Les auteurs tiennent à remercier Dagmar Dirvonskis pour son excellent soutien technique.

Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité national et institutionnel de protection des animaux (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblence, Allemagne, TVA G21-1-080). Les expériences ont été menées conformément aux directives ARRIVE. Pour cette étude, six porcs mâles allemands Landrace en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été utilisés. La chronologie expérimentale est résumée à la figure 1. Les détails relatifs à tous les matériaux et instruments utilisés dans ce protocole sont énumérés dans le tableau des matériaux.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig01.jpg"> Figure 1 : Chronologie expérimentale. Des mesures de santé de base ont été prises après la préparation de l’animal et une période de stabilisation de 30 minutes. L’endotoxémie a été induite par l’injection de LPS pendant 30 minutes et des mesures à 0 heure ont été prises après 30 minutes supplémentaires ; Après cela, les mesures horaires ont été poursuivies pendant 4 h. Abréviations : BLH = santé de base ; LPS = lipopolysaccharide. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
1. Préparation des animaux
<ol><li>Gardez les animaux dans leur environnement habituel le plus longtemps possible pour minimiser le stress. Retenir la nourriture pendant 6 heures avant l’administration de l’anesthésie, tout en laissant libre accès à l’eau.</li>
	<li>Sédater les animaux par injection intramusculaire d’azaperone (3 mg∙kg-1) et de midazolam (0,5 mg kg-1) alors qu’ils sont encore dans leur environnement normal.</li>
	<li>Une fois que la sédation fait effet, ce qui se produit généralement dans les 15 à 20 minutes suivant l’administration, transportez les porcs au laboratoire. REMARQUE : Il est crucial de s’assurer que la sédation continue est maintenue tout au long du transfert ; Selon la législature régionale, cela peut nécessiter la surveillance permanente d’un vétérinaire.</li>
	<li>Portez une attention particulière au maintien de la température corporelle normale des porcs (~38 °C) pendant le transport. Par exemple, envisagez de couvrir l’animal avec une couverture pour éviter l’hypothermie. REMARQUE : Il est important de limiter le temps de transport pour ne pas dépasser la durée de la sédation, qui varie généralement de 30 min à 60 min.</li>
	<li>Après la désinfection, établissez un accès intraveineux en insérant un cathéter de 22 G dans la veine auriculaire. Avant de procéder à tout autre mouvement du porc ou à l’induction de l’anesthésie, assurez-vous que le cathéter est solidement fixé pour éviter toute luxation par des mouvements brusques.</li>
	<li>Surveillez en permanence la saturation périphérique en oxygène à l’aide d’un capteur fixé à la queue ou à l’oreille.</li>
</ol>2. Anesthésie et ventilation mécanique
<ol><li>Administrer du fentanyl (4 μg kg-1) et du propofol (3 mg kg-1) par voie intraveineuse pour induire l’anesthésie.</li>
	<li>Placez le cochon en position couchée.</li>
	<li>Administrer de l’atracurium (0,5 mg kg-1) comme relaxant musculaire et commencer immédiatement une ventilation non invasive à l’aide d’un masque de ventilation pour chien. Placez le masque sur le museau et appliquez une pression ferme avec les pouces tout en tirant la mâchoire inférieure vers l’avant à l’aide du majeur/annulaire. Réglez le ventilateur sur les paramètres suivants : fraction d’oxygène inspiratoire (FiO2 ) = 100 %, volume courant = 6-8 mL kg-1, pression expiratoire positive (PEP) = 5 mbar, pression inspiratoire maximale ≤ 20 mbar, fréquence respiratoire = 18-20 min-1.</li>
	<li>Maintenez l’anesthésie en initiant une perfusion continue d’une solution d’électrolyte équilibrée (5 mL kg-1 h-1), de fentanyl (10 μg kg-1 h-1) et de propofol (6 mg kg-1 h-1).</li>
	<li>Effectuez une intubation endotrachéale à l’aide d’une sonde endotrachéale standard (ID 6-7 mm), d’un fil-guide et d’un laryngoscope équipé d’une lame Macintosh (taille 4).<ol><li>Demandez à un assistant d’ouvrir la bouche et de tenir la langue sur le côté gauche.</li>
		<li>Insérez la lame Macintosh jusqu’à ce que l’épiglotte soit visible. Ensuite, soulevez le laryngoscope vers le haut pour déplacer l’épiglotte ventralement et visualiser les cordes vocales. Parfois, l’épiglotte peut coller au palais mou ; Dans ce cas, mobilisez-le en glissant doucement sur le côté avec le tube ou une bougie.</li>
