Cas9+Mutagenesis+in+Phlebotomus+papatasi:+the+Immune+Deficiency+Pathway+Impacts+Vector+Competence+for+Leishmania+major.">CRISPR/Cas9 Mutagenesis in Phlebotomus papatasi: the Immune Deficiency Pathway Impacts Vector Competence for Leishmania major.</a> MBio. 10 (4), (2019).</li><li>Xi, Z., Ramirez, J. L., Dimopoulos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Aedes+aegypti+toll+pathway+controls+dengue+virus+infection.">The Aedes aegypti toll pathway controls dengue virus infection.</a> PLoS Pathogens. 4 (7), 1000098 (2008).</li><li>Ramirez, J. L., Dimopoulos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Toll+immune+signaling+pathway+control+conserved+anti-dengue+defenses+across+diverse+Ae.+aegypti+strains+and+against+multiple+dengue+virus+serotypes.">The Toll immune signaling pathway control conserved anti-dengue defenses across diverse Ae. aegypti strains and against multiple dengue virus serotypes.</a> Development and Comparative Immunology. 34 (6), 625-629 (2010).</li><li>Ramirez, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reciprocal+tripartite+interactions+between+the+Aedes+aegypti+midgut+microbiota,+innate+immune+system+and+dengue+virus+influences+vector+competence.">Reciprocal tripartite interactions between the Aedes aegypti midgut microbiota, innate immune system and dengue virus influences vector competence.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 6 (3), 1561 (2012).</li><li>Hu, C., Aksoy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innate+immune+responses+regulate+trypanosome+parasite+infection+of+the+tsetse+fly+Glossina+morsitans+morsitans.">Innate immune responses regulate trypanosome parasite infection of the tsetse fly Glossina morsitans morsitans.</a> Molecular Microbiology. 60 (5), 1194-1204 (2006).</li><li>Meister, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anopheles+gambiae+PGRPLC-mediated+defense+against+bacteria+modulates+infections+with+malaria+parasites.">Anopheles gambiae PGRPLC-mediated defense against bacteria modulates infections with malaria parasites.</a> PLoS Pathogens. 5 (8), 1000542 (2009).</li><li>Meister, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immune+signaling+pathways+regulating+bacterial+and+malaria+parasite+infection+of+the+mosquito+Anopheles+gambiae.">Immune signaling pathways regulating bacterial and malaria parasite infection of the mosquito Anopheles gambiae.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 102 (32), 11420-11425 (2005).</li><li>Telleria, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caspar-like+gene+depletion+reduces+Leishmania+infection+in+sand+fly+host+Lutzomyia+longipalpis.">Caspar-like gene depletion reduces Leishmania infection in sand fly host Lutzomyia longipalpis.</a> Journal of Biological Chemistry. 287 (16), 12985-12993 (2012).</li><li>Sant'Anna, M. R., Alexander, B., Bates, P. A., Dillon, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+silencing+in+phlebotomine+sand+flies:+Xanthine+dehydrogenase+knock+down+by+dsRNA+microinjections.">Gene silencing in phlebotomine sand flies: Xanthine dehydrogenase knock down by dsRNA microinjections.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 38 (6), 652-660 (2008).</li><li>Sant'anna, M. R., Diaz-Albiter, H., Mubaraki, M., Dillon, R. J., Bates, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+trypsin+expression+in+Lutzomyia+longipalpis+using+RNAi+enhances+the+survival+of+Leishmania.">Inhibition of trypsin expression in Lutzomyia longipalpis using RNAi enhances the survival of Leishmania.</a> Parasites and Vectors. 2 (1), 62 (2009).</li><li>Diaz-Albiter, H., Mitford, R., Genta, F. A., Sant'Anna, M. R., Dillon, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactive+oxygen+species+scavenging+by+catalase+is+important+for+female+Lutzomyia+longipalpis+fecundity+and+mortality.">Reactive oxygen species scavenging by catalase is important for female Lutzomyia longipalpis fecundity and mortality.</a> PLoS One. 6 (3), 17486 (2011).</li><li>Barrangou, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR+provides+acquired+resistance+against+viruses+in+prokaryotes.">CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes.</a> Science. 315 (5819), 1709-1712 (2007).</li><li>Jinek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+programmable+dual-RNA-guided+DNA+endonuclease+in+adaptive+bacterial+immunity.">A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity.</a> Science. 337 (6096), 816-821 (2012).</li><li>Pawelczak, K. S., Gavande, N. S., VanderVere-Carozza, P. S., Turchi, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulating+DNA+Repair+Pathways+to+Improve+Precision+Genome+Engineering.">Modulating DNA Repair Pathways to Improve Precision Genome Engineering.</a> ACS Chemical Biology. 13 (2), 389-396 (2018).</li><li>Martin-Martin, I., Aryan, A., Meneses, C., Adelman, Z. N., Calvo, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+sand+fly+embryo+microinjection+for+gene+editing+by+CRISPR/Cas9.">Optimization of sand fly embryo microinjection for gene editing by CRISPR/Cas9.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 12 (9), 0006769 (2018).</li><li>Meuti, M., Harrell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparing+and+Injecting+Embryos+of+Culex+Mosquitoes+to+Generate+Null+Mutations+Using+CRISPR/Cas9.">Preparing and Injecting Embryos of Culex Mosquitoes to Generate Null Mutations Using CRISPR/Cas9.</a> JoVE. (163), e61651 (2020).</li><li>Chaverra-Rodriguez, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+delivery+of+CRISPR-Cas9+ribonucleoprotein+into+arthropod+ovaries+for+heritable+germline+gene+editing.">Targeted delivery of CRISPR-Cas9 ribonucleoprotein into arthropod ovaries for heritable germline gene editing.</a> Nature Communications. 9 (1), 3008 (2018).</li><li>Chaverra-Rodriguez, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Germline+mutagenesis+of+Nasonia+vitripennis+through+ovarian+delivery+of+CRISPR-Cas9+ribonucleoprotein.">Germline mutagenesis of Nasonia vitripennis through ovarian delivery of CRISPR-Cas9 ribonucleoprotein.</a> Insect Molecular Biology. , (2020).</li><li>Heu, C. C., McCullough, F. M., Luan, J., Rasgon, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9-Based+Genome+Editing+in+the+Silverleaf+Whitefly+(Bemisia+tabaci).">CRISPR-Cas9-Based Genome Editing in the Silverleaf Whitefly (Bemisia tabaci).</a> CRISPR Journal. 3 (2), 89-96 (2020).</li><li>Macias, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cas9-Mediated+Gene-Editing+in+the+Malaria+Mosquito+Anopheles+stephensi+by+ReMOT+Control.">Cas9-Mediated Gene-Editing in the Malaria Mosquito Anopheles stephensi by ReMOT Control.</a> Genes, Genomes and Genetics (Bethesda). 10 (4), 1353-1360 (2020).</li></ol>

