Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

ישנם מספר הבדלים בין החדרים הימניים והשמאליים. עם זאת, הפתופיזיולוגיה של אוטם החדר הימני (RVI) לא הובהרה. בפרוטוקול הנוכחי, מוצגת שיטה ניתנת לשחזור ליצירת מודל עכבר RVI, אשר עשויה לספק אמצעי להסביר את המנגנון של RVI.

Abstract

אוטם חדר ימין (RVI) הוא מצגת נפוצה בפרקטיקה הקלינית. RVI חמור יכול להוביל לתפקוד המודינמי קטלני והפרעות קצב. בניגוד למודל אוטם שריר הלב של העכבר (MI) הנפוץ שנוצר על ידי קשירת עורקים כליליים שמאליים, מודל העכבר RVI משמש לעתים רחוקות בשל הקושי הקשור ליצירת מודל. מחקר על המנגנונים והטיפול בשיפוץ RV ותפקוד לקוי המושרה על ידי RVI דורש מודלים של בעלי חיים כדי לחקות את הפתופיזיולוגיה של RVI בחולים. מחקר זה מציג הליך אפשרי ליצירת מודל RVI בעכברי C57BL/6J. יתר על כן, מודל זה אופיין על סמך הדברים הבאים: הערכת גודל אוטם ב 24 שעות לאחר MI, הערכה של שיפוץ לב ותפקוד עם אקוקרדיוגרפיה, הערכת המודינמיקה RV, והיסטולוגיה של אזור האוטם ב 4 שבועות לאחר RVI. בנוסף, בוצע יציקת כלי דם כלילית כדי לבחון את סידור העורקים הכליליים ב- RV. מודל עכבר זה של RVI יקל על המחקר על מנגנונים של אי ספיקת לב נכונה ויחפש מטרות טיפוליות חדשות של שיפוץ קרוואנים.

Introduction

החדר הימני (RV), שנחשב במשך זמן רב לצינור פשוט המחובר לעורק הריאתי, הוזנח שלא כדין במשך שנים רבות1. עם זאת, לאחרונה חלה התעניינות גוברת בתפקוד הקרוואנים מכיוון שהיא ממלאת תפקיד חיוני בהפרעות המודינמיות 2,3 ועשויה לשמש כמנבאת סיכון עצמאית למחלות לב וכלי דם 4,5,6,7. מחלות RV כוללות אוטם RV (RVI), יתר לחץ דם בעורקים ריאתיים ומחלה וולוולרית8. בניגוד לעניין העצום ביתר לחץ דם בעורקים ריאתיים, RVI נותר מוזנח 7,9.

RVI, המלווה בדרך כלל באוטם שריר הלב נחות-אחורי10,11, נגרם על ידי חסימת עורק כלילי ימני (RCA). על פי מחקרים קליניים, RVI חמור ככל הנראה גורם להפרעות המודינמיות והפרעות קצב, כגון לחץ דם, ברדיקרדיה וגוש אטריו-חדרי, הקשורים לתחלואה גבוהה יותר בבית החולים ולתמותהשל 12,13,14. תפקוד RV יכול להתאושש באופן ספונטני במידה מסוימת גם בהיעדר רפרפוזיה15,16. קיימים מספר הבדלים מורפולוגיים ותפקודיים בין החדר השמאלי (LV) לבין RV17. RV הוא האמין להיות עמיד יותר איסכמיה מאשר LV8, בין היתר בשל היווצרות סירקולציה בטחונית נרחבת יותר לאחר RVI. הבהרת ההבדלים בין אוטם LV (LVI) ל-RVI וזיהוי המנגנונים הבסיסיים יספקו מטרות טיפוליות חדשות להתחדשות לב ואי ספיקת לב איסכמית. עם זאת, בשל הקושי הקשור ליצירת מודל עכבר RVI, המחקר הבסיסי על RVI מוגבל בעיקר.

