Le mouvement orthodontique des dents est un processus biologique complexe qui implique des forces externes et le remodelage des tissus mous et durs. Afin de comprendre ces processus, il est essentiel d’étudier la dent et les tissus parodontaux dans le contexte 3D. Le modèle murin est un bon candidat pour de telles études en raison de sa taille, de son taux métabolique élevé et de la vaste information génétique dont nous disposons.
Cependant, créer un mouvement orthodontique des dents chez les souris n’est pas facile en raison de leur petite taille. De plus, les méthodes d’analyse structurelle impliquent généralement un sectionnement, ce qui perturbe la structure 3D et le contexte du tissu. Pour un tissu non uniforme, tel que le PDL, la préservation de la structure et du contexte 3D est d’une importance critique.
Pour aborder ces deux obstacles, nous fournissons un protocole pour générer le mouvement orthodontique mésial de dent de la première molaire mandibulaire chez la souris et décrivons deux méthodes qui permettent la visualisation 3D du ligament parodontal sans sectionnement du tissu. Pour positionner la souris anesthésiée pour l’insertion d’un périphérique orthodontique, branchez l’incisives supérieure sur la boucle du trombone. Immobilisez les incisives inférieures à l’aide de la chaîne d’alimentation Et ouvrez davantage la bouche avec un rétracteur de souris mini-colibri.
Appliquez une petite goutte de solution saline sur chaque œil pour prévenir la déshydratation cornéenne. Ce sont les outils utilisés dans l’insertion de périphériques. Couper un morceau de fil d’aluminium à un centimètre de longueur.
À l’aide d’un porte-aiguille microchirurgical, faites glisser le fil du côté buccal lingualement dans la zone interproximale au-dessous du point de contact entre les première et deuxième molaires. Tirez le fil du côté linguale vers le côté mésial de la molaire. Tordez les extrémités libres du fil deux à trois fois pour sécuriser.
Coupez un morceau de nickel titane ou de ressort hélicoïdal NiTi d’environ sept à neuf fils de longueur. Insérez la bobine entre la première molaire inférieure et l’inciseur, passez une extrémité libre du fil à travers deux fils de la bobine, puis tournez les deux extrémités du fil étroitement pour fixer la bobine à la molaire. Retirez la chaîne d’alimentation à l’aide d’une pince à épiler.
Bouclez deux à trois fils de la bobine sur l’inciseur pour ancrer la bobine. Laissez exactement trois fils actifs entre la première molaire et l’inciseur. Faites glisser les menaces vers le bas à la marge gingivale libre d’incisive.
Placez une couche de résine composite fluide sur la bordure incisive de la bobine et durcissez-la avec une lumière de durcissement dentaire. Remplacez la chaîne d’alimentation après avoir durci la résine. Coupez l’excès de fil autour de la molaire pour éviter les blessures.
En utilisant la même lumière de durcissement, chauffez la bobine NiTi pendant 20 secondes. Cela resserrera la bobine, le placement fini devrait ressembler à ceci. Les tissus mous de l’hémi-mandibule disséquée peuvent être enlevés avec une lingette pelucheux.
Avec un échantillon entre deux doigts, frottez l’extérieur en mouvement circulaire jusqu’à ce que la plupart des tissus mous soient enlevés. Le reste peut être coupé à l’aide d’une paire de ciseaux. La mandibule nettoyée est montrée ici à droite.
Pour monter l’hémi-mandibule disséquée dans la chambre d’échantillonnage à partir de la micro-tomodensitométrie, façonnez une résine dentaire emballable de la taille d’un grain de riz en une bûche. Ensuite, placez-le dans la fente d’échantillonnage de la scène. Placez l’hémi-mandibule sur le composite.
Ajustez la position jusqu’à ce que la première molaire soit centrée sur la rainure médiane et que la surface occlusale soit horizontale. Durcir le composite lorsqu’il est satisfait du positionnement. C’est un exemple de la mandibule en bonne position.
Prenez une petite boule de résine dentaire emballable. Son diamètre doit être autour de la largeur de la molaire. Placez la résine sur la surface occlusale de la première molaire.
Humidifiez la lingette non peluche avec de l’eau. Placez la lingette humidée à l’intérieur des bassins d’humidité au stade de l’échantillon. Fermez la chambre d’échantillonnage et fixez-la sur le micro CT avec des vis.