Nous présentons ici une méthode de microinjection embryonnaire récemment développée pour la mutagenèse ciblée par CRISPR/Cas9 chez les mouches de sable phlebotomus papatasi. La microinjection embryonnaire pour la modification génétique des insectes a été développée à Drosophila au milieu des années 198021 et est maintenant couramment utilisée chez une grande variété d’insectes. D’autres méthodes de livraison de matériel de modification génétique ont ét?...

Les maladies à transmission vectorielle sont une menace majeure pour la santé publique en constante évolution. Des centaines d’espèces vectorielles réparties dans des familles phylogéniques très distinctes (moustiques, tiques, puces) sont responsables de la transmission d’un grand nombre d’agents pathogènes microbiens, entraînant plus de 700 000 décès humains par an, selon l’Organisation mondiale de la santé. Parmi les insectes vecteurs, les mouches phlébotomines de sable (Diptera, Psychodidae) constituent un vaste groupe, avec 80 espèces vectorielles éprouvées présentant des traits phénotypiques distincts et des capacités vectorielles que l’on trouve dans différentes régions géographiques. Ils sont des vecteurs pour les parasites protozoaires du genre Leishmania,causant environ 1,3 million de nouveaux cas de Leishmaniose et entre 20.000 et 30.000 décès par an. Les résultats cliniques de Leishmaniases sont divers, avec des symptômes s’étendant des lésions cutanées auto-limitantes à la diffusion viscérale qui est mortelle en l’absence de traitement.
Les mouches du sable sont des insectes strictement terrestres. Leur cycle de vie, relativement long par rapport à d’autres Diptéra, dure jusqu’à trois mois, selon différents paramètres tels que la température, l’humidité et la nutrition. Il se compose d’un stade embryonnaire (6 à 11 jours), de quatre stades larvaux (d’une durée totale de 23 à 25 jours) et d’un stade pupal (9 à 10 jours) suivi de métamorphose, puis d’âge adulte. Les mouches de sable ont besoin d’un environnement humide et chaud pour l’élevage. Les mâles et les femelles se nourrissent de sucres, obtenus à l’état sauvage à partir de nectars floraux. Seules les femelles sont des mangeurs de sang, car elles ont besoin de protéines obtenues à partir de la farine de sang pour la productiond’œufs 1.
L’un des objectifs importants de la recherche est d’identifier la nature des interactions vecteurs/parasites qui mènent au développement d’infections transmissibles. Comme pour les autres insectes vecteurs, il a été démontré que les paramètres intrinsèques aux mouches du sable ont un impact sur leur compétence vectorielle, qui est définie comme leur capacité à transporter et à transmettre des agents pathogènes à leurs hôtes. Par exemple, l’expression des galectines par les cellules de midgut de mouche de sable de Phlebotomus papatasi, agissant comme récepteurs reconnaissant des composants parasites de surface, peut influencer directement leur compétence vectorielle pour Leishmania major2,3. La voie de réponse immunitaire d’insecte, insuffisance immunisée (IMD), est également cruciale pour la compétence de vecteur de mouche de sable de Phlebotomus papatasi pour le major de Leishmania4. Un rôle critique pour les voies de réponse immunitaire des insectes vecteurs dans le contrôle de leur transmission d’agents pathogènes infectieux a également été signalé chez les moustiques Aedes aegypti 5,6,7, dans la mouche tsé-tsé Glossina morsitans8, et chez les moustiques Anopheles gambiae 9,10.
Les études sur les interactions mouches dusable/leishmaniose ont été limitées par l’absence de méthodes de modification de l’expression génétique adaptées pour être utilisées chez ces insectes. Seule la downregulation des gènes par petit ARN interférant (siRNA) avait étéeffectuée 11,12,13,14 jusqu’à récemment. La technique, limitée par la mortalité associée à la microinjection des femelles adultes, ne conduit qu’à une perte partielle de fonction, qui ne peut se transmettre de génération en génération.
La technologie CRISPR/Cas9 a révolutionné la recherche génomique fonctionnelle dans des organismes non modèles tels que les mouches du sable. Modifié à partir du système immunitaire adaptatif chez les procaryotes pour la défense contre les bactériophages15,16, le système CRISPR Cas9 a été rapidement adapté comme un outil d’édition du génome pour les organismes eucaryotes supérieurs, y compris les insectes. Le principe de l’édition ciblée du génome CRISPR/Cas9 est basé sur la complémentarité d’un ARN guide unique (SGRNA) à un locus génomique spécifique. La nucléase Cas9 se lie à l’ARN sg et crée une rupture d’ADN à double brin (DSDNA) dans l’ADN génomique où le sgRNA s’associe à sa séquence complémentaire. Le complexe Cas9-sgRNA est guidé vers la séquence cible par 17 à 20 bases complémentaires dans le sgRNA au locus choisi, la rupture dsDNA peut alors être réparée par deux voies indépendantes : l’assemblage final non homologique (NHEJ) ou la réparation dirigée par homologie (HDR)17. La réparation de NHEJ implique une simple fermeture de la rupture mais mène fréquemment à de petits événements d’insertion/suppression. La réparation de l’ADN par HDR utilise une molécule d’ADN donneur partageant l’homologie avec l’ADN cible comme modèle de réparation. Les insectes possèdent les deux machines.