מודל חייתי גדול של RVI נוצר על ידי קשירת RCA בחזיר18, אשר קל יותר לתפעול בגלל RCA גלוי. בהשוואה למודל החיות הגדול, למודל העכבר יש את היתרונות הבאים: נגישות רבה יותר במניפולציה גנטית, עלות כלכלית נמוכה יותר ותקופת ניסוי קצרה יותר19,20. למרות שמודל RVI של עכבר המתמקד בהשפעת RVI על פונקציית LV דווח בעבר, השלבים המפורטים של ההליך, הקשיים ונקודות המפתח של הפעולה, ומאפייני המודל כגון שינויים המודינמיים לא הוכנסו במלואם 9,21.

מאמר זה מספק הליכים כירורגיים מפורטים ליצירת מודל עכבר של RVI. יתר על כן, מודל זה התאפיין במדידה אקוקרדיוגרפית, הערכה המודינמית פולשנית וניתוח היסטולוגי. יתר על כן, בוצע יציקת כלי דם כלילית כדי לבחון את סידור העורקים הכליליים ב-RV. הטכניקה שהוצגה במאמר זה תסייע למתחילים לתפוס במהירות את הדור של מודל RVI העכבר עם תמותת פעולה מקובלת וגישות הערכה אמינות. מודל העכבר של RVI יעזור לחקור את המנגנונים של אי ספיקת לב נכונה ולחפש מטרות טיפוליות חדשות של שיפוץ קרוואנים.

Protocol

כל ההליכים בוצעו על פי המדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה שפורסם על ידי המכונים הלאומיים לבריאות בארה"ב (פרסום NIH מס '85-23, תוקן בשנת 1996) ואושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים של בית החולים ננפאנג, האוניברסיטה הרפואית הדרומית (גואנגג'ואו, סין). עכברי C57BL/6J זכרים בריאים (בני 8-10 שבועות; משקל גוף, 25-30 גרם) התקבלו ממרכז החיות של האוניברסיטה הדרומית לרפואה. ניתן גם להשתמש בעכברות נקבות, אך ערבוב שני המינים אינו מומלץ בשל ההשפעות הפוטנציאליות של הבדלי המין. לאחר הגעתם, העכברים שוכנו תחת מחזור כהה/אור של 12 שעות/12 שעות (3-4 עכברים לכל כלוב), עם מזון ומים של ad libitum.

1. הכנה לניתוח

  1. לעקר כלי ניתוח על ידי אוטוקלאב לפני הניתוח. כוונו את משטח החימום ל-37 מעלות צלזיוס.
  2. מרדימים את העכברים על ידי הזרקה תוך-צפקית של 50 מ"ג/ק"ג פנטוברביטל (ראו טבלת חומרים) כדי להקל על כאבים כירורגיים. מניחים את העכברים בקופסאות נפרדות לצורך אינדוקציה של הרדמה. ודא את עומק ההרדמה על ידי היעדר תגובה לגמילה מהבוהן.
    הערה: מומלץ גם להשתמש ב-1.5% איזופלורן להרדמה בשאיפה מכיוון שהיא טובה יותר לשיכוך כאבים.
  3. מניחים את העכברים על הפד על ידי תיקון החותכים שלהם עם תפר ומשתקים את איבריהם בנייר דבק. ודא שוב את עומק ההרדמה על ידי בדיקת הרפלקס.
  4. מוציאים את השיער מהצוואר ל-xiphoid עם קרם דפילטורי. יש לחטא את האזור הכירורגי 3 פעמים עם קרצוף חיטוי לסירוגין ו-75% אלכוהול ולאחר מכן לעטוף את שדה הניתוח.
  5. בצע אינטובציה בהתאם לשלבים הבאים.
    1. התאם את תדירות הנשימה של החיה באמצעות מכונת הנשמה קטנה (ראה טבלת חומרים) ל-150/min ואת נפח הגאות והשפל ל-300 μL.
      הערה: אין צורך להשתמש במצב לחץ חיובי של סוף תפוגה.
    2. משכו מעט את הלשון עם פינצטה, הרימו את המנדיבל עם מדכא לשון כדי לחשוף את הגלוטי, ובצעו אינטובציה תוך-קנה הנשימה על ידי החדרת צינורית 22 גרם לתוך הגלוטיס.
    3. הפעילו את מאוורר המיני וחברו את צינורית קנה הנשימה למכונת ההנשמה. התופעה של גלי החזה ההופכים להיות שווים לתדירות ההנשמה מצביעה על אינטובציה מוצלחת. תקן את הצינורית עם סרט כדי למנוע החלקה במהלך הפעולה.

2. קשירת קבע של העורק הכלילי הימני

  1. חברו את האלקטרודות האלקטרוקרדיוגרפיה (א.ק.ג.) (ראו טבלת חומרים) לגפי העכבר בצורה נכונה ותעדו את האק"ג.
    הערה: אחת מההובלות II, III או AVF נבחרת כהפניית ניטור; עופרת III מתאימה יותר.
  2. פתח את החזה.
    1. בצע חתך באורך 1 ס"מ בעור במקביל לצלע הימנית השלישית עם מספריים עיניים. קבעו שוב את האינטרקוסטאל השלישי והבטיחו מקום הולם בהתאם לזווית עצם החזה.
      הערה: כיוון חתך העור נעשה מזווית עצם החזה לקו בית השחי הקדמי הימני.
    2. מפרידים וחותכים את שרירי הפקטורליס מז'ור והפקטורליס המינוריים עם מספריים ומלקחיים זעירים מעל החלל האינטרקוסטלי השלישי. לאחר מכן, באופן בוטה להפריד את השריר intercostal עם מלקחיים מרפק כדי לחשוף את שדה הניתוח.
      הערה: רק חלק קטן משרירי החזה צריך להיחתך, ולאחר מכן מומלץ הפרדה קהה כדי לחשוף את הלב.
    3. להסית את קרום הלב. הרימו את האטריום הימני עם כותנה סטרילית והעבירו את ה-RCA עם 8-0 סטרילי חוט ניילון עם טווח קשירת קשירה של 3-5 מ"מ. לאחר קשירת ה-RCA, א.ק.ג. הניטור (עופרת III) מראה גובה מקטע ST.
      הערה: מכיוון שהעכבר RCA אינו נראה, יש לאשר בזהירות את מיקומו האנטומי. שריר הלב של ה- RV דק בהרבה מזה של ה- LV. לכן, קשה לתפוס את עומק המחט שהוכנסה. קל לגרום לסינוס ברדיקרדיה ולחסימה אטריו-חדרית אם עומק המחט המוחדרת עמוק מדי וטווח הקשירה גדול מדי.
  3. הסר את שרירי הכותנה והתפר הסטרילית ואת העור עם חוט ניילון סטרילי 5-0 כדי לסגור את החתך הבין-כוכבי. יש לחטא שוב את העור ב-75% אלכוהול ולאכלס את העכבר לאחר הניתוח.
    הערה: השריר התפור היטב חשוב למניעת אווירותורקס. צינור ניקוז סטרילי ממוקם בחלל החזה עד להשלמת סגירת החזה, ואז חלל החזה מפונה על ידי מזרק הזרקה המחבר את צינור הניקוז.
    הערה: לאחר הניתוח, העכברים מונחים על כרית חימום. משככי כאבים כגון בופרנורפין (משקל גוף של 0.1 מ"ג/ק"ג, הזרקה תת עורית) נדרשים כדי להפחית את כאבי בעלי החיים לאחר הניתוח. הסיבוכים הצפויים הם סינוסים ברדיקרדיה וגוש אטריו-חדרי, ושיעור התמותה לאחר הניתוח הוא 10-20%.

3. הערכה אקוקרדיוגרפית של תפקוד ה-RV לאחר הניתוח

הערה: עבור אקוקרדיוגרפיה, השתמש בבדיקת MS400D עם תדר מרכזי של 30 MHz, המחוברת למערכת הדמיית אולטרסאונד ברזולוציה גבוהה (ראה טבלת חומרים). בדיקת האקוקרדיוגרפיה מבוצעת 4 שבועות לאחר הניתוח.

  1. הרדמה את העכבר עם 3% איזופלורן באמצעות שאיפה.
  2. מקם את העכבר במצב שכיבה על פלטפורמה קולית לקיבוע בעלי חיים ופעולה קולית. הצמידו את ציפורניו לאלקטרודה כדי לקבל הקלטת א.ק.ג באמצעות מערכת המחוברת למכונה האולטרה-קולית.
  3. עקוב אחר הדופק באמצעות אק"ג ושמור עליו בין 450-550 פעימות לדקה על ידי התאמת ריכוז ההרדמה בין 1.5% ל-3%.
  4. יש להסיר את השיער מהחזה של העכבר עם קרם depilatory ולהחיל ג'ל אולטרסאונד על העור של החזה.
  5. הגדר את הפלטפורמה למצב האופקי. כוון את המתמר במקביל לרגל שמאל וקבל את תמונת הציר הארוך בחדר השמאלי. סובב את הגשושית 90° בכיוון השעון כדי לקבל את תצוגת הציר הקצר של LV. לחץ על לחצן חנות Cine כדי לשמור את התמונות.
    הערה: השמאלית העליונה של הפלטפורמה מוטה בנקודה הנמוכה ביותר. זווית הסיבוב של LV עם ציר קצר של המתמר נשמרת בעוד שהמתמר מכוון לכיוון הכתף הימנית של העכבר.
  6. לנוע במורד המתמר אנכית, תוך שמירה על מיקומו מעל הבטן העליונה ומתחת לסרעפת העכבר במצב B. התאימו מעט את מיקום הפלטפורמה על ידי סיבוב צירי ה-x וה-y שלה עד שה-RV, האטריום הימני (RA), האטריום השמאלי (LA) וה-LV ייראו בבירור על המסך. שמור תמונות אפיות בעלות ארבעה תאים על-ידי לחיצה על לחצן חנות Cine או על לחצן חנות Frame .
    הערה: מצב B משמש להצגת התצוגה הדו-ממדית (2D) של הלב.
  7. לחץ על מצב M; לאחר הופעת קו החיווי 2x, אתר את קו המחוון בפתח השסתום הטריקוספידי כדי לקבל את התנועה של המישור הטבעתי הטריקוספידי. לחץ על לחצן חנות Cine או על אחסון מסגרות כדי לשמור נתונים ותמונות.
    הערה: מצב M פירושו מצב תנועה, החושף את תנועת הלב או הכלי בצורה עקומה.
  8. לחץ על לחצן מדידה כדי להיכנס למצב מדידה. לחץ על כפתור מדידת שטח לאזור לתוך RV ו- LV. חשב את השטח של RV ו- LV כדי לקבל את יחס השטח של RV ל- LV.
    1. לחץ על כפתור ציר הזמן וצור שני קווי בסיס כדי להגדיר את טווח התנועה של המישור הטבעתי הטריקוספידי במהלך התקופות הסיסטולית והדיסטולית. לחץ על כפתור המרחק ומדוד את המרחק בין שני קווי בסיס כדי לקבל טיול סיסטולי במישור הטבעתי טריקוספידי (TAPSE).
  9. הטה את הצד השמאלי של הרציף בנקודה הנמוכה ביותר. שמור את הגשושית בזווית של 30° על הציר האופקי לאורך קו בית השחי הקדמי הימני. סובב את צירי ה-x וה-y של הפלטפורמה כדי להציג את ה-RV.
    1. לחץ על לחצן מצב M ואתר את קו המחוון בנקודה ההיפר-כואית של המחיצה כדי לקבל את תמונת מצב M של ממשק ה- RV. לחץ על לחצן חנות Cine כדי לשמור את התמונה.
  10. פתח את התמונה במצב M של ממשק ה- RV, לחץ על לחצן מדידה כדי להיכנס למצב מדידה. מדוד את המרחק הפנימי של RV בקצה הדיאסטולה (RVIDd), שבר פליטת ה-RV (RVEF) וקיצור שבר ה-RV (RVFS) באמצעות כלי המדידה המובנה של המערכת האקו-לב.
  11. הפסיקו לתת איזופלורן והניחו את העכבר על משטח החימום למשך 3-5 דקות עד שהוא חוזר להכרה. לאחר מכן, החזירו את העכבר לכלוב שלו עם מחזור אור/חושך של 12 שעות.

