JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הדמיה פונקציונלית וכמות של מחסני שומן תרמוגניים בעכברים באמצעות גישה מבוססת הדמיה מיקרו-PET /MR.

Abstract

אדיפוציטים חומים ובז ' מוכרים כיום כמטרות טיפוליות פוטנציאליות להשמנת יתר ותסמונות מטבוליות. שיטות הדמיה מולקולרית לא פולשניות חיוניות כדי לספק תובנות קריטיות על מחסני שומן תרמוגניים אלה. כאן, הפרוטוקול מציג שיטה מבוססת הדמיה PET / MR כדי להעריך את הפעילות של אדיפוציטים חומים בז 'ברקמת שומן חום interscapular עכבר (iBAT) ורקמת שומן לבן תת עורית מפשעתית (iWAT). הדמיה וכימות של מחסני השומן התרמוגניים הושגו באמצעות [18F]FDG, אנלוגי הגלוקוז שאינו ניתן למטבוליזם, כמכשיר הרדיו, בשילוב עם המידע האנטומי המדויק שסופק על ידי הדמיית MR. הדמיית PET/MR נערכה 7 ימים לאחר התאקלמות קרה וכמות של [18F]FDG אות במחסני שומן שונים נערכה כדי להעריך את הגיוס היחסי של רקמות שומן תרמוגניות. הסרת iBAT הגדילה באופן משמעותי את ספיגת הקור [18F]FDG ב- iWAT של העכברים.

Introduction

בתגובה לצרכים תזונתיים משתנים, רקמת שומן משמשת מטמון אנרגיה לאמץ או אחסון שומנים בדם או מצב גיוס כדי לענות על הצרכים של הגוף1. יתר על כן, רקמת שומן גם משחק פונקציה מרכזית thermoregulation, באמצעות תהליך הנקרא thermogenesis לא רועד, המכונה גם thermogenesis הפקולטי. זה מושגת בדרך כלל על ידי רקמת השומן החומה (BAT), המבטאת רמה שופעת של חלבון ממברנת המיטוכונדריה uncoupling חלבון 1 (UCP1). כנשא פרוטונים, UCP1 מייצר חום על ידי ניתוק הובלת הפרוטונים וייצור ה- ATP2. עם גירוי קר, thermogenesis ב BAT מוגדר בתנועה על ידי הפעלה של מערכת העצבים הסימפתטית (SNS), ואחריו שחרור של נוראדרנלין (NE). NE נקשר לקולטנים β3 adrenergic ומוביל להעלאת AMP מחזורי תאי (המחנה). כתוצאה מכך, מעורבות תלויתamp/PKA של CREB (חלבון מחייב אלמנט תגובהamp) מגרה שעתוק Ucp1 באמצעות איגוד ישיר על רכיבי תגובת CREB (CRE)2. בנוסף BAT, adipocytes דמוי חום נמצאים גם בתוך רקמת שומן לבן ולכן נקראים בז 'או ברית (חום-לבן) תאים1,3. בתגובה לגירויים ספציפיים (כגון קור), תאי בז' שקטים אלה שופצו כדי להציג תכונות מרובות דמויי חום, כולל טיפות שומנים רב-לשוניות, מיטוכונדריה צפופה, וביטוי UCP1 מוגבר 3,4,5.

מחקרים שנעשו בבעלי חיים הראו כי אדיפוציטים חומים ובז' יש יתרונות מטבוליים מרובים מעבר לאפקט הפחתת השומן שלה, כולל רגישות לאינסולין, להורדת שומנים בדם, אנטי דלקת, ואנטי טרשת עורקים6,7. אצל בני אדם, כמות השומן הבז'/חום מתואמת הפוך עם הגיל, מדד העמידות לאינסולין והפרעות לב-ריאה8. יתר על כן, הפעלה של adipocytes בז '/חום בבני אדם על ידי התאקלמות קרה או אגוניסט קולטן adrenergic β3 מעניק הגנה מפני סדרה של הפרעות מטבוליות4,9,10. פיסות אלה של ראיות באופן קולקטיבי מצביעות על כך אינדוקציה של רקמת שומן חום בז 'היא אסטרטגיה טיפולית פוטנציאלית לניהול השמנת יתר וסיבוכים רפואיים הקשורים אליה8.