		<li>Insérez délicatement le tube endotrachéal dans les cordes vocales et retirez l’inducteur. Si vous rencontrez des difficultés, essayez de faire pivoter le tube sans appliquer de force excessive. Si nécessaire, utilisez un tube plus petit. Une fois le tube en place, gonflez le brassard avec 10 ml d’air.</li>
	</ol></li>
	<li>Connectez la sonde endotrachéale au ventilateur et lancez la ventilation. Confirmer le bon positionnement de la sonde en détectant le CO2 en fin d’expiration et en effectuant une auscultation bilatérale. Utilisez les réglages de ventilation suivants : FiO2 = 40 %, volume courant = 6-8 mL kg-1, PEP = 5 mbar, rapport inspiration/expiration = 1 :2, fréquence respiratoire = ajustée pour atteindre un niveau de CO2 en fin d’expiration de <45 mmHg, généralement 30-40 min-1 . REMARQUE : Si le tube a été mal placé dans l’œsophage, l’air gonflera l’estomac, provoquant un renflement visible. Dans de tels cas, retirez immédiatement la sonde, administrez une ventilation non invasive pendant 1 à 2 minutes et repositionnez correctement la sonde.</li>
	<li>Insérez une sonde gastrique pour prévenir le reflux ou les vomissements. Si l’insertion s’avère difficile, utilisez le laryngoscope pour obtenir une meilleure vue de l’entrée de l’œsophage.</li>
</ol>3. Instrumentation
<ol><li>Placer un cathéter artériel et un cathéter veineux central dans l’artère et la veine fémorales, respectivement, pour la surveillance hémodynamique et le traitement volumique intraveineux.</li>
	<li>Utilisez des bandages pour rétracter et sécuriser les pattes arrière, offrant un meilleur accès aux vaisseaux fémoraux.</li>
	<li>Préparez tout le matériel nécessaire avant l’instrumentation. Remplissez tous les cathéters avec une solution saline et assurez-vous d’un accès facile aux fils et aux cathéters pour minimiser le besoin de tentatives de cathétérisme multiples et de pertes de sang inutiles.</li>
	<li>Appliquez un désinfectant alcoolique sur la zone inguinale et essuyez-la avec un écouvillon stérile. Répétez ce processus deux fois. Appliquez à nouveau le désinfectant sans essuyer et attendez 3 min. Placez un champ fenêtré stérile sur la zone inguinale.</li>
	<li>Utilisez l’échographie pour identifier les vaisseaux sanguins fémoraux. Utilisez une technique de Seldinger guidée par échographie dans le plan pour le cathétérisme afin de minimiser les lésions tissulaires et la perte de sang.</li>
	<li>Visualisez l’artère fémorale longitudinalement. Percer l’artère avec une seringue attachée à l’aiguille pour une aspiration continue. Le sang rouge vif et pulsé confirme la ponction artérielle. Retirez la seringue et insérez le fil préparé. Retirez l’aiguille tout en laissant le fil en place.</li>
	<li>Répétez la même procédure pour la veine fémorale. La ponction veineuse est confirmée par du sang rouge foncé à écoulement lent.</li>
	<li>Confirmez le positionnement correct des deux fils en visualisant les deux vaisseaux fémoraux à l’aide d’ultrasons.</li>
	<li>Utilisez la technique de Seldinger pour insérer d’abord la gaine d’introduction artérielle, suivie de la gaine d’introduction veineuse. Confirmer le bon positionnement par l’analyse des gaz du sang des échantillons de sang prélevés dans les deux lignes.</li>
	<li>S’assurer que le sang peut être aspiré de toutes les lignes. Rincez toutes les lignes avec une solution saline pour éviter la formation de caillots.</li>
	<li>Fixez solidement les lignes à la peau à l’aide de sutures chirurgicales pour éviter la luxation.</li>
	<li>Connectez les cathéters artériels et veineux centraux à des transducteurs pour la mesure des paramètres hémodynamiques.</li>
	<li>Insérez un cathéter de sortie cardiaque à contour de pouls (PiCCO) dans la gaine d’introduction artérielle et connectez-le au transducteur de pression artérielle et au câble d’interface de température du moniteur PiCCO.</li>
	<li>Connectez un cathéter Swan-Ganz à un transducteur.<ol><li>Tout en mesurant continuellement la pression, insérez le cathéter dans la gaine centrale de l’introducteur veineux. Gonflez le ballonnet après environ 30 cm, lorsqu’une courbe de pression veineuse centrale devient visible.</li>
