In This Article

Summary

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Abstract

Brązowe i beżowe adipocyty są teraz uznawane za potencjalne cele terapeutyczne dla otyłości i zespołów metabolicznych. Nieinwazyjne metody obrazowania molekularnego są niezbędne, aby zapewnić krytyczny wgląd w te termogeniczne magazyny tłuszczu. W tym miejscu w protokole przedstawiono metodę obrazowania opartą na PET/MR do oceny aktywności brązowych i beżowych adipocytów w mysiej międzyłopatkowej brunatnej tkance tłuszczowej (iBAT) i pachwinowej podskórnej białej tkance tłuszczowej (iWAT). Wizualizację i kwantyfikację termogenicznych magazynów tkanki tłuszczowej uzyskano przy użyciu [18F]FDG, niemetabolizowanego analogu glukozy, jako radioznacznika, w połączeniu z precyzyjnymi informacjami anatomicznymi dostarczonymi przez obrazowanie MR. Obrazowanie PET/MR przeprowadzono 7 dni po aklimatyzacji do zimna i przeprowadzono ilościowe oznaczanie sygnału [18F] FDG w różnych magazynach tłuszczu w celu oceny względnej mobilizacji termogenicznych tkanek tłuszczowych. Usunięcie iBAT znacznie zwiększyło wychwyt wywołany zimnem [18F] FDG w iWAT u myszy.

Introduction

W odpowiedzi na zmieniające się potrzeby żywieniowe, tkanka tłuszczowa służy jako magazyn energii do przyjęcia trybu magazynowania lub mobilizacji lipidów w celu zaspokojenia potrzeb organizmu1. Co więcej, tkanka tłuszczowa pełni również kluczową funkcję w termoregulacji, poprzez proces zwany termogenezą bez dreszczy, zwany również termogenezą fakultatywną. Zazwyczaj osiąga się to za pomocą brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT), która wyraża obfity poziom białka rozprzęgającego błonę mitochondriów 1 (UCP1). Jako nośnik protonów, UCP1 wytwarza ciepło poprzez rozprzęganie transportu protonów i produkcji ATP2. Po stymulacji zimnem termogeneza w BAT jest uruchamiana przez aktywację współczulnego układu nerwowego (SNS), a następnie uwalnianie noradrenaliny (NE). NE wiąże się z receptorami adrenergicznymi β3 i prowadzi do podwyższenia wewnątrzkomórkowego cyklicznego AMP (cAMP). W konsekwencji, zależne od cAMP/PKA zaangażowanie CREB (cAMP response element-binding protein) stymuluje transkrypcję Ucp1 poprzez bezpośrednie wiązanie z elementami odpowiedzi CREB (CRE)2. Oprócz BAT, brązowe adipocyty znajdują się również w białej tkance tłuszczowej i dlatego nazywane są komórkami beżowymi lub brite (brązowymi w białym)1,3. W odpowiedzi na określone bodźce (takie jak zimno), te skądinąd spokojne beżowe komórki są przebudowywane, aby wykazywać wiele brązowych cech, w tym wielopunktowe kropelki lipidów, gęsto upakowane mitochondria i zwiększoną ekspresję UCP13,4,5.

Badania na zwierzętach wykazały, że brązowe i beżowe adipocyty mają wiele korzyści metabolicznych poza działaniem redukującym tkankę tłuszczową, w tym uwrażliwianie na insulinę, obniżanie poziomu lipidów, przeciwzapalne i przeciwmiażdżycowe6,7. U ludzi ilość beżowej/brązowej tkanki tłuszczowej jest odwrotnie skorelowana z wiekiem, wskaźnikiem insulinooporności i zaburzeniami kardiometabolicznymi8. Co więcej, aktywacja beżowo-brązowych adipocytów u ludzi przez aklimatyzację do zimna lub agonistę receptora adrenergicznego β3 zapewnia ochronę przed szeregiem zaburzeń metabolicznych4,9,10. Te dowody łącznie wskazują, że indukcja brązowej i beżowej tkanki tłuszczowej jest potencjalną strategią terapeutyczną w leczeniu otyłości i związanych z nią powikłań medycznych8.