4. מדידות פולשניות של המודינמיקה של RV

הערה: המודינמיקה של RV מוערכת באמצעות צנתור לב ימין 4 שבועות לאחר RVI. צנתר 1.0 F יחד עם מערכת ניטור מוחל.

  1. להרדים את העכבר בזריקה תוך-צפקית של 50 מ"ג/ק"ג נתרן פנטוברביטל (ראו טבלת חומרים).
  2. לאחר אישור היעלמותו של רפלקס נסיגת הדוושה, שמור את העכבר במצב שכיבה ושתק אותו עם סרט דבק.
  3. גילחו את שיער החזה מזווית החזה אל ה-xiphoid. יש לחטא את אזור הניתוח ב-75% אלכוהול.
  4. בצע אינטובציה של קנה הנשימה והגדר את הפרמטר של מכונת ההנשמה של בעלי החיים כמתואר בשלבים 1.5.2-1.5.3.
  5. בצע חתך דו-צדדי של 1 ס"מ על העור מעל תהליך ה- xiphoid והעביר את הסרעפת והצלע עם מספריים עיניים כדי לחשוף את הלב.
  6. נקבו את הקיר החופשי בחדר הימני עם מחט 32 גרם. מוציאים את המחט ולוחצים על הפצע בכותנה כדי לדמם.
  7. הכנס את קצה הצנתר לחדר הימני דרך אתר הניקוב ודחף את הצנתר קדימה באיטיות. התאם את מיקום הקצה כדי לקבל צורת גל טיפוסית של לחץ RV המוצגת בצג ובמערכת הקלטה.
    הערה: וריד ג'וגולרי ימני הוא גם מסלול מתאים למדידה המודינמית.
  8. לאחר 10 דקות של ייצוב, רשמו את הנתונים של לחץ דם סיסטולי של RV (RVSBP), לחץ אנד-דיאסטולי של RV (RVEDP) ו-RV dP/dt. לחץ על בחר כפתור כדי לבחור מחזורי לב לחישוב ולאחר מכן לחץ על לחצן נתח כדי לחשב את הערכים הממוצעים של המחזורים שנבחרו.
  9. הסר את הצנתר לאחר השלמת ההקלטה ולאחר מכן הנח אותו בתוך תמיסת מלח רגילה.
  10. להרדים את העכבר בזריקה תוך-צפקית של נתרן פנטוברביטלי מינון יתר (150 מ"ג/ק"ג) ולאחר מכן להקריב אותו על ידי נקע צוואר הרחם.
  11. לאסוף את הלב ואת השוקה לניתוח היסטולוגי.

5. יציקת כלי דם כלילית באמצעות חומר יציקה וסקולרי

  1. הפריניזציה של העכבר בזריקה תוך-צפקית של 200 IU/mL של נתרן הפרין ב-2000 IU/kg (ראו טבלת חומרים).
  2. להרדים את העכבר בזריקה תוך-צפקית של 50 מ"ג/ק"ג נתרן פנטוברביטל.
  3. מניחים את הנחת החיה על הפד ואינטובציה לאוורור מלאכותי לאחר שלבים 1.5.2-1.5.3.
  4. פתח את החזה עם מספריים כירורגיים כמתואר בשלב 4.5 וחשוף את הלב.
  5. הכינו חריץ 3 מ"מ עם מספריים עיניים על האטריה הימנית והכניסו את הלב ל-5 מ"ל של מי מלח תקינים דרך פסגת הלב עם מזרק.
  6. חוסמים את הדם מאבי העורקים עם מהדק אבי העורקים ומכניסים 0.1 מ"ל של ניטרוגליצרין (1 מ"ג/מ"ל) דרך פסגת הלב עם מזרק להרחבת העורק הכלילי.
  7. מכינים את הריאגנט יצוק על ידי ערבוב המרכיבים בערכה בהתאם להוראות היצרן (ראו טבלת חומרים).
    הערה: מומלץ להכין את המגיב הייציק ואת הזלוף עם מלח רגיל וניטרוגליצרין בו זמנית כדי למנוע סגירה מיקרו-וסקולרית.
  8. מכניסים את הלב ל-1 מ"ל של ריאגנט יצוק דרך פסגת הלב ומחכים 2-3 שעות.
  9. לשחוק את הלב עם 50% נתרן הידרוקסיד במשך 2-3 ימים ולהסיר את רקמת השריר או רקמת החיבור על ידי שטיפה עם מלח רגיל.
  10. צלם תמונות מתחת למצלמה.
    אזהרה: המגיב יצוק מזיק לעיניים, לעור ולדרכי הנשימה. נתרן הידרוקסיד הוא קורוזיבי. יש ללבוש כפפות מגן, משקפי מגן ומעיל מעבדה. יש להכין את המגיב יצוק במכסה אדים.

תוצאות

במחקר זה, עכברים הוקצו באופן אקראי לקבוצת RVI (n = 11) או פעולת ה-sham (n = 11). הגבס הכלילי בשני לבבות עכברים רגילים מוצג באיור 1A. בתגובה לקשירת RCA, גובה מקטע ST נצפה בעופרת III של האק"ג (איור 1B). יתר על כן, צביעה של 2,3,5,5 טריפניל טטרזוליום כלוריד (TTC) הראתה שאזור האוטם מהווה 45% ...

Discussion

סיקארד ועמיתיו מצרפת דיווחו לראשונה על מודל עכבר של RVI בשנת 2019, שתיאר את התהליך הכירורגי והתמקד באינטראקציה בין LV ל- RV לאחר RVI9. עם זאת, עד כה, אף מחקר לא דיווח על שימוש במודל זה למחקרים נוספים. הליך מפורט יותר יעזור לחוקרים להשתמש במודל העכבר של RVI לחקירה. בניגוד לדו"ח של Sicard et

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים מהקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (82073851 לשמש) ומהקרן הלאומית למדע הבתר-דוקטורט של סין (2021M690074 ללין).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2,3,5-triphenyltetrazolium chlorideSigmaT8877For TTC staining
Animal Mini VentilatorHavardType 845For artificial ventilation
Animal ultrasound system VEVO2100Visual SonicVEVO2100Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque
Batson’s #17 Anatomical Corrosion KitPolyscience Inc7349For vasculature casting
buprenorphineIsoreag1134630-70-8For reduce the pain of mice after surgery
C57BL/6J mice + D29A1A2:D27Animal Center of South Medical University-For the generation of mouse RVI model
CameraSangnondFor taking photograph
Cold light illuminatorOlympusILD-2Light for operation
electrocardiographADI InstrumentADAS1000For recording electrocardiogram
hair removal creamReckitt BenchiserRQ/B 33 Type 2Remove mouse hair
Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1)SHANGHAI ALCOTT BIOTECH COALC-HTP-S1Heating
Hematoxylin-eosin dyeLeageneDH0003Hematoxylin-eosin staining
Heparin sodium saltMacklinH837056For heparization
IsofluraneRWD life scienceR510-22Inhalant anaesthesia
Lab made spatulaWork as a laryngoscope
Lab made tracheal cannulaFor intubation
Matrx VIP 3000 Isofurane VaporizerMidmark CorporationVIP 3000Anesthetization
Medical nylon suture (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0For chest close
Microsurgical elbow tweezersRWD life scienceF11021-11For surgery
Microsurgical scissorsNAPOXMB-54-1For arteriotomy
Millar CatheterAD Instruments, Shanghai1.0FMeasurement of pressure gradient
MS400D ultrasonic probeVisual SonicMS400DMeasurement for Doppler flow velocity and AS plaque
needle forcepsVisual SonicF31006-12For surgery
nitroglycerinBEIJING YIMIN MEDICINE CoFor dilating coronary artery
Ophthalmic scissorsRWD life scienceS11022-14For surgery
Pentobarbital sodium saltMerck25MGAnesthetization
PowerLab Multi-Directional Physiological Recording SystemAD Instruments, Shanghai4/35Pressure recording
Precision electronic balanceDenver InstrumentTB-