		<li>Avancez lentement le cathéter tout en surveillant la courbe de pression. Lorsque le cathéter pénètre dans le ventricule droit, recherchez une courbe de pouls avec une valeur systolique élevée et une valeur diastolique faible. L’avancement du cathéter se traduira par une valeur systolique constante et une valeur diastolique accrue, indiquant un placement dans l’artère pulmonaire.</li>
		<li>Fixez le cathéter dans cette position (généralement entre 50 et 70 cm). Connectez le capteur de température d’injection du système PiCCO à la lumière proximale du cathéter Swan-Ganz.</li>
	</ol></li>
	<li>Rasez le front du porc et appliquez l’électrode adhésive du capteur pour mesurer la saturation régionale en oxygène cérébrale.</li>
	<li>Après l’induction de l’anesthésie et l’instrumentation, laisser l’animal se stabiliser pendant 30 minutes ou jusqu’à ce que les paramètres hémodynamiques se soient stabilisés avant d’effectuer des mesures de base et d’induire un choc endotoxémique.</li>
</ol>4. Induction de choc
REMARQUE : Lorsque vous travaillez avec LPS, portez toujours des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Évitez tout contact direct avec le LPS.
<ol><li>Préparer une solution de LPS à une concentration de 100 μg mL-1 en dissolvant 5 mg de LPS dans 50 mL de NaCl à 0,9 %.</li>
	<li>Obtenez des mesures hémodynamiques de base immédiatement avant de commencer la perfusion de LPS.</li>
	<li>Administrer une dose de 150 μg kg-1 de LPS pendant 30 minutes (équivalent à un débit de perfusion continu de 300 μg kg-1∙h-1 pendant 30 min).</li>
	<li>Après 30 min, réduire le débit de perfusion à 15 μg∙kg-1∙h-1 pour le reste de l’expérience.</li>
	<li>Surveillez en permanence les paramètres hémodynamiques, y compris la pression artérielle artérielle et pulmonaire, la fréquence cardiaque et les paramètres de ventilation. Surveillez la température corporelle en permanence pour maintenir la normothermie.</li>
</ol>5. Traitement de l’instabilité hémodynamique
<ol><li>Lorsque la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg, utilisez PiCCO pour mesurer l’indice cardiaque (IC), l’indice global de volume diastolique (GEDI) et l’indice d’eau pulmonaire extravasculaire (ELWI). Traitez l’hypotension artérielle selon les recommandations de l’organigramme de la figure 2.<ol><li>Sur le moniteur PiCCO, appuyez sur le bouton de thermodilution (TD).</li>
		<li>Appuyez sur le bouton d’entrée de la pression veineuse centrale (CVP) et entrez la valeur CVP actuelle.</li>
		<li>Appuyez sur le bouton Démarrer .</li>
		<li>Lorsque vous le demandez, injectez 10 mL de solution saline froide dans le capteur de température d’injection connecté au cathéter Swan-Ganz. REMARQUE : N’injectez rien d’autre directement avant ou pendant la mesure PiCCO car cela compromettrait la mesure.</li>
	</ol></li>
	<li>Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, traiter l’instabilité hémodynamique selon l’organigramme de la figure 2. Si la charge volumique est recommandée, perfuser rapidement 200 mL de solution d’électrolyte équilibré. Si un traitement par catécholamines est recommandé, augmenter le débit de perfusion de noradrénaline de 1 μg kg-1 h-1.</li>
	<li>Répétez ce processus chaque fois que la pression artérielle moyenne tombe en dessous de 60 mmHg. En cas d’instabilité hémodynamique sévère, optez pour une escalade rapide du traitement.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66039/66039fig02.jpg"> Figure 2 : Traitement de l’instabilité hémodynamique guidé par PiCCO. Après avoir obtenu des mesures pour l’IC, le GEDI et l’ELWI, appliquer le traitement conformément au tableau. Cette figure a été adaptée du guide de l’utilisateur12 de PiCCO. Abréviations : PiCCO = débit cardiaque du contour du pouls ; V+ = charge volumique ; chat = traitement par catécholamines ; V- = réduction du volume ; IC = indice cardiaque ; GEDI = indice global de volume de fin de diastolique ; ELWI = indice d’eau pulmonaire extravasculaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66039/66039fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
6. Fin de l’expérience et euthanasie
<ol><li>Injecter 0,5 mg de fentanyl par voie intraveineuse. Attendez 5 min. Injecter 200 mg de propofol.</li>
	<li>Euthanasier le porc par injection rapide de 40 mL de chlorure de potassium 1 M par voie veineuse centrale.</li>
</ol>