Ciekawe, chociaż mają podobną funkcję, beżowe i klasyczne brązowe adipocyty pochodzą z różnych prekursorów i są aktywowane przez nakładające się na siebie, ale odrębne mechanizmy1. Dlatego obrazowanie in vivo i kwantyfikacja brązowych i beżowych adipocytów są niezbędne do lepszego zrozumienia kontroli molekularnej tych tkanek tłuszczowych. Obecnie 18pozytonowych badań emisyjnych (PET) F-fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG) w połączeniu z tomografią komputerową (CT) pozostaje złotym standardem w charakterystyce termogenicznych komórek brązowych i beżowych w badaniach klinicznych8. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) wykorzystuje silne pola magnetyczne i impulsy o częstotliwości radiowej do tworzenia szczegółowych struktur anatomicznych. W porównaniu z tomografią komputerową, rezonans magnetyczny generuje obrazy narządów i tkanek miękkich o wyższej rozdzielczości. Poniżej przedstawiono protokół wizualizacji i kwantyfikacji funkcjonalnych brązowych i beżowych tłuszczów w modelach mysich po aklimatyzacji do ekspozycji na zimno, co jest powszechnym i najbardziej niezawodnym sposobem wywoływania brązowienia tkanki tłuszczowej. Metoda ta może być zastosowana do charakterystyki termogenicznych magazynów tłuszczowych w małych modelach zwierzęcych z dużą precyzją.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

Protokół opisany poniżej jest zgodny z wytycznymi Uniwersytetu w Hongkongu dotyczącymi opieki nad zwierzętami. Zwierzętami wykorzystanymi w badaniu były 8-tygodniowe myszy C57BL/6J.

1. Zabiegi chirurgiczne na zwierzętach i wyzwanie zimnem

  1. Wykonać sekcję międzyłopatkową BAT (iBAT).
    1. Znieczulenie myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy/ksylazyny (100 mg/kg masy ciała ketaminy i 10 mg/kg masy ciała ksylazyny). Po znieczuleniu zgol włosy myszy od szyi do tuż poniżej łopatek.
    2. Po dezynfekcji umieść myszy na poduszce grzewczej i wykonaj 2 cm nacięcie wzdłuż grzbietowej linii środkowej myszy.
    3. Zdemontować podkładki iBAT (obustronne). W grupie pozorowanej należy wykonać to samo nacięcie, ale pozostawić podkładki iBAT w stanie nienaruszonym.
    4. Zamknij nacięcie za pomocą klipsów ze stali nierdzewnej o średnicy 7 mm po ustaniu krwawienia.
    5. Po zabiegu chirurgicznym podawaj myszom meloksykam (5 mg/kg w wodzie do picia) przez 6 dni i umieść je na oddziale intensywnej terapii (OIOM) przez 14 dni. Usuń klipsy, gdy tylko rana się zagoi (7-10 dni).
  2. Zimne wyzwanie myszy: Trzymaj myszy w temperaturze termoneutralnej (30 °C) przez 14 dni. W dniu 13 należy wstępnie schłodzić klatki dla zwierząt w niskiej temperaturze (6 °C) przez noc. W dniu 14 umieść myszy w temperaturze 6 °C w komorze środowiskowej na 7 dni. Umieść dwie myszy w każdej klatce.

2. Kalibracje Micro-PET/MR i konfiguracja przepływu pracy

UWAGA: Obrazowanie Micro-PET/MR jest wykonywane przy użyciu sekwencyjnego systemu PET/MR (patrz Tabela Materiałów). Każda mysz jest umieszczana na stole do obrazowania; najpierw skanuj za pomocą MR w poszukiwaniu anatomicznego odniesienia (widok zwiadowczy) przed przejściem do środka pola widzenia PET (FOV) w celu statycznego [18F]FDG PET, a następnie obrazowania MR w celu odniesienia anatomicznego. W oprogramowaniu obsługującym skaner tworzony jest proces obrazowania (patrz tabela materiałów), aby umożliwić zautomatyzowane, sekwencyjne skanowanie PET/MR przed sesją obrazowania.

  1. Utwórz przepływ pracy obrazowania w oprogramowaniu operacyjnym, który obejmuje statyczną akwizycję PET, akwizycję MRI w celu korekcji tłumienia oraz odniesienie anatomiczne przy użyciu odpowiednio obrazowania 3D z wagą T1 i obrazowania 2D ważonego metodą T2.
  2. Aby uzyskać PET, ustaw dyskryminację na poziomie 400-600 keV, izotop badania F-18, tryb koincydencji 1-5 i 20 minut skanowania.
  3. Aby uzyskać MR ważony T1 (dla korekcji tłumienia), ustaw Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, liczba wzbudzeń (NEX) = 3, 28 warstw o grubości 0,9 mm, rozmiar woksela = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
  4. Aby uzyskać T2-ważony MR (anatomiczne odniesienie), ustaw Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 plastry o grubości 0,9 mm, rozmiar woksela = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).
  5. Aby zrekonstruować PET, użyj algorytmu Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 iteracji, 6 podzbiorów) z trybem 1-3 koincydencji oraz z poprawkami zaniku, czasu martwego, losowego, tłumienia i rozproszenia, aby stworzyć obrazy o ogólnym rozmiarze woksela 0,3 mm3
    6. .
  6. Wykonaj test aktywności PET skanera micro-PET/MR na dzień przed rozpoczęciem badania obrazowego, aby sprawdzić dokładność oznaczania ilościowego PET.
    1. Przygotować strzykawkę o pojemności 5 ml wypełnioną [18F]FDG zgodnie z zaleceniami producenta (140-220 μCi/5-8 MBq w wodzie lub soli fizjologicznej).
    2. Zapisać aktywność strzykawki za pomocą kalibratora dawki (patrz Tabela materiałów) i zanotować czas pomiaru.
    3. Wybierz opcję Interpolowana elipsa ROI, aby narysować wolumen zainteresowania (VOI) na zrekonstruowanym obrazie w celu porównania odzyskanej aktywności z wartością zmierzoną zgodnie z powyższym opisem. Odzyskana aktywność dla dobrze skalibrowanego skanera jest dokładna z dokładnością do ±5%.

3. Wstrzyknięcie [18F]FDG

  1. Zamów u dostawcy dawkę kliniczną [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) w celu jej dostarczenia do laboratorium obrazowania około 30 minut przed pierwszym planowanym wstrzyknięciem. Upewnij się, że nosisz odpowiednie środki ochrony osobistej (PPE), takie jak fartuch laboratoryjny, rękawice, osobisty dozymetr promieniowania, np. Palce, całe ciało podczas odbierania paczki zawierającej materiały radioaktywne. Regularnie zmieniaj rękawice, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu radioaktywności i maksymalnie zwiększyć odległość od źródła promieniowania.
  2. Użyj kleszczyków, aby ostrożnie przenieść fiolkę z zapasem [18F]FDG za osłonę stołu z blokiem L.
  3. Dozować podwielokrotność [18F]FDG i rozcieńczyć wysterylizowanym roztworem soli fizjologicznej, aby uzyskać całkowite stężenie aktywności na poziomie 200-250 μCi/7-9 MBq) w 100-150 μL.
  4. Narysować roztwór [18F]FDG do strzykawki z igłą o pojemności 1 ml (patrz Tabela materiałów), zmierzyć radioaktywność za pomocą kalibratora dawki ustawionego na F-18 i zapisać czas pomiaru.
  5. Należy zanotować masę ciała myszy przed wstrzyknięciem. Przygotowany roztwór [18F]FDG wstrzyknąć przez żyłę ogonową. Należy zwrócić uwagę na czas wstrzykiwania i pozostałość radioaktywności strzykawki, aby umożliwić korekcję próchnicy.
  6. Umieść mysz z powrotem w klatce i pozwól [18F]FDG wchłonąć przez 60 minut przed skanowaniem PET.
  7. Oblicz wstrzykniętą aktywność [18F]FDG, korzystając z następującego wzoru11:
    Aktywność iniekcyjna (μCi/MBq)
    = Aktywność w strzykawce przed wstrzyknięciem
    - aktywność w strzykawce po wstrzyknięciu

4. Akwizycja Micro-PET/MR

  1. Włącz nagrzewnicę powietrza do łóżka myszy, aby umożliwić przepływ ciepłego powietrza.
  2. Znieczulić mysz za pomocą 5% izofluranu (1 l/min medyczny O2). Po wywołaniu przenieś mysz do ciepłego łóżka myszy i utrzymuj znieczulenie na poziomie 2%-3% izofluranu przez stożek maski na nos. Umieść głowę myszy leżącą na drążku gryzowym i upewnij się, że mysz nie wystaje poza średnicę łóżka. Zastosuj lubrykant do oczu, aby uniknąć wysuszenia i powstawania owrzodzeń rogówki.
  3. Monitoruj temperaturę ciała i częstość oddechów odpowiednio za pomocą sondy termicznej i podkładki oddechowej. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36-37 °C, a częstość oddechów na poziomie 70-80 oddechów na minutę (bpm), dostosowując poziom izofluranu.
  4. Wykonaj widok zwiadowczy, aby określić pozycję myszy. Dostosuj pozycję łoża myszy tak, aby obejmowała cały korpus myszy i upewniła się, że środkowe pole widzenia MR znajduje się na środku korpusu myszy.
  5. W oknie Pozyskiwanie PET w oknie listy badań wybierz opcję Scan Range on Previous Acquisition (Zakres skanowania przy poprzedniej akwizycji), aby użyć pozycji widoku zwiadowcy, jak opisano powyżej. Kliknij Przygotuj, aby przesunąć legowisko dla zwierząt z MR do PET. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie PET. Zapisać dawkę iniekcji i czas pomiaru przed i po podaniu [18F]FDG w Radiopharmaceutical Editor. Wprowadź wagę myszy w menu Informacje o temacie.
  6. Po zakończeniu skanowania PET wybierz opcję Przygotuj się do przejścia do MR i zakończ wszystkie akwizycje MR w oknie listy badań. Wybierz przycisk OK, aby rozpocząć skanowanie MR.
  7. Po zakończeniu całego procesu pracy krótko oceń jakość uzyskanych obrazów MR za pomocą oprogramowania do post-processingu (patrz Tabela materiałów). Kliknij przycisk Home, aby przesunąć łóżko myszy z MR do pierwotnej pozycji.
  8. Ostrożnie wyjmij mysz ze skanera i umieść ją z powrotem w czystej klatce z podgrzewaną podkładką pod spodem, aby umożliwić odzyskanie w ciepłym otoczeniu. Zaopatrz mysz w jedzenie i wodę. System jest teraz gotowy na następną mysz w kolejce.
  9. Aby zrekonstruować dane, wybierz opcję PET Acquisition (Akwizycja PET) w menu Raw Scan (Skanowanie RAW), aby załadować zakończone skanowanie PET. Wybierz opcję T1-weighted MR Acquisition (Akwizycja MR metodą T1) w celu utworzenia mapy materiałów. Zrekonstruuj dane zgodnie z powyższym opisem (patrz krok 2.5).
  10. Postępuj zgodnie z lokalnymi i instytutowymi przepisami dotyczącymi pielęgnacji i obsługi myszy po obrazowaniu PET. Wszystkie zużyte strzykawki/igły, rękawiczki, pościel i kał należy traktować jako odpady radioaktywne, które wymagają specjalnego obchodzenia się/utylizacji zgodnie z lokalnymi przepisami.

5. Analiza po obrazowaniu

  1. Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu (patrz tabela materiałów) i kliknij Załaduj dane DICOM, aby pobrać odpowiednie obrazy MR i PET.
  2. Wykonaj jednoczesną rejestrację obrazów MR i PET, przeciągając te obrazy do okna wyświetlacza. Kliknij funkcję automatycznej rejestracji.
    1. Wybierz opcję Transformacja sztywna w menu rozwijanym Registration Setup (Ustawienia rejestracji). Zaznacz opcje Shift i Rotation (Przesuń) w menu Rigid/Affine.
    2. Wybierz Akwizycję MR ważoną T1 jako odniesienie i akwizycję PET jako Reslice w menu Global Role Selection (Globalny wybór roli).
    3. Sprawdź rejestrację we wszystkich trzech wymiarach, aby upewnić się, że obrazy MR i PET są idealnie wyrównane. Aby dostosować go ręcznie, kliknij Rejestracja ręczna.
  3. Użyj interpolowanego zwrotu z inwestycji w elipsę, aby narysować VOI na interesującej tkance, tj. iBAT i pachwinowej białej tkance tłuszczowej (iWAT) za pomocą obrazu MR w celach informacyjnych. Użyj narzędzi Pędzel i Gumka, aby zdefiniować obramowanie VOI; stąd anatomia tkanek. Upewnij się, że nie ma nakładającego się wychwytu, używając obrazu PET, aby uniknąć rozlania się z sąsiednich narządów. Powtarzaj proces slajd po slajdzie, aż zostanie nakreślony cały VOI. W razie potrzeby edytuj VOI, aby zachować spójne woluminy VOI między każdą myszą.
  4. Użyj Ellipsoid VOI, aby narysować 3 mm3 VOI na płucu jako narząd odniesienia. Unikaj rozlania się z sąsiedniego serca i mięśni.
  5. Po zakończeniu kliknij Pokaż tabelę ROI, aby zmienić nazwę każdego VOI. Zapisz średnią radioaktywność za pomocą VOI i objętość tkanki w arkuszu kalkulacyjnym. Zarchiwizuj rysunki VOI i dane obrazowania na urządzeniu do przechowywania danych.
  6. Oblicz znormalizowaną wartość absorpcji (SUV) dla wszystkich VOI, korzystając z następującego równania11:
    Średnia SUV = radioaktywność VOI w kBq / (Rozpad - skorygowana dawka wstrzyknięta w kBq / masa ciała myszy w kg), przy założeniu gęstości tkanki 1 g/ml.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