La technologie CRISPR/Cas9 peut générer des mutations dans un lieu choisi, par la voie de réparation du NHEJ; ou pour des stratégies d’édition du génome plus complexes, telles que les knock-ins ou les reporters d’expression, par le biais de la voie HDR avec un modèle de donneur approprié. Chez les mouches de sable, des allèles mutants nuls du facteur de réponse immunitaire Relish ont été générés par CRISPR nhej-médié dans Phlebotomus papatasi4. Des embryons de mouche de sable ont également été injectés dans une autre étude avec un mélange CRISPR/Cas9 ciblant le gène codant jaune. Pourtant, aucun adulte portant la mutation n’a étéproduit 18. Nous décrivons ici une méthode détaillée de mutagenèse ciblée par CRISPR/Cas9, 24 h/24, avec un accent particulier sur la microinjection embryonnaire, une étape critique du protocole.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Black Filter Paper 4.25CM PK100</td>
			<td>VWR</td>
			<td>28342-012</td>
			<td>Cut into rectangles that are approximately 46 X 22mm. These are placed between the slide and the coverslip and act as a moist base layer for the embryos during injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-543A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Any brand</td>
			<td></td>
			<td>For aligning embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass slides</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-550-A3</td>
			<td>Base layer of the microinjection set up Figure 2A</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insect cage</td>
			<td>custom made or several commercial options</td>
			<td></td>
			<td>polycarbonate cage for adults holding and mating Lawyer, Phillip, Mireille Killick-Kendrick, Tobin Rowland, Edgar Rowton, and Petr Volf. &#8220;Laboratory Colonization and Mass Rearing of Phlebotomine Sand Flies (Diptera, Psychodidae).&#8221; Parasite 24. Accessed August 6, 2020. https://doi.org/10.1051/parasite/2017041.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Larval food</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
			<td>a mix of rabbit chow and rabbit feces Lawyer, Phillip, Mireille Killick-Kendrick, Tobin Rowland, Edgar Rowton, and Petr Volf. &#8220;Laboratory Colonization and Mass Rearing of Phlebotomine Sand Flies (Diptera, Psychodidae).&#8221; Parasite 24. https://doi.org/10.1051/parasite/2017041.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcaps 100 ml</td>
			<td>Drummond</td>
			<td>1-000-1000</td>
			<td>Used to back fill microinjection needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouth aspirator</td>
			<td>John W. Hock Company</td>
			<td>Model 612</td>
			<td>mouth aspirator with HEPA filter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus SZX12</td>
			<td>Olympus Life Sciences</td>
			<td></td>
			<td>Microinjection microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ovipots</td>
			<td>Nalge company</td>
			<td></td>
			<td>ovipots are made from 125-ml or 500-ml straigh-sided plolypropylene jars modified by drilling 2.5cm holes in the bottom and filled with 1cm of plaster of Paris. Lawyer, Phillip, Mireille Killick-Kendrick, Tobin Rowland, Edgar Rowton, and Petr Volf. &#8220;Laboratory Colonization and Mass Rearing of Phlebotomine Sand Flies (Diptera, Psychodidae).&#8221; Parasite 24. Accessed August 6, 2020. https://doi.org/10.1051/parasite/2017041.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paint Brush 6-0</td>
			<td>Any Art Supply Company</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Used for aligning embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propionic acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>402907</td>
			<td>antifungal agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Glass Capillaries</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>1B100-3</td>
			<td>Used for making microinjection needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trio-MPC100 Controller and MP845 Manipulator</td>
			<td>Sutter Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Microinjection Controller and Micromanipulator</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sand fly (phlebotomus papatasi) embryo microinjection for crispr/cas9 mutagenesis

Les mouches du sable sont les vecteurs naturels des espèces de Leishmania, les parasites protozoaires produisant un large éventail de symptômes allant des lésions cutanées à la pathologie viscérale. Le décryptage de la nature des interactions vecteurs/parasites est d’une importance primordiale pour une meilleure compréhension de la transmission de la leishmaniose à leurs hôtes. Parmi les paramètres contrôlant la compétence des vecteurs de mouches du sable (c’est-à-dire leur capacité à transporter et à transmettre des agents pathogènes), il a été démontré que les paramètres intrinsèques à ces insectes jouent un rôle clé. La réponse immunitaire des insectes, par exemple, influe sur la compétence des vecteurs de mouches de sable à Leishmania. L’étude de ces paramètres a été limitée par l’absence de méthodes de modification de l’expression génétique adaptées à l’utilisation dans ces organismes non modèles. La downregulation des gènes par petit ARN interférant (SIRNA) est possible, mais en plus d’être techniquement difficile, le silence ne conduit qu’à une perte partielle de fonction, qui ne peut pas être transmise de génération en génération. La mutagenèse ciblée par la technologie CRISPR/Cas9 a récemment été adaptée à la mouche du sable phlebotomus papatasi. Cette technique conduit à la génération de mutations transmissibles dans un locus spécifiquement choisi, permettant d’étudier les gènes d’intérêt. Le système CRISPR/Cas9 repose sur l’induction de ruptures ciblées d’ADN à double brin, réparées plus tard soit par jointage final non homologue (NHEJ) soit par Homology Driven Repair (HDR). NHEJ se compose d’une simple fermeture de la rupture et conduit fréquemment à de petits événements d’insertion / suppression. En revanche, HDR utilise la présence d’une molécule d’ADN donneur partageant l’homologie avec l’ADN cible comme modèle de réparation. Ici, nous présentons une méthode de microinjection embryon de mouche du sable pour la mutagenèse ciblée par CRISPR/Cas9 à l’aide de NHEJ, qui est la seule technique de modification du génome adaptée aux vecteurs de mouches de sable à ce jour.

Le protocole de microinjection CRISPR/Cas9 décrit ici pour générer des mutants de mouche de sable a été établi dans une publicationprécédente 4. Cette approche a produit la mutagenesis très efficace, car 11 individus sur 540 ont survécu à la procédure, dont 9 étaient mutants. Lors de la conception de guides pour la mutation CRISPR/Cas9, une première étape cruciale consiste à séquencer la région autour de la zone à cibler. Le modèle de séquençage doit être de la souche qui va...

