Cette méthode permet l’étude systématique de l’influence de la taille des pores et du débit sur le développement du biofilm dans les milieux poreux naturels et artificiels, ce qui permet de démêler le mécanisme fondamental du biocolmatage des milieux poreux. Les principaux avantages des techniques sont la résolution spatiale et temporelle la plus élevée de l’altération et l’adaptabilité de la plate-forme à une gamme de conditions et d’exigences expérimentales. Commencez par allumer l’incubateur du microscope trois heures avant l’expérience pour assurer une température stable de 25 degrés Celsius.
Connectez le tube d’entrée et de sortie au dispositif microfluidique. Fixez la connexion entre le tube et la seringue en insérant une aiguille d’un diamètre extérieur de 0,6 millimètre dans le tube d’admission. Placez le dispositif microfluidique, 30 millilitres d’eau désionisée et 30 millilitres de milieu de culture dans un dessiccateur sous vide et dégazez-les pendant au moins une heure.
Une fois cela fait, tirez lentement le milieu de culture et l’eau désionisée dans deux seringues séparées de 30 millilitres. Ensuite, montez le dispositif microfluidique sur le microscope et placez le tube de sortie dans un conteneur à déchets. Connectez la seringue remplie d’eau désionisée au canal microfluidique à travers le tube microfluidique et injectez lentement l’eau jusqu’à ce qu’elle sorte de la sortie du capteur de pression.
Remplissez le capteur de pression avec de l’eau et rincez toutes les bulles du tube reliant le canal microfluidique et le capteur de pression. Fermez la sortie du capteur de pression avec les vis dédiées au capteur de pression. Remplissez le reste du canal microfluidique avec de l’eau désionisée.
Ensuite, placez un filtre de 1,2 micromètre sur la seringue du milieu de culture. Retirez la seringue à eau et connectez délicatement la seringue au tube microfluidique d’entrée. Après avoir monté la seringue sur la pompe à seringue, rincer le canal avec le milieu de culture à un débit de deux millilitres par heure pendant une heure.
Ensuite, réglez la pompe de la seringue sur le débit souhaité pendant l’expérience et réglez la lecture de pression des capteurs de pression à zéro. Ensuite, pipeter un millilitre de culture Bacillus subtilis NCIB 3610 d’une densité optique de 0,1 à une longueur d’onde de 600 nanomètres dans un flacon centrifuge de 1,5 millilitre. Pour charger la culture bactérienne dans le canal microfluidique, placez le tube de sortie dans le flacon de centrifugation et attendez cinq minutes pour éliminer les bulles d’air potentielles de la sortie du tube.
Une fois cela fait, prélever 150 microlitres de solution bactérienne à un débit d’un millilitre par heure jusqu’à ce que le canal microfluidique soit rempli de la culture bactérienne. Ensuite, retirez délicatement le filtre de la seringue du milieu de culture et placez la sortie dans le conteneur à déchets. Laisser les cellules bactériennes à écoulement nul dans le canal microfluidique pendant trois heures pour permettre leur fixation à la surface dans le milieu poreux.
Pour démarrer l’expérience, démarrez le flux en réglant la pompe de la seringue sur le débit souhaité et commencez la lecture de pression à un hertz avant d’acquérir les images des biofilms en croissance à l’intervalle de temps, à la configuration optique et au grossissement souhaités. Le processus de formation du biofilm a été visualisé à l’aide de la microscopie à fond clair, où les cellules bactériennes et le biofilm apparaissaient dans les images sous forme de pixels plus sombres. Au cours d’une expérience de 24 heures, le biofilm initialement cultivé de manière aléatoire a colonisé presque tout le milieu poreux.
La couverture de surface du biofilm s’est produite 10% plus rapidement à la plus petite taille de pores qu’à la plus grande taille de pores à 20 heures. La corrélation de la couverture de surface du biofilm avec l’accumulation de pression a montré que le colmatage dans le canal microfluidique de plus petite taille de pores entraînait une différence de pression plus élevée entre l’entrée et la sortie que dans le canal microfluidique de plus grande taille de pores. Les aspects les plus importants à retenir sont de mener l’expérience dans un environnement stable en température et de bien dégazer le dispositif microfluidique et les solutions afin d’éviter la formation de bulles.
Cette méthode permet des études systématiques de démêler les mécanismes fondamentaux de la croissance du biofilm dans les milieux poreux industriels et naturels en ce qui concerne l’influence du débit et de la taille des pores.