מעניין, למרות שהם חולקים פונקציה דומה, adipocytes בז 'וחום קלאסי נגזרים מבשרים שונים ומופעלים על ידי מנגנונים חופפים אך ברורים1. לכן, בהדמיית vivo וכימות של אדיפוציטים חומים ובז 'חיוניים כדי להשיג הבנה טובה יותר של השליטה המולקולרית של רקמות שומן אלה. נכון לעכשיו 18F-fluorodeoxyglucose ([18F]FDG) סריקת טומוגרפיה פליטת פוזיטרונים (PET) בשילוב עם טומוגרפיה ממוחשבת (CT) נשאר תקן הזהב לאפיון של תאים חומים תרמוגניים בז 'במחקרים קליניים8. הדמיית תהודה מגנטית (MRI) משתמשת בשדות מגנטיים רבי עוצמה ובפולסים בתדרי רדיו כדי לייצר מבנים אנטומיים מפורטים. בהשוואה לסריקת CT, MRI מייצר תמונות של איברים ורקמות רכות ברזולוציה גבוהה יותר. להלן פרוטוקול להדמיה וכימות של אדיפוסים חום ובז ' פונקציונליים במודלים של עכבר לאחר התאקלמות לחשיפה לקור, דרך נפוצה ואמינה ביותר לגרום להשחמה בשומן. שיטה זו יכולה להיות מיושמת כדי לאפיין את מחסני שומן thermogenic במודלים בעלי חיים קטנים עם דיוק גבוה.

Protocol

הפרוטוקול המתואר להלן עוקב אחר הנחיות הטיפול בבעלי חיים של אוניברסיטת הונג קונג. בעלי החיים ששימשו במחקר היו עכברי C57BL/6J בני 8 שבועות.

1. הליכים כירורגיים בבעלי חיים ואתגר קור

  1. בצעו ניתוח BAT (iBAT) אינטרסקולרי.
    1. מרדים את העכברים על ידי הזרקה תוך-פריטטונית של קטמין/קסילאזין (100 מ"ג/ק"ג קטמין במשקל גוף ו-10 מ"ג/ק"ג ק"ג ק"ג קסילאזין במשקל גוף). לאחר הרדמה, לגלח את השיער של העכבר מהצוואר ממש מתחת לעצם השכם.
    2. מניחים את העכברים על כרית החימום לאחר חיטוי ולעשות חתך 2 ס"מ לאורך קו האמצע הגבי של העכברים.
    3. הסר את רפידות iBAT (דו צדדי). בקבוצה המופעלת בלוף, לעשות את אותו חתך אבל להשאיר את רפידות iBAT ללא פגע.
    4. סגור את החתך באמצעות 7 מ"מ פצע נירוסטה קליפים לאחר הדימום מפסיק.
    5. לאחר הניתוח, יש לתת meloxicam (5 מ"ג/ק"ג במי שתייה) לעכברים למשך 6 ימים ולשכן אותם ביחידה לטיפול נמרץ (טיפול נמרץ) למשך 14 יום. הסר את הקליפים ברגע הפצע נרפא (7-10 ימים).
  2. אתגר קר של העכברים: לשכן את העכברים בתרמונוטרליות (30 °C (30 °F) במשך 14 ימים. ביום 13, מראש לצנן את כלובי בעלי החיים בקור (6 °F ) לילה. ביום 14, לשים את העכברים ב 6 °C (6 °F) בתא הסביבתי במשך 7 ימים. שים שני עכברים בכל כלוב.

2. כיול מיקרו-PET/MR והגדרת זרימת עבודה

הערה: הדמיית Micro-PET/MR מתבצעת באמצעות מערכת PET/MR רציפה (ראה טבלת חומרים). כל עכבר ממוקם על מיטת ההדמיה; סריקה ראשונה עם ה- MR לקבלת הפניה אנטומית (תצוגת סקאוט) לפני התקדמות למרכז שדה הראייה PET (FOV) לקבלת רכישה סטטית [18F]FDG PET, ואחריה הדמיית MR לעיון אנטומי. זרימת עבודה של הדמיה נוצרת בתוכנת הפעלת הסורק (ראה טבלת חומרים) כדי לאפשר סריקות PET/MR אוטומטיות ורציפות לפני הפעלת ההדמיה.