Induction de l’endotoxémie dépendante du dosage chez le porc par perfusion de LPS

<ol>
	<li>Vincent, J. -. L., Jones, G., David, S., Olariu, E., Cadwell, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequency+and+mortality+of+septic+shock+in+Europe+and+North+America:+a+systematic+review+and+meta-analysis.">Frequency and mortality of septic shock in Europe and North America: a systematic review and meta-analysis.</a> Critical Care. 23 (1), 196 (2019).</li><li>Reinhart, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recognizing+sepsis+as+a+Global+Health+Priority+-+A+WHO+Resolution.">Recognizing sepsis as a Global Health Priority - A WHO Resolution.</a> New England Journal of Medicine. 377 (5), 414-417 (2017).</li><li>Cecconi, M., Evans, L., Levy, M., Rhodes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sepsis+and+septic+shock.">Sepsis and septic shock.</a> The Lancet. 392 (10141), 75-87 (2018).</li><li>Font, M. D., Thyagarajan, B., Khanna, A. 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S., Lowry, S. F., Calvano, S. E., Remick, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammation+and+the+host+response+to+injury+investigators+acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Inflammation and the host response to injury investigators acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Dickson, K., Lehmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+response+to+different+toxins+in+experimental+sepsis+models.">Inflammatory response to different toxins in experimental sepsis models.</a> International Journal of Molecular Sciences. 20 (18), 4341 (2019).</li><li>Bassols, A., Costa, C., Eckersall, P. 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Getinge Deutschland GmbH PiCCO Technologie Erweitertes h&#228;modynamisches Monitoring auf h&#246;chstem Niveau Available from: <a target="_blank" href="https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf">https://www.getinge.com/dam/hospital/documents/german/picco_haemodynamisches_monitoring_broschuere-de-non_us.pdf</a> (2023)</li><li>Breslow, M. J., Miller, C. F., Parker, S. D., Walman, A. T., Traystman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+vasopressors+on+organ+blood+flow+during+endotoxin+shock+in+pigs.">Effect of vasopressors on organ blood flow during endotoxin shock in pigs.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 252 (2), H291-H300 (1987).</li><li>Fink, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+and+mesenteric+O2+metabolism+in+endotoxic+pigs:+effect+of+ibuprofen+and+meclofenamate.">Systemic and mesenteric O2 metabolism in endotoxic pigs: effect of ibuprofen and meclofenamate.</a> Journal of Applied Physiology. 67 (5), 1950-1957 (1989).</li><li>Lado-Abeal, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipopolysaccharide+(LPS)-induced+septic+shock+causes+profound+changes+in+myocardial+energy+metabolites+in+pigs.">Lipopolysaccharide (LPS)-induced septic shock causes profound changes in myocardial energy metabolites in pigs.</a> Metabolomics. 14 (10), 131 (2018).</li><li>Park, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+fecal+peritonitis-induced+sepsis+in+a+porcine+model.">Characterization of fecal peritonitis-induced sepsis in a porcine model.</a> The Journal of Surgical Research. 244, 492-501 (2019).</li><li>Jarkovska, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+rate+variability+in+porcine+progressive+peritonitis-induced+sepsis.">Heart rate variability in porcine progressive peritonitis-induced sepsis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 412 (2015).</li><li>Kohoutova, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vagus+nerve+stimulation+attenuates+multiple+organ+dysfunction+in+resuscitated+porcine+progressive+sepsis.">Vagus nerve stimulation attenuates multiple organ dysfunction in resuscitated porcine progressive sepsis.</a> Critical Care Medicine. 47 (6), e461-e469 (2019).</li><li>Vintrych, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+sepsis,+with+a+special+focus+on+large+animal+models+of+porcine+peritonitis+and+bacteremia.">Modeling sepsis, with a special focus on large animal models of porcine peritonitis and bacteremia.</a> Frontiers in Physiology. 13, 1094199 (2022).</li><li>Stengl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+L-type+calcium+current+in+ventricular+myocytes+from+pigs+with+hyperdynamic+septic+shock.">Reduced L-type calcium current in ventricular myocytes from pigs with hyperdynamic septic shock.</a> Critical Care Medicine. 38 (2), 579-587 (2010).</li></ol>

Le dispositif NIRS a été fourni inconditionnellement par Medtronic PLC, États-Unis, à des fins de recherche expérimentale. Alexander Ziebart a reçu des frais de conférence de Medtronic PLC. Aucun des auteurs ne signale de conflits d’intérêts financiers ou autres. Le manuscrit a été relu et édité par ChatGPT® (Python Software, version : 24 mai 2023).