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Sand Fly Phlebotomus papatasi Embryo Microinjection for CRISPR/Cas9 Mutagenesis

Ce protocole détaille les étapes de la mutagenèse ciblée CRISPR/Cas9 chez les mouches du sable : collecte d’embryons, injection, élevage et identification d’insectes ainsi que sélection de mutations d’intérêt.

Sand Fly (Phlebotomus papatasi) Microinjection embryonnaire pour CRISPR/Cas9 Mutagenesis

Sand flies are the natural vectors for Leishmania species, protozoan parasites producing a broad spectrum of symptoms ranging from cutaneous lesions to ...

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Research

JoVE Journal

Genetics

Sand Fly (Phlebotomus papatasi) Embryo Microinjection for CRISPR/Cas9 Mutagenesis

7.0K vues.  National Institutes of Health. Ce protocole détaille les étapes de la mutagenèse ciblée CRISPR/Cas9 chez les mouches du sable : collecte d’embryons, injection, élevage et identification d’insectes ainsi que sélection de mutations d’intérêt.

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Primordial Germ Cell Transplantation for CRISPR/Cas9-based Leapfrogging in Xenopus

The creation of mutant lines by genome editing is accelerating genetic analysis in many organisms. CRISPR/Cas9 methods have been adapted for use in the African clawed frog, Xenopus, a longstanding model organism for biomedical research. Traditional breeding schemes for creating homozygous mutant lines with CRISPR/Cas9-targeted mutagenesis have several time-consuming and laborious steps. To facilitate the creation of mutant embryos, particularly to overcome the obstacles associated with knocking out genes that are essential for embryogenesis, a new method called leapfrogging was developed. This technique leverages the robustness of Xenopus embryos to &#34;cut and paste&#34; embryological methods. Leapfrogging utilizes the transfer of primordial germ cells (PGCs) from efficiently-mutagenized donor embryos into PGC-ablated wildtype siblings. This method allows for the efficient mutation of essential genes by creating chimeric animals with wildtype somatic cells that carry a mutant germline. When two F0 animals carrying &#34;leapfrog transplants&#34; (i.e., mutant germ cells) are intercrossed, they produce homozygous, or compound heterozygous, null F1 embryos, thus saving a full generation time to obtain phenotypic data. Leapfrogging also provides a new approach for analyzing maternal effect genes, which are refractory to F0 phenotypic analysis following CRISPR/Cas9 mutagenesis. This manuscript details the method of leapfrogging, with special emphasis on how to successfully perform PGC transplantation.

Primordial Germ Cell Transplantation for CRISPR/Cas9-based Leapfrogging in Xenopus

Genes essential for survival pose technical hurdles for creating mutant lines. Leapfrogging circumvents lethality by combining genome editing with primordial germ cell transplantation to create wild-type animals carrying germline mutations. Leapfrogging also permits the efficient generation of homozygous null mutants in the F1 generation. Here, the transplantation step is demonstrated.

Transplantation de cellules germinales primordiales pour base CRISPR/Cas9 saute-mouton chez Xenopus

The creation of mutant lines by genome editing is accelerating genetic analysis in many organisms. CRISPR/Cas9 methods have been adapted for use in the ...

Recherche

Génétique

Microinjection of CRISPR/Cas9 Protein into Channel Catfish, Ictalurus punctatus, Embryos for Gene Editing

The complete genome of the channel catfish, Ictalurus punctatus, has been sequenced, leading to greater opportunities for studying channel catfish gene function. Gene knockout has been used to study these gene functions in vivo. The clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR associated protein 9 (CRISPR/Cas9) system is a powerful tool used to edit genomic DNA sequences to alter gene function. While the traditional approach has been to introduce CRISPR/Cas9 mRNA into the single cell embryos through microinjection, this can be a slow and inefficient process in catfish. Here, a detailed protocol for microinjection of channel catfish embryos with CRISPR/Cas9 protein is described. Briefly, eggs and sperm were collected and then artificial fertilization performed. Fertilized eggs were transferred to a Petri dish containing Holtfreter's solution. Injection volume was calibrated and then guide RNAs/Cas9 targeting the toll/interleukin 1 receptor domain-containing adapter molecule (TICAM 1) gene and rhamnose binding lectin (RBL) gene were microinjected into the yolk of one-cell embryos. The gene knockout was successful as indels were confirmed by DNA sequencing. The predicted protein sequence alterations due to these mutations included frameshift and truncated protein due to premature stop codons.

Microinjection of CRISPR/Cas9 Protein into Channel Catfish, Ictalurus punctatus, Embryos for Gene Editing

A simple and efficient microinjection protocol for gene editing in channel catfish embryos using the CRISPR/Cas9 system is presented. In this protocol, guide RNAs and Cas9 protein were microinjected into the yolk of one-cell embryos. This protocol has been validated by knocking out two channel catfish immune-related genes.

Microinjection de protéine CRISPR/Cas9 dans des embryons de barbue de rivière, Ictalurus punctatus, pour Gene Editing

The complete genome of the channel catfish, Ictalurus punctatus, has been sequenced, leading to greater opportunities for studying channel catfish gene ...

CRISPR/Cas9-mediated Targeted Integration In Vivo Using a Homology-mediated End Joining-based Strategy

As a promising genome editing platform, the CRISPR/Cas9 system has great potential for efficient genetic manipulation, especially for targeted integration of transgenes. However, due to the low efficiency of homologous recombination (HR) and various indel mutations of non-homologous end joining (NHEJ)-based strategies in non-dividing cells, in vivo genome editing remains a great challenge. Here, we describe a homology-mediated end joining (HMEJ)-based CRISPR/Cas9 system for efficient in vivo precise targeted integration. In this system, the targeted genome and the donor vector containing homology arms (~800 bp) flanked by single guide RNA (sgRNA) target sequences are cleaved by CRISPR/Cas9. This HMEJ-based strategy achieves efficient transgene integration in mouse zygotes, as well as in hepatocytes in vivo. Moreover, a HMEJ-based strategy offers an efficient approach for correction of fumarylacetoacetate hydrolase (Fah) mutation in the hepatocytes and rescues Fah-deficiency induced liver failure mice. Taken together, focusing on targeted integration, this HMEJ-based strategy provides a promising tool for a variety of applications, including generation of genetically modified animal models and targeted gene therapies.

CRISPR/Cas9-mediated Targeted Integration In Vivo Using a Homology-mediated End Joining-based Strategy

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR associated protein 9 (CRISPR/Cas9) system provides a promising tool for genetic engineering, and opens up the possibility of targeted integration of transgenes. We describe a homology-mediated end joining (HMEJ)-based strategy for efficient DNA targeted integration in vivo and targeted gene therapies using CRISPR/Cas9.

CRISPR/Cas9-médiation ciblée Integration In Vivo en utilisant une stratégie de base rejoindre fin médiée par homologie

As a promising genome editing platform, the CRISPR/Cas9 system has great potential for efficient genetic manipulation, especially for targeted integration ...

Embryo Microinjection and Transplantation Technique for Nasonia vitripennis Genome Manipulation

The jewel wasp Nasonia vitripennis has emerged as an effective model system for the study of processes including sex determination, haplo-diploid sex determination, venom synthesis, and host-symbiont interactions, among others. A major limitation of working with this organism is the lack of effective protocols to perform directed genome modifications. An important part of genome modification is delivery of editing reagents, including CRISPR/Cas9 molecules, into embryos through microinjection. While microinjection is well established in many model organisms, this technique is particularly challenging to perform in N. vitripennis primarily due to its small embryo size, and the fact that embryonic development occurs entirely within a parasitized blowfly pupa. The following procedure overcomes these significant challenges while demonstrating a streamlined, visual procedure for effectively removing wasp embryos from parasitized host pupae, microinjecting them, and carefully transplanting them back into the host for continuation and completion of development. This protocol will strongly enhance the capability of research groups to perform advanced genome modifications in this organism.

Embryo Microinjection and Transplantation Technique for Nasonia vitripennis Genome Manipulation

Microinjection of Nasonia vitripennis embryos is an essential method for generating heritable genome modifications. Described here is a detailed procedure for microinjection and transplantation of Nasonia vitripennis embryos, which will greatly facilitate future genome manipulation in this organism.

Microinjection de l’embryon et de la Technique de Transplantation pour la Manipulation du génome Nasonia vitripennis

The jewel wasp Nasonia vitripennis has emerged as an effective model system for the study of processes including sex determination, haplo-diploid sex ...

Endogenous Protein Tagging in Human Induced Pluripotent Stem Cells Using CRISPR/Cas9

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or C-terminal fluorescent tags. The prokaryotic CRISPR/Cas9 system (clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated 9) may be used to introduce large exogenous sequences into genomic loci via homology directed repair (HDR). To achieve the desired knock-in, this protocol employs the ribonucleoprotein (RNP)-based approach where wild type Streptococcus pyogenes Cas9 protein, synthetic 2-part guide RNA (gRNA), and a donor template plasmid are delivered to the cells via electroporation. Putatively edited cells expressing the fluorescently tagged proteins are enriched by fluorescence activated cell sorting (FACS). Clonal lines are then generated and can be analyzed for precise editing outcomes. By introducing the fluorescent tag at the genomic locus of the gene of interest, the resulting subcellular localization and dynamics of the fusion protein can be studied under endogenous regulatory control, a key improvement over conventional overexpression systems. The use of hiPSCs as a model system for gene tagging provides the opportunity to study the tagged proteins in diploid, nontransformed cells. Since hiPSCs can be differentiated into multiple cell types, this approach provides the opportunity to create and study tagged proteins in a variety of isogenic cellular contexts.

Described here is a protocol for tagging endogenously expressed proteins with fluorescent tags in human induced pluripotent stem cells using CRISPR/Cas9. Putatively edited cells are enriched by fluorescence activated cell sorting and clonal cell lines are generated.

Protéine endogène de marquage dans l’homme induites par les cellules souches pluripotentes à l’aide de CRISPR/Cas9

A protocol is presented for generating human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) that express endogenous proteins fused to in-frame&#160;N- or ...

CRISPR/Cas9 Ribonucleoprotein-mediated Precise Gene Editing by Tube Electroporation

Gene editing nucleases, represented by CRISPR-associated protein 9 (Cas9), are becoming mainstream tools in biomedical research. Successful delivery of CRISPR/Cas9 elements into the target cells by transfection is a prerequisite for efficient gene editing. This protocol demonstrates that tube electroporation (TE) machine-mediated delivery of CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein (RNP), along with single-stranded oligodeoxynucleotide (ssODN) donor templates to different types of mammalian cells, leads to robust precise gene editing events. First, TE was applied to deliver CRISPR/Cas9 RNP and ssODNs to induce disease-causing mutations in the interleukin 2 receptor subunit gamma (IL2RG) gene and sepiapterin reductase (SPR) gene in rabbit fibroblast cells. Precise mutation rates of 3.57%-20% were achieved as determined by bacterial TA cloning sequencing. The same strategy was then used in human iPSCs on several clinically relevant genes including epidermal growth factor receptor (EGFR), myosin binding protein C, cardiac (Mybpc3), and hemoglobin subunit beta (HBB). Consistently, highly precise mutation rates were achieved (11.65%-37.92%) as determined by deep sequencing (DeepSeq). The present work demonstrates that tube electroporation of CRISPR/Cas9 RNP represents an efficient transfection protocol for gene editing in mammalian cells.

Presented here is a protocol for efficient CRISPR/Cas9 ribonucleoprotein-mediated gene editing in mammalian cells using tube electroporation.

Gene editing nucleases, represented by CRISPR-associated protein 9 (Cas9), are becoming mainstream tools in biomedical research. Successful delivery of ...

Generation of Defined Genomic Modifications Using CRISPR-CAS9 in Human Pluripotent Stem Cells

Human pluripotent stem cells offer a powerful system to study gene function and model specific mutations relevant to disease. The generation of precise heterozygous genetic modifications is challenging due to CRISPR-CAS9 mediated indel formation in the second allele. Here, we demonstrate a protocol to help overcome this difficulty by using two repair templates in which only one expresses the desired sequence change, while both templates contain silent mutations to prevent re-cutting and indel formation. This methodology is most advantageous for gene editing coding regions of DNA to generate isogenic control and mutant human stem cell lines for studying human disease and biology. In addition, optimization of transfection and screening methodologies have been performed to reduce labor and cost of a gene editing experiment. Overall, this protocol is widely applicable to many genome editing projects utilizing the human pluripotent stem cell model.

This protocol provides a method to facilitate the generation of defined heterozygous or homozygous nucleotide changes using CRISPR-CAS9 in human pluripotent stem cells.

Génération de modifications génomiques définies à l'aide de CRISPR-CAS9 dans les cellules souches pluripotentes humaines

Human pluripotent stem cells offer a powerful system to study gene function and model specific mutations relevant to disease. The generation of precise ...

CRISPR-Cas9-Mediated Genome Editing in the Filamentous Ascomycete Huntiella omanensis