Prenez maintenant des images 2D tout en abaissant l’enclume verticalement jusqu’à ce que la pointe de l’enclume soit entourée par le composite. Éteignez en toute sécurité la source de rayons X, ouvrez la chambre micro-CT et durcissez le composite à travers la fenêtre en plexiglas claire. Maintenant, l’échantillon est correctement monté et peut être cétré selon les besoins.
Pour générer un échantillon d’hémi-mandibule effacé optiquement, préparer les solutions suivantes dans des tubes à centrifuger de 1,5 mil. 4% de paraformaldéhyde, 50% et 70% d’éthanol dans l’eau désionisée. Deux tubes d’éthanol à 100% et de cinnamate d’éthyle.
Placez l’hémi-mâchoire inférieure disséquée dans le paraformaldéhyde à 4%. Couvrez le tube de papier d’aluminium et placez-le sur une bascule en douceur pendant six heures à température ambiante. Après six heures, transférer l’échantillon dans de l’éthanol à 50%.
Replacez l’échantillon sur la bascule pendant 16 heures à l’abri de la lumière. Répétez l’étape précédente avec un échantillon dans de l’éthanol à 70 % pendant 16 heures, suivi de 100 % d’éthanol deux fois pendant 16 heures à chaque fois. Enfin, déplacer l’échantillon vers le cinnamate d’éthyle pendant au moins 12 heures.
Un mouvement orthodontique fiable est généré par le dispositif de bobine NiTi dans la première molaire mandibulaire murine. Chez les souris mâles âgées de neuf semaines, l’espace interproxial moyen est de 40 microns après sept jours. L’amélioration de phase micro CT permet la visualisation du PDL.
Après trois jours de mouvement orthodontique mésial, la densité de PDL est réduite. L’interface de PDL d’os est plus rugueuse en raison du développement des cratères dans la surface d’os, qui sont indicatifs de l’activité osteoclastic et de la résorption d’os. La surface rugueuse peut être vue à tous les niveaux des racines.
Cela montre que le mouvement est translationnel par opposition à un mouvement de basculement. Au jour sept, l’espace de PDL est plus étroit qu’au jour trois et la frontière de PDL d’os à la surface distale de racine est plus lisse qui sont des signes de l’opposition d’os comme prévu quand le mouvement orthodontique de dent se produit. En raison du long temps d’imagerie micro-TDM et de la rotation de l’étage, le montage sécurisé de l’échantillon est essentiel.
Échantillon instable où les résultats dans les balayages flous où une silhouette peut être vu autour de la couronne et les fibres PDL ne sont pas vus. La clairance optique à l’aide de cinnamate d’éthyle fournit une autre méthode pour visualiser le PDL sans sectionnement. Le substrat peut être vu à travers le ramus d’un échantillon suffisamment dégagé montré ici à droite.
Cette méthode, préserve la fluorescence endogène et peut être utilisée sans fixation chimique. La microscopie à feuille de lumière peut être utilisée sur des échantillons nettoyés. Avec une souris transgénique, les revêtements des vaisseaux sanguins fluorescents peuvent être observés.
Si l’os n’a pas été correctement dégagé, les vaisseaux sanguins dans le PDL ne sont pas visibles comme indiqué dans le panneau F.Ce protocole décrit comment surmonter deux défis majeurs en générant et en analysant le mouvement orthodontique de dent dans les dents molaires mandibulaires murines. Une fois la technique de mouvement orthodontique des dents maîtrisée, elle peut être complétée en 15 minutes. Ce processus est difficile en raison des petites dimensions des dents de souris et de la présence de la langue.
Cependant, nous apportons toutes les solutions nécessaires pour surmonter ces défis. L’imagerie micro-TDM nécessite une capacité d’amélioration de phase. Nous avons démontré notre technique utilisant un micro CT de paillasse. Cependant, toute configuration qui peut générer une amélioration de phase fera, par exemple, un synchrotron.
Les résultats de la compensation ECi dépendent du processus de déshydratation. Si l’échantillon n’est pas assez transparent, notre suggestion est d’augmenter le temps des étapes de déshydratation. Notre méthode de nettoyage peut également être utilisée sur des échantillons non fixes.
Les tissus clairs peuvent être scannés dans le micro CT puisque le processus de clairance n’affecte pas la teneur en minéraux du tissu. Par conséquent, notre méthode fournit une approche corrélative pour la fluorescence et les informations structurelles afin de générer une analyse 3D complète.