  1. צור זרימת עבודה של הדמיה בתוכנת ההפעלה הכוללת רכישת PET סטטית, רכישות MRI לתיקון הנחתה, והפניה אנטומית באמצעות הדמיה תלת-ממדית T1-weigthed והדמיה דו-ממדית משוקללת T2, בהתאמה.
  2. כדי לרכוש PET, להגדיר 400-600 qV רמה אפליה, איזוטופ מחקר F-18, מצב צירוף מקרים 1-5 וסריקות 20 דקות.
  3. כדי לרכוש MR משוקלל T1 (לתיקון הנחתה), הגדר את Gradient Echo-3D (TE = 4.3 אלפיות השנייה, TR = 16 אלפיות השנייה, FOV = 90 x 60 מ"מ, מספר הערעורים (NEX) = 3, 28 פרוסות בעובי 0.9 מ"מ, גודל voxel = 0.375 x 0.375 x 0.375 x 0.9 מ"מ).
  4. כדי לרכוש MR משוקלל T2 (הפניה אנטומית), הגדר הד ספין מהיר 2D (TE = 71.8 אלפיות השנייה, TR = 3000 אלפיות השנייה, FOV = 90 x 60 מ"מ, NEX = 5, 32 פרוסות עם עובי 0.9 מ"מ, גודל voxel = 0.265 x 0.268 x 0.268 x 0.9 מ"מ3).
  5. כדי לשחזר PET, השתמש באלגוריתם Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 איטראציות, 6 תת-קבוצות) עם מצב צירוף מקרים של 1-3, ועם תיקוני ריקבון, זמן מת, אקראי, הנחתה ופיזור כדי ליצור תמונות עם גודל כולל של 0.3 מ"מ ווקסל .
  6. בצע בדיקת פעילות PET של סורק micro-PET/ MR יום אחד לפני תחילת מחקר ההדמיה כדי לבדוק את הדיוק של כמות PET.
    1. הכן מזרק 5 מ"ל מלא [18F]FDG כפי שהומלץ על ידי הנחיות היצרן (140-220 μCi/5-8 MBq במים או מלוחים).
    2. להקליט את הפעילות של המזרק באמצעות כיול מינון (ראה טבלת חומרים) ולשים לב לזמן המדידה.
    3. בחר החזר על סך הכלים של אליפסה אינטרפולציה כדי לצייר נפח עניין (VOI) בתמונה המשוחזרת כדי להשוות את הפעילות המשוחזרת לערך הנמדד כמתואר לעיל. הפעילות המשוחזרת עבור סורק מכויל היטב מדויקת בטווח של ±5%.

3. הזרקה של [18F]FDG

  1. הזמן מנה קלינית של [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) מהספק להגעתו למעבדת ההדמיה כ-30 דקות לפני ההזרקה המתוכננת הראשונה. הקפד ללבוש ציוד מגן אישי מתאים (PPE), כגון חלוק מעבדה, כפפות, dosimeter קרינה אישית למשל אצבעות, כל הגוף בעת קבלת החבילה המכילה חומרים רדיואקטיביים. לשנות כפפות באופן קבוע כדי למנוע זיהום צולב של הרדיואקטיביות ולהגדיל את המרחק מהמקור הרדיואקטיבי ככל האפשר.
  2. השתמש במלקחיים כדי להעביר בזהירות את בקבוקון המניות [18F]FDG מאחורי מגן עליון של שולחן L-block.
  3. יש לפזר aliquot של [18F]FDG ולדלל עם תמיסת מלח מעוקרת כדי לתת ריכוז פעילות כולל ב 200-250 μCi/7-9 MBq) ב 100-150 μL.
  4. צייר את הפתרון [18F]FDG למזרק של 1 מ"ל עם מחט (ראה טבלת חומרים), מדוד את הרדיואקטיביות באמצעות כיול מינון המוגדר ל- F-18, ורשום את זמן המדידה.
  5. הקלט את משקל העכבר לפני ההזרקה. הזרקו את פתרון ה-FDG המוכן [18F]FDG באמצעות וריד הזנב. שימו לב לזמן ההזרקה ושאריות הרדיואקטיביות של המזרק כדי לאפשר תיקון ריקבון.
  6. החזירו את העכבר לכלוב ואפשרו [18F]FDG ספיגה למשך 60 דקות לפני סריקות PET.
  7. חשב את הפעילות המוזרקת [18F]FDG באמצעות הנוסחה הבאה11:
    פעילות מוזרקת (μCi/MBq)
    = פעילות במזרק לפני הזרקה
    - פעילות במזרק לאחר הזרקה