Nous présentons un protocole d’induction d’endotoxémie expérimentale chez le porc par perfusion de LPS, visant à induire de manière fiable les changements couramment observés dans le sepsis et le choc septique. Plusieurs étapes critiques doivent être prises en compte dans ce protocole. Une sédation adéquate des porcs avant le transport est cruciale pour éviter l’élévation des taux de catécholamines induite par le stress, ce qui pourrait potentiellement compromettre les résultats. L’intubation des p...

La septicémie et le choc septique figurent parmi les principales causes de mortalité chez les patients recevant un traitement en soins intensifs 1,2,3. La septicémie survient lorsqu’une infection déclenche une réponse immunitaire déréglée entraînant une défaillance multiviscérale. Elle se caractérise par des symptômes potentiellement mortels, notamment une instabilité hémodynamique, une détresse respiratoire, une insuffisance hépatique et rénale, ainsi que des troubles cognitifs 4,5. Le choc septique représente un sous-ensemble de la septicémie avec des symptômes particulièrement graves qui augmentent considérablement la mortalité. Ces symptômes comprennent une hypotension persistante nécessitant un traitement vasopresseur et un taux de lactate sérique supérieur à 2 mmol∙L-1 4,5. Les taux de mortalité chez les patients atteints de choc septique ont été estimés à 40 %, même avec un traitement hospitalier 1,3,5. 
Les bactéries à Gram négatif, telles que Pseudomonas et Escherichia coli, provoquent souvent des infections déclenchant cette réponse immunitaire déréglée4. Les mécanismes physiopathologiques sous-jacents sont complexes et ne sont pas encore entièrement compris. Un aspect bien décrit concerne l’activation de récepteurs de type Toll sur les cellules immunitaires par des motifs moléculaires associés à des agents pathogènes (PAMP), conduisant à la libération de cytokines telles que le facteur de nécrose tumorale alpha (TNFα) ou l’interleukine 1 (IL 1)4. L’un de ces PAMP est le lipopolysaccharide (LPS), qui constitue un composant de la membrane cellulaire chez les bactéries à Gram négatif6. Le LPS a été utilisé dans des modèles animaux pour induire une endotoxémie et un choc endotoxémique 7,8.
Les modèles animaux fournissent un cadre contrôlé et standardisé pour développer et étudier de nouvelles stratégies de traitement. En raison de son anatomie, de sa physiologie immunologique et de ses paramètres hémodynamiques similaires, le modèle porcin est particulièrement bien adapté à l’étude des effets du choc endotoxémique 9,10. De plus, les équipements médicaux standard couramment utilisés chez les patients humains peuvent être facilement appliqués chez les porcs en raison de la taille similaire de leurs voies respiratoires et de leurs vaisseaux sanguins, ce qui facilite l’instrumentation et la surveillance hémodynamique.
Avec ce protocole, nous fournissons un modèle expérimental de choc endotoxémique chez les porcs par perfusion intraveineuse de LPS dérivé d’E. coli. Pour surveiller les effets, nous avons mesuré les paramètres hémodynamiques et pulmonaires, notamment la pression artérielle, la fréquence cardiaque, la saturation périphérique en oxygène, la pression artérielle pulmonaire et la pression des voies respiratoires. Pour évaluer l’influence de l’endotoxémie sur l’apport en oxygène cérébral, nous avons utilisé la spectrométrie proche infrarouge (NIRS). Avec cette méthode, la saturation cérébrale en oxygène peut être évaluée via une électrode adhésive appliquée sur le front11.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Atracurium Hikma 50 mg/5mL</td>
			<td>Hikma Pharma GmbH, Martinsried</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azaperone (Stresnil) 40 mg/mL</td>
			<td>Lilly Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Discardit II Spritze 2, 5, 10, 20 mL</td>
			<td>Becton Dickinson S.A. Carretera, Mequinenza Fraga, Spain</td>
			<td>syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Luer Connecta&#160;</td>
			<td>Becton Dickinson Infusion Therapy, AB Helsingborg, Schweden</td>
			<td>3-way-stopcock</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curafix i.v. classics</td>
			<td>Lohmann &#38; Rauscher International GmbH &#38; Co. KG, Rengsdorf, Germany</td>
			<td>Cannula retention dressing</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Datex Ohmeda S5</td>
			<td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland</td>
			<td>hemodynamic monitor</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Engstr&#246;m Carestation</td>
			<td>GE Heathcare, Madison USA</td>
			<td>ventilator</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl-Janssen 0.05 mg/mL</td>
			<td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td>
			<td>fentanyl</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>F&#252;hrungsstab, Durchmesser 4.3</td>
			<td>R&#252;sch</td>
			<td>endotracheal tube introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incetomat-line 150 cm</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td>perfusor line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intrafix Primeline</td>
			<td>B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Infusion line</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Introducer sheath 5 Fr.</td>
			<td>Terumo Healthcare</td>
			<td>arterial introducer&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>INVOS</td>
			<td>Medtronic, Dublin, Ireland</td>
			<td>near infrared spectrometry</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JOZA Einmal Nitril Untersuchungshandschuhe&#160;</td>
			<td>JOZA, M&#252;nchen, Germany</td>
			<td>disposable gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laryngoscope, 45.48.50, KL 2000</td>
			<td>Medicon</td>
			<td>Laryngoscope handle</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Littmann Classic III Stethoscope</td>
			<td>3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany</td>
			<td>stethoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LPS (E. coli; Serotype O111:B4)</td>
			<td>Sigma-Aldrich, Switzerland</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MAC Two-Lumen Central venous access set</td>
			<td>Arrow international inc. Reading, PA, USA</td>
			<td>venous introducer</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Maimed Vlieskompresse</td>
			<td>Maimed GmbH, Neuenkirchen, Germany</td>
			<td>Fleece compress to fix the tongue</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS Adtx SpO2 sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>saturation clip for the tail</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo LNCS TC-I SpO2 ear clip sensor</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>Saturation clip for the ear</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masimo Radical 7</td>
			<td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td>
			<td>periphereal oxygen saturation&#160;&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam 15 mg/3 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midmark Canine Mask Small Plastic with Diaphragm FRSCM-0005</td>
			<td>Midmark Corp., Dayton, Ohio, USA</td>
			<td>dog ventilation mask</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monocryl surgical suture</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson, Belgium</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>saline solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9 %</td>
			<td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octeniderm farblos</td>
			<td>Sch&#252;lke &#38; Mayr GmbH, Nordenstedt, Germany</td>
			<td>Alcoholic disinfectant</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Original Perfusor syringe 50 mL</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>perfusor syringe</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PA-Katheter Swan Ganz 7.5 Fr 110 cm</td>
			<td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA</td>
			<td>Swan-Ganz catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusor FM Braun</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>syringe pump</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PiCCO catheter</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride 1 M</td>
			<td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol 2% 20 mg/mL (50 mL flasks)</td>
			<td>Fresenius, Kabi Deutschland, GmbH</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulse-contour continous cardiac output System PiCCO2</td>
			<td>PULSION Medical Systems SE, Feldkirchen, DE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>R&#252;schelit Super Safety Clear &#62;ID 6/6.5 /7.0 mm</td>
			<td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia</td>
			<td>endotracheal tube</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem</td>
			<td>Sonosite Bothell, WA, USA&#160;</td>
			<td>ultrasound&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Macintosh Gr&#246;&#223;e 4</td>
			<td>Welch Allyn69604</td>
			<td>blade for laryngoscope</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterofundin</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany</td>
			<td>Balanced electrolyte solution</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasco OP sensitive&#160;</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>sterile gloves</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vasofix Safety 22 G-16 G</td>
			<td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td>
			<td>venous catheter</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VBM Cuff Manometer</td>
			<td>VBM Medizintechnik GmbH, Sulz a.N., Germany&#160;</td>
			<td>cuff pressure gauge</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

lipopolysaccharide infusion as a porcine endotoxemic shock model

La septicémie et le choc septique sont fréquemment rencontrés chez les patients traités dans les unités de soins intensifs (USI) et figurent parmi les principales causes de décès chez ces patients. Elle est causée par une réponse immunitaire déréglée à une infection. Même avec un traitement optimisé, les taux de mortalité restent élevés, ce qui rend nécessaire de mieux comprendre la physiopathologie et de nouvelles options de traitement. Le lipopolysaccharide (LPS) est un composant de la membrane cellulaire des bactéries à Gram négatif, qui sont souvent responsables d’infections provoquant une septicémie et un choc septique. 
La gravité et la mortalité élevée de la septicémie et du choc septique rendent impossibles les études expérimentales standardisées chez l’homme. Ainsi, un modèle animal est nécessaire pour des études ultérieures. Le cochon est particulièrement bien adapté à cet effet car il ressemble beaucoup aux humains en anatomie, physiologie et taille. 
Ce protocole fournit un modèle expérimental pour le choc endotoxémique chez les porcs par perfusion de LPS. Nous avons pu induire de manière fiable des changements fréquemment observés chez les patients en choc septique, notamment une instabilité hémodynamique, une insuffisance respiratoire et une acidose. Cela permettra aux chercheurs d’obtenir des informations précieuses sur cette condition très pertinente et d’évaluer de nouvelles approches thérapeutiques dans un cadre expérimental.

Sepsis and septic shock rank among the leading causes of mortality in patients receiving intensive care treatment1,2,3. Sepsis arises when an infection triggers a dysregulated immune response resulting in multiorgan failure. It is characterized by life-threatening symptoms, including hemodynamic instability, respiratory distress, hepatic and renal failure, as well as cognitive impairment4,5. Septic shock represents a subset of sepsis with particularly severe symptoms that significantly increase mortality. These symptoms include persistent hypotension requiring vasopressor therapy and a serum lactate level exceeding 2 mmol&#8729;L-1&#160;4,5. Mortality rates in patients with septic shock have been estimated as high as 40%, even with hospital treatment1,3,5.
Gram-negative bacteria, such as Pseudomonas and Escherichia coli, often cause infections triggering this dysregulated immune response4. The underlying pathophysiological mechanisms are complex and not yet fully understood. One well-described aspect involves the activation of Toll-like receptors on immune cells by pathogen-associated molecular patterns (PAMPs), leading to the release of cytokines such as tumor necrosis factor-alpha (TNF&#945;) or Interleukin 1 (IL 1)4. One of these PAMPs is lipopolysaccharide (LPS), which constitutes a component of the cell membrane in gram-negative bacteria6. LPS has been employed in animal models to induce endotoxemia and endotoxemic shock7,8.
Animal models provide a controlled and standardized setting to develop and investigate novel treatment strategies. Due to its similar anatomy, immunological physiology, and comparable hemodynamic parameters, the pig model is particularly well-suited for studying the effects of endotoxemic shock9,10. Furthermore, standard medical equipment commonly used in human patients can be readily applied in pigs due to the similar size of their airways and blood vessels, facilitating instrumentation and hemodynamic monitoring.
With this protocol, we provide an experimental model for endotoxemic shock in pigs by intravenously infusing LPS derived from E. coli. To monitor the effects, we measured hemodynamic and pulmonary parameters, including arterial blood pressure, heart rate, peripheral oxygen saturation, pulmonary arterial pressure, and airway pressure. To evaluate the influence of endotoxemia on cerebral oxygen supply, we used near-infrared spectrometry (NIRS). With this method, the cerebral oxygen saturation can be evaluated via an adhesive electrode applied to the forehead11.

Pleins feux sur l’auteur : Induction d’un choc endotoxémique expérimental chez le porc pour l’étude de l’insuffisance hémodynamique et respiratoire

Perfusion de lipopolysaccharides comme modèle de choc endotoxémique porcin

With this protocol, we induce experimental endotoxemic shock in pigs. We were able to reliably cause symptoms of endotoxemia, such as hemodynamic instability and respiratory failure. Lipopolysaccharide is a toxic substance.When working with lipopolysaccharide, it is essential always to wear gloves, protective goggles, a mask, and a lab coat. This protocol provides an easy and reliable way to induce endotoxemia. Because of their similar anatomy and physiology, pigs are particularly well-suited for this kind of research as standard medical equipment may be used.Using this protocol, we will be able to study the effects of different ventilation strategies in respiratory failure and lung damage during endotoxemic shock.

Pour cette étude, six porcs mâles en bonne santé âgés de 2 à 3 mois et pesant 30 à 35 kg ont été anesthésiés et ont reçu une perfusion de lipopolysaccharide (LPS) pour induit une endotoxémie. Pour déterminer la dose appropriée de LPS nécessaire pour induire systématiquement des symptômes de choc, les porcs ont reçu diverses doses d’induction de LPS allant de 100 μg kg-1 à 200 μg kg-1 sur une période de 30 minutes, suivies d’une dose d’entretien de 1/10 de la dose initial...

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Nous fournissons un protocole pour un modèle expérimental de choc endotoxémique chez le porc par perfusion de lipopolysaccharide.

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

Avec ce protocole, nous induisons un choc endotoxémique expérimental chez les porcs. Nous avons pu provoquer de manière fiable des symptômes d’endotoxémie, tels que l’instabilité hémodynamique et l’insuffisance respiratoire. Le lipopolysaccharide est une substance toxique.Lorsque vous travaillez avec des lipopolysaccharides, il est essentiel de toujours porter des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Ce protocole offre un moyen simple et fiable d’induire une endotoxémie. En raison de leur anatomie et de leur physiologie similaires, les porcs sont particulièrement bien adaptés à ce type de recherche car des équipements médicaux standard peuvent être utilisés.Grâce à ce protocole, nous pourrons étudier les effets de différentes stratégies de ventilation sur l’insuffisance respiratoire et les lésions pulmonaires lors d’un choc endotoxémique.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

561 vues.  University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University. Avec ce protocole, nous induisons un choc endotoxémique expérimental chez les porcs. Nous avons pu provoquer de manière fiable des symptômes d’endotoxémie, tels que l’instabilité hémodynamique et l’insuffisance respiratoire. Le lipopolysaccharide est une substance toxique.Lorsque vous travaillez avec des lipopolysaccharides, il est essentiel de toujours porter des gants, des lunettes de protection, un masque et une blouse de laboratoire. Ce protocole offre un moyen simple ...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Induction d’un choc endotoxémique expérimental chez le porc pour l’étude de l’insuffisance hémodynamique et respiratoire

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Recherche

Médecine

Instrumentation and Monitoring Techniques in Femoral Vascular Access for Hemodynamic Assessment in a Porcine Model

To begin, place the anesthetized pig supine on a working platform. Apply an alcoholic disinfectant to the inguinal area and wipe it with a sterile swab. Then apply disinfectant and wait three minutes before placing a sterile fenestrated drape over the inguinal area.Using ultrasound, identify the femoral blood vessels and visualize them longitudinally. Next, puncture the femoral vein with a syringe attached to the needle and confirm venous puncture with slow-flowing, dark red blood. Insert the wire into the vein and remove the needle while leaving the wire in place.Then puncture the artery with a syringe attached to the needle for continuous aspiration. Confirm the arterial puncture with bright red, pulsating blood. Remove the syringe from the artery and insert the prepared wire.Then remove the needle while leaving the wire in place. Using ultrasound, visualize the femoral vessels to confirm the correct positioning of both wires. Next, use Seldinger's technique to insert the arterial introducer sheath into the femoral artery, and the venous introducer sheath into the femoral vein.To confirm proper positioning, draw the blood from the arterial and central venous lines for blood gas analysis. Next, flush the lines with saline to prevent clot formation. Secure the lines to the skin using surgical sutures to prevent dislocation.Connect the arterial and central venous lines to transducers for hemodynamic measurements. Insert a pulse contour cardiac output, or PICO catheter, into the arterial introducer sheath. Connect the catheter to the arterial pressure transducer and the temperature interface cable of the PICO monitor.While continuously measuring pressure, insert the Swan-Ganz catheter into the central venous inducer sheath. Inflate the balloon once the catheter is inserted approximately 30 centimeters, and upon the appearance of a central venous pressure curve. Slowly advance the catheter into the central venous introducer sheath while monitoring the pressure curve.Once the catheter enters the right ventricle, examine for a pulse curve with a high systolic and low diastolic value. To confirm the placement of the catheter in the pulmonary artery, advance the catheter further and look for a consistent systolic and an increased diastolic value. Fix the catheter in position and connect the injectate temperature sensor of the PICO system to the proximal lumen of the Swan-Ganz catheter.

Instrumentation et techniques de surveillance de l’accès vasculaire fémoral pour l’évaluation hémodynamique dans un modèle porcin

Shock Induction and Treatment of Hemodynamic Instability in a Porcine Model Using LPS Infusion and PiCCO Monitoring

After inserting the Swan-Ganz catheter into the pulmonary artery, allow the anesthetized pig to stabilize for 30 minutes. Then obtain the baseline hemodynamic measurements. Administer 150 micrograms per kilogram of lipopolysaccharide or LPS for 30 minutes.Monitor the hemodynamic parameters such as arterial and pulmonary arterial blood pressure, heart rate, and ventilation. Then monitor the hemodynamic parameters at an LPS infusion rate of 15 micrograms per kilogram per hour. On the PiCCO monitor, press the thermodilution button, then press the button for central venous pressure or CVP input, and enter the current CVP value before pressing the Start button.When prompted, inject 10 milliliters of cold saline solution into the injectate temperature sensor connected to the Swan-Ganz catheter. After measuring cardiac index, global end-diastolic index, and extravascular lung water index, apply hemodynamic instability treatment according to the flow chart. In case of volume loading, rapidly infuses 200 milliliters of balanced electrolyte solution.For catecholamine therapy, increase the norepinephrine infusion rate by one microgram per kilogram per hour. Mean arterial blood pressure decreased following LPS infusion, but was maintained above 60 millimeters of mercury through fluid resuscitation or norepinephrine infusion. The animals demonstrated a decrease in cardiac index and an increase in heart rate, indicating hemodynamic instability during the shock state.Lung damage was indicated by a decrease in the partial pressure of oxygen and the arterial blood inspiratory oxygen fraction ratio, and an increase in pulmonary artery pressure. Cerebral oxygenation also decreased following the induction of shock. The animals also exhibited acidosis and increasing lactate levels.