Trzy grupy myszy (n = 3 na grupę) przeszły obrazowanie mikro-PET/MR w tym badaniu, gdzie były trzymane w temperaturze termoneutralnej (30 °C) lub niskiej (6 °C) przez 7 dni. Jednej grupie myszy (n = 3) usunięto iBAT (iBATx) przed leczeniem zimnem (Rysunek 1A). Metoda ta doprowadziła do zmiany aktywności białej tkanki tłuszczowej u wszystkich trzech myszy. W szczególności zaobserwowano niezwykły wzrost wychwytu [18F]FDG w iWAT przy użyciu obrazowania mikro-PET/MR (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

W pracy opisano obrazowanie i kwantyfikację funkcjonalnej brązowej i beżowej tkanki tłuszczowej u małych zwierząt za pomocą PET/MR. Metoda ta wykorzystuje niemetabolizowalny analog glukozy [18F]FDG jako biomarker obrazowy, aby w sposób nieinwazyjny zidentyfikować tkanki tłuszczowe o wysokim zapotrzebowaniu na glukozę. MR zapewnia dobry kontrast tkanek miękkich i może lepiej odróżnić tkankę tłuszczową tłuszczu od sąsiednich tkanek miękkich i mięśni. W połączeniu z PET umożliwia to obr...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Acknowledgements

Dziękujemy za wsparcie Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong and Macau) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 and 17123419) oraz Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) na eksperymenty z obrazowaniem małych zwierząt.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,9% sterylna sól fizjologicznaBBraun0,9% chlorek sodu do infuzji dożylnej, 500 ml
strzykawka 5 mlTerumoSS05L5 ml strzykawka Luer Lock
Kalibrator dawkiBiodexAtomlab 500
Smar do oczuAlcon DuratearsSterylna maść nawilżająca do oczu, 3,5 g
Strzykawka insulinowaTerumo10ME2913Strzykawka insulinowa 1 ml z igłą
Oprogramowanie InterView FusionMedisoWersja 3.03Oprogramowanie do przetwarzania końcowego i analizy obrazu
IsofluraneChanelle PharmaIso-Vet, znieczulenie wziewne, 250 ml
KetaminaAlfasan International B.V.HK-37715Ketamina 10% roztwór do wstrzykiwań, 10 ml
tlenu medycznegoLinde HKO101-HR, czystość 99,5%
MetacamBoehringer Ingelheim5 mg/ml Meloksykam roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotów, 10 ml
skaner nanoScan PET/MROprogramowanie Mediso3 Tesla MR
Nucline nanoScanSkaner Medisow wersji 3.0 oprogramowanie operacyjne
Klipsy do ranReflex 7203-1007mm Klipsy do nawijania ze stali nierdzewnej, 20 klipsów
KsylazynaAlfasan International BVHK-56179Ksylazyna 2% roztwór do wstrzykiwań, 30 ml
Sprężony gaz

References

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358(2019).
  15. Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705(2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

Br zowa tkanka t uszczowaBe owa tkanka t uszczowaObrazowanie PETObrazowanie MRIAdipocyty termogeniczneObrazowanie Micro PET MRMysz C57 Black 6Podawanie meloksykamuAutomatyczne skanyT1 zale ny MRIT2 zale ny MRIKorekcja t umieniaIzotop F 18Parametry obrazowania