4. רכישת מיקרו-PET/MR

  1. הפעל את דוד האוויר למיטת העכבר כדי לאפשר לאוויר חם לעבור דרכו.
  2. להרדים את העכבר באמצעות 5% איזופלוריין (1 L / min רפואי O2). לאחר השריה, להעביר את העכבר למיטת העכבר החם ולשמור על הרדמה ב 2%-3 % איזופלוריין באמצעות חרוט מסכת אף. מקם את העכבר נוטה לראש על מוט הנשיכה וודא שהעכבר אינו בולט מחוץ לקוטר המיטה. החל חומר סיכה בעיניים כדי למנוע ייבוש ויצירת כיבים בקרנית.
  3. נטר את טמפרטורת הגוף ואת קצב הנשימה על ידי בדיקה תרמית ופנקס נשימה, בהתאמה. לשמור על טמפרטורת הגוף ב 36-37 °C (50 °F), ואת קצב הנשימה ב 70-80 נשימות לדקה (bpm) על ידי התאמת רמת isoflurane.
  4. בצע תצוגת סייר כדי לקבוע את מיקום העכבר. התאם את מיקום מיטת העכבר כך שתכלול את כל גוף העכבר וכדי להבטיח שה- FOV המרכזי של MR נמצא במרכז גוף העכבר.
  5. תחת רכישת PET בחלון רשימת המחקר, בחר טווח סריקה ברכישה קודמת כדי להשתמש במיקום תצוגת הצופים כמתואר לעיל. לחץ על היכונו כדי להעביר את מיטת בעלי החיים מ- MR ל- PET. בחר אישור כדי לאתחל את סריקת PET. הקלט את מינון ההזרקה ואת הזמן הנמדד לפני ואחרי [18F]FDG הממשל בעורך Radiopharmaceutical. הזן את עובי העכבר תחת תפריט מידע נושא .
  6. לאחר השלמת סריקת PET, בחר התכונן כדי לעבור ל- MR ולהשלים את כל רכישות MR בחלון רשימת המחקר. בחר אישור כדי להפעיל את סריקות MR.
  7. לאחר השלמת זרימת העבודה כולה, הערך בקצרה את איכות תמונות MR שנרכשו באמצעות התוכנה שלאחר העיבוד (ראה טבלת חומרים). לחץ על לחצן בית כדי להעביר את מיטת העכבר מ- MR למיקום המקורי.
  8. הסר בזהירות את העכבר מהסורק והחזר אותו לכלוב דיור נקי עם כרית מחוממת מתחת כדי לאפשר התאוששות בסביבה חמה. ספק לעכבר מזון ומים. המערכת מוכנה כעת לעכבר הבא בתור.
  9. כדי לשחזר נתונים, בחר רכישת PET בתפריט סריקה גולמית כדי לטעון את סריקת PET שהושלמה. בחר רכישת MR משוקלל T1 ליצירת מפת חומרים. שחזור הנתונים כמתואר לעיל (ראה שלב 2.5).
  10. פעל בהתאם לתקנות המקומיות ולתקנות המכון בנוגע לטיפול וטיפול בעכבר הדמיה לאחר PET. שקול את כל המזרקים /מחטים, כפפות, מצעים וחומר צואתי משומשים כפסולת רדיואקטיבית הדורשת טיפול / סילוק מיוחד בהתאם לתקנות המקומיות.

5. ניתוח לאחר הדמיה

  1. פתח את התוכנה לניתוח תמונות (ראה טבלת חומרים) ולחץ על טען נתוני DICOM כדי לאחזר את התמונות המתאימות של MR ו- PET.
  2. בצע רישום משותף של תמונת MR ו- PET על-ידי גרירת תמונות אלה לחלון התצוגה. לחץ על פונקציית הרישום האוטומטי .
    1. בחר המרה קשיחה תחת התפריט הנפתח הגדרת רישום . בדוק את Shift and Rotation תחת התפריט קשיח/אפין .
    2. בחר רכישת MR משוקלל T1 כרכישת Reference ו- PET כ- Reslice תחת תפריט בחירת תפקידים כללית.
    3. בדוק את הרישום בכל שלושת הממדים כדי לוודא יישור מושלם בין תמונות MR ו- PET. כדי להתאים אותו באופן ידני, לחץ על רישום ידני.
  3. השתמש ב- ROI אליפסה אינטרפולציה כדי לצייר VOI על רקמת העניין, כלומר, iBAT ורקמת שומן לבנה מפשעתית (iWAT) באמצעות תמונת MR לעיון. השתמשו בכלי מברשת ובכלי מחק להגדרת גבול ה-VOI; לפיכך, האנטומיה של רקמות. ודא שאין ספיגת חפיפה באמצעות תמונת PET כדי למנוע גלישה מהאיברים הסמוכים. חזור על שקופית אחר שקופית של התהליך עד לסימון ה- VOI כולו. במידת הצורך, ערוך את רכיבי ה- VOIs כדי לשמור על אמצעי אחסון עקביים של VOI בין כל עכבר.
  4. השתמש Ellipsoid VOI לצייר VOI 3 מ"מ3 על הריאה כאיבר התייחסות. יש להימנע מכל גלישה מהלב והשרירים הסמוכים.
  5. עם השלמת, לחץ על הצג טבלת החזר השקעה כדי לשנות את שמם של כל VOI. הקלט את הרדיואקטיביות הממוצעת עם נפח ה- VOI והרקמות בגיליון אלקטרוני. אחסן בארכיון את ציורי ה- VOI ואת נתוני ההדמיה בהתקן אחסון נתונים.
  6. חשב את ערך הספיגה המתוקנן (SUV) עבור כל רכיבי ה- VOIs באמצעות המשוואה הבאה11:
    SUVmean = רדיואקטיביות VOI ב- kBq / (Decay - תוקן מינון מוזרק kBq / משקל גוף העכבר בק"ג), בהנחה צפיפות רקמות של 1 גרם / מ"ל.

תוצאות

שלוש קבוצות של עכברים (n = 3 לכל קבוצה) עברו הדמיה מיקרו-PET / MR במחקר זה, שם הם שוכנו בתרמונוטרליות (30 מעלות צלזיוס) או בקור (6 °F) במשך 7 ימים. קבוצה אחת של עכברים (n = 3) הסירה את ה-iBAT שלהם (iBATx) לפני הטיפול הקר (איור 1A). שיטה זו הובילה לשינוי בפעילות רקמת השומן הלבנה בכל שלושת העכברים. בפ...

Discussion

במחקר זה תוארה הדמיה וכימות מבוססי PET/MR של רקמת שומן חום ובז' תפקודית בבעלי חיים קטנים. שיטה זו משתמשת באנלוגי הגלוקוז שאינו ניתן למטבוליזם [18F]FDG כסמן ביולוגי הדמיה כדי לזהות את רקמות השומן עם ביקוש גבוה לגלוקוז באופן לא פולשני. MR מציע ניגודיות טובה לרקמות רכות ויכול להבדיל טוב יותר בי...

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

Acknowledgements

אנו מודים לתמיכת הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (NSFC) - קרן מדענים צעירים מצוינים (הונג קונג ומקאו) (81922079), קרן המחקר של הונג קונג מעניקה קרן מחקר כללית של המועצה (GRF 17121520 17123419), וקרן המחקר של הונג קונג (CRF C7018-14E) לניסויי הדמיה לבעלי חיים קטנים.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.9% sterile salineBBraun0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL
5 mL syringeTerumoSS05L5 mL syringe Luer Lock
Dose CalibratorBiodexAtomlab 500
Eye lubricantAlcon DuratearsSterile ocular lubricant ointment, 3.5 g
Insulin syringeTerumo10ME29131 mL insulin syringe with needle
InterView Fusion softwareMedisoVersion 3.03Post-processing and image analysis software
IsofluraneChanelle PharmaIso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL
KetamineAlfasan International B.V.HK-37715Ketamine 10% injection solution, 10 mL
Medical oxygenLinde HKO101-HRcompressed gas, 99.5% purity
MetacamBoehringer Ingelheim5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL
nanoScan PET/MR ScannerMediso3 Tesla MR
Nucline nanoScan softwareMedisoVersion 3.0Scanner operating software
Wound clipsReflex 7203-1007mm Stainless steel wound clips, 20 clips
XylazineAlfasan International B.V.HK-56179Xylazine 2% injection solution, 30 mL

References

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu, ., et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen, ., et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson, ., et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
  15. Eal Lundstrom, ., et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom, ., et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

173PET MR18F FDG

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved