Le protocole combine un modèle murin d’anévrisme de l’aorte abdominale ressemblant à une maladie humaine établie et un traitement répétitif par cathéter intraveineux. Répondre au besoin clinique de bloquer la progression de l’anévrisme. Le protocole fournit un flux de travail complet pour tester des médicaments afin de réduire la progression de l’anévrisme chez la souris, y compris des informations complètes sur l’expansion du volume et de la morphologie du diamètre aortique.
Plus échographie 3D. L’échographie 3D peut être adaptée pour mesurer l’aorte infrarénale où les anévrismes se développent dans des modèles murins moins basés sur le goût. Le cathétérisme de la veine jugulaire peut être utilisé pour tout ensemble nécessitant des injections intraveineuses.
Après avoir anesthésié une souris postale déficiente en APOE âgée de 12 à 14 semaines, rasez la petite zone située sur le côté supérieur gauche du dos, sur l’omoplate, appliquez une solution d’iode à 10% de povidone pour désinfecter la zone rasée. Faites une incision transversale d’un centimètre dans la peau du haut du dos avec un scalpel entre la colonne vertébrale médiane et la ligne scapulaire gauche. Tenir la peau avec une pince et utiliser des ciseaux incurvés émoussés.
Faites une poche sous-cutanée en poussant vers le membre postérieur gauche. Ouvrez les ciseaux et retirez les ciseaux ouverts de la coupe pour élargir la poche. Insérez doucement la pompe dans la poche avec le modérateur d’écoulement vers la queue pour minimiser l’interférence potentielle de l’angiotensine deux libérée par le site d’incision.
Fermez ensuite la plaie avec des sutures interrompues résorbables 4.0. Utilisation du système d’accès vasculaire. Préparez le cathéter en coupant les trois côtés Français à la longueur souhaitée et en poussant le cathéter sur le connecteur métallique de calibre 22 du système d’accès vasculaire ou EVA avec un chevauchement d’au moins trois millimètres.
Placez le capuchon en aluminium sur le bouton pour protéger le port. Rasez la fourrure du côté droit du cou du côté ventral et du côté droit du haut du dos d’une souris anesthésiée. Appliquez ensuite la solution de povidone iodée pour désinfecter la zone rasée.
Pour la préparation de la veine jugulaire, faites une incision cutanée super claviculaire transversale de 0,5 centimètre sur le côté droit du cou sur la clavicule droite. Utilisez une pince microchirurgicale émoussée pour séparer le tissu conjonctif et la graisse exposant la veine jugulaire externe. Évitez de déchirer les petits vaisseaux sanguins dans la graisse.
Isolez cinq millimètres du vaisseau près des muscles pectoraux. Ensuite, disséquez le tissu émoussé sous la veine à l’aide de micro-pincettes pliées et passez à travers deux à trois des ligatures de soie 6.0. Rentrez les ligatures et ajoutez une goutte de solution saline au site.
Pour l’implantation du bouton, retournez la souris et placez-la en position couchée. Appliquez la solution d’iode povidone pour désinfecter la zone rasée. Faites une incision sagittale d’un centimètre sur le haut du dos avec un scalpel entre les lignes scapulaires médianes et droites.
Ensuite, utilisez des ciseaux incurvés émoussés pour créer une poche circulaire légèrement plus grande que la taille du SVA autour du site d’incision par dissection contondante. Utilisez les ciseaux incurvés émoussés pour creuser un tunnel crânienne sur l’épaule droite vers l’incision ventrale au niveau du cou en ouvrant légèrement les ciseaux. Ensuite, retirez les ciseaux ouverts et répétez l’action au fur et à mesure qu’elle est poussée plus loin.
Une fois que le tunnel a atteint l’incision ventrale, passez à travers des pinces chirurgicales de l’incision ventrale à l’incision dorsale. Fixez trois Français extrémité du cathéter à la pince et tirez le cathéter à travers le tunnel afin qu’il soit hors de l’incision du col ventral et que le SVA soit en place à l’incision dorsale. Insérez ensuite le disque de feutre chirurgical VAS par voie sous-cutanée à l’incision sur le dos.
Détachez la vérification de la perméabilité du cathéter à l’aide de l’extrémité de la fourche de l’outil de manipulation pour retirer le capuchon de protection en aluminium et utilisez l’extrémité magnétique pour maintenir le bouton et injecter une solution saline ou du PBS avec une seringue d’un millilitre fixée à l’injecteur correspondant jusqu’à ce que le liquide fuie de l’une Français extrémité. Appuyez caudalement sur le bouton dans la poche et fermez la peau sur le disque feutre des AV sous la bride du SAV avec deux sutures interrompues de quatre oh crâniennement. Pour le cathétérisme veineux, retournez la souris en décubitus dorsal et ajoutez une goutte de solution saline du côté coupé.
Séparez les ligatures et attachez la première ligature autour du cathéter et de la veine jugulaire avec deux à trois nœuds aussi loin que possible pour ligaturer la veine et ancrer le cathéter à l’extérieur. Déplacez la deuxième ligature aussi près que possible des muscles pectoraux. À l’aide de micro-ciseaux, coupez un angle diagonal pour créer une extrémité pointue de sorte que trois à cinq millimètres du cathéter seront dans la veine.
Ensuite, percez un trou dans la veine à l’aide d’une aiguille de calibre 27 attachée à une seringue d’un millilitre remplie de solution saline en tirant sur la ligature crânienne sécurisée et en poussant l’aiguille parallèlement à la veine. Ensuite, insérez le cathéter dans la veine de la même manière en tirant sur la ligature crânienne sécurisée et en glissant le cathéter dans la veine à l’aide de la pince à épiler pliée. Poussez le cathéter jusqu’à ce qu’il soit aligné avec la veine.
Attachez la deuxième ligature sur la région insérée du cathéter avec deux à trois nœuds et vérifiez qu’il n’y a pas de fuite de sang. Coupez l’extrémité excédentaire des deux ligatures avec des micro-ciseaux et ajoutez une goutte de solution saline. Ensuite, fermez la peau avec des sutures interrompues résorbables 4.0.
Injectez à la souris le volume souhaité d’inhibiteur ou de solution saline PBS comme démontré précédemment. Maintenez une pression positive sur le piston tout en déconnectant la seringue du SAV. Surveillez les souris après la récupération.
À l’aide du logiciel d’échographie, ajustez les paramètres pour obtenir une profondeur d’image de 30 bases de données à 9,0 millimètres et une largeur de 8,08 millimètres. Ensuite, ajoutez une goutte d’électrogel à chacun des quatre électrocardiogrammes ou électrodes ECG de la scène et collez-y les extrémités de la souris. Étalez du gel à ultrasons chauds sur l’abdomen de la souris et abaissez l’émetteur pour le mettre en contact avec l’abdomen.
Identifiez l’aorte comme un vaisseau circulaire à pulsations rapides. Localisez l’artère rénale gauche et surveillez la zone manuellement jusqu’à 12 millimètres crânienne pour vous assurer qu’il n’y a pas d’interférence dans la zone d’intérêt. Retour à l’artère rénale gauche.
Ensuite, réglez la sonde à six millimètres crânienne de l’artère. Pour l’acquisition par ultrasons 3D, réglez le déclenchement respiratoire sur 25% de retard et une fenêtre de 50% et le déclenchement ECG sur 50 millisecondes. À partir des options 3D, définissez la distance de numérisation à 11,96 millimètres avec une taille de pas de 0,076 millimètres.
Après avoir acquis 157 images, faites défiler pour vérifier la qualité de l’image avant d’enregistrer l’image. Pour l’acquisition du diamètre 2D, désactivez le déclenchement respiratoire et l’ECG et localisez manuellement la zone ayant le plus grand diamètre dans l’étirement de 12 millimètres de l’aorte super rénale. Appuyez sur le mode B à l’écran et obtenez une image en mode B.
De plus, pour l’image EKV sans déplacer le transducteur, acquérir une image EKV avec les paramètres standard du système sur le même site. Le développement et la progression des anévrismes superrénaux ont été surveillés par échographie au huitième jour et au jour 27 au départ. Une coloration trichrome du jour 27 aorte illustre la morphologie de l’anévrisme formé avec dissection de paroi et thrombus intra-muros.
Le taux d’incidence de l’anévrisme de l’aorte abdominale ou AAA au huitième jour et des ruptures aortiques au cours des neuf premiers jours a montré que 9% des souris n’ont pas réussi à former un AAA. Cependant, 35% des souris ont subi des ruptures aortiques avant l’implantation du cathéter, ce qui a entraîné un total de 56% des souris restantes atteintes de la maladie AAA établie étant minimes à la stratification en groupes de traitement. Une relation inverse a été observée entre l’expansion initiale et la progression ultérieure de la maladie des anévrismes à formation initiale rapide par rapport aux anévrismes à croissance modérée chez les souris contrôlées par PBS.
Les résultats échographiques exemplaires ont révélé que le traitement par GSK 4 84 inhibait la progression de l’AAA tandis que les anévrismes continuaient à grossir et à contrôler les souris. La perméabilité du cathéter est essentielle car la déconnexion du cathéter de la veine ou du bouton d’accès vasculaire entraîne l’administration du médicament dans l’espace sous-cutané avec des concentrations de médicament inconnues au site de l’anévrisme. Lorsque des souris sont sacrifiées à la fin de l’expérience, l’eau et d’autres tissus peuvent faire l’objet d’une enquête histologique et d’une analyse sanguine pour caractériser les effets des médicaments sur et hors cible.