The CRISPR-Cas9 genome editing system is a molecular tool that can be used to introduce precise changes into the genomes of model and non-model species alike. This technology can be used for a variety of genome editing approaches, from gene knockouts and knockins to more specific changes like the introduction of a few nucleotides at a targeted location. Genome editing can be used for a multitude of applications, including the partial functional characterization of genes, the production of transgenic organisms and the development of diagnostic tools. Compared to previously available gene editing strategies, the CRISPR-Cas9 system has been shown to be easy to establish in new species and boasts high efficiency and specificity. The primary reason for this is that the editing tool uses an RNA molecule to target the gene or sequence of interest, making target molecule design straightforward, given that standard base pairing rules can be exploited. Similar to other genome editing systems, CRISPR-Cas9-based methods also require efficient and effective transformation protocols as well as access to good quality sequence data for the design of the targeting RNA and DNA molecules. Since the introduction of this system in 2013, it has been used to genetically engineer a variety of model species, including Saccharomyces cerevisiae, Arabidopsis thaliana, Drosophila melanogaster and Mus musculus. Subsequently, researchers working on non-model species have taken advantage of the system and used it for the study of genes involved in processes as diverse as secondary metabolism in fungi, nematode growth and disease resistance in plants, among many others. This protocol detailed below describes the use of the CRISPR-Cas9 genome editing protocol for the truncation of a gene involved in the sexual cycle of Huntiella omanensis, a filamentous ascomycete fungus belonging to the Ceratocystidaceae family.

CRISPR-Cas9-Mediated Genome Editing in the Filamentous Ascomycete Huntiella omanensis

The CRISPR-Cas9 genome editing system is an easy-to-use genome editor that has been used in model and non-model species. Here we present a protein-based version of this system that was used to introduce a premature stop codon into a mating gene of a non-model filamentous ascomycete fungus.

CRISPR-Cas9-Mediated Genome Editing in the Filamentous Ascoycete Huntiella omanensis

The CRISPR-Cas9 genome editing system is a molecular tool that can be used to introduce precise changes into the genomes of model and non-model species ...

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, Eastern equine encephalitis, lymphatic filariasis, and Saint Louis encephalitis. Notably, avian malaria has played a major role in the extinction of numerous endemic island bird species, while WNV has become an important vector-borne disease in the United States. To gain further insight into C. quinquefasciatus biology and expand their genetic control toolbox, we need to develop more efficient and affordable methods for genome engineering in this species. However, some biological traits unique to Culex mosquitoes, particularly their egg rafts, have made it difficult to perform microinjection procedures required for genome engineering. To address these challenges, we have developed an optimized embryo microinjection protocol that focuses on mitigating the technical obstacles associated with the unique characteristics of Culex mosquitoes. These procedures demonstrate optimized methods for egg collection, egg raft separation and other handling procedures essential for successful microinjection in C. quinquefasciatus. When coupled with the CRISPR/Cas9 genome editing technology, these procedures allow us to achieve site-specific, efficient and heritable germline mutations, which are required to perform advanced genome engineering and develop genetic control technologies in this important, but currently understudied, disease vector.

Embryo Microinjection Techniques for Efficient Site-Specific Mutagenesis in Culex quinquefasciatus

This protocol describes microinjection procedures for Culex quinquefasciatus embryos that are optimized to work with CRISPR/Cas9 gene editing tools. This technique can efficiently generate site-specific, heritable, germline mutations that can be used for building genetic technologies in this understudied disease vector.

Techniques de microinjection embryonnaire pour une mutagénèse efficace spécifique au site chez Culex quinquefasciatus

Culex quinquefasciatus is a vector of a diverse range of vector-borne diseases such as avian malaria, West Nile virus (WNV), Japanese encephalitis, ...

Embryo Injections for CRISPR-Mediated Mutagenesis in the Ant Harpegnathos saltator

The unique traits of eusocial insects, such as social behavior and reproductive division of labor, are controlled by their genetic system. To address how genes regulate social traits, we have developed mutant ants via delivery of CRISPR complex into young embryos during their syncytial stage. Here, we provide a protocol of CRISPR-mediated mutagenesis in Harpegnathos saltator, a ponerine ant species that displays striking phenotypic plasticity. H. saltator ants are readily reared in a laboratory setting. Embryos are collected for microinjection with Cas9 proteins and in vitro synthesized small guide RNAs (sgRNAs) using home-made quartz needles. Post-injection embryos are reared outside the colony. Following emergence of the first larva, all embryos and larvae are transported to a nest box with a few nursing workers for further development. This protocol is suitable for inducing mutagenesis for analysis of caste-specific physiology and social behavior in ants, but may also be applied to a broader spectrum of hymenopterans and other insects.

Embryo Injections for CRISPR-Mediated Mutagenesis in the Ant Harpegnathos saltator

Many characteristics of insect eusociality rely on within-colony communication and division of labor. Genetic manipulation of key regulatory genes in ant embryos via microinjection and CRISPR-mediated mutagenesis provides insights into the nature of altruistic behavior in eusocial insects.

Injections d’embryons pour la mutagenèse médiée par CRISPR dans le saltateur Harpegnathos de fourmi

The unique traits of eusocial insects, such as social behavior and reproductive division of labor, are controlled by their genetic system. To address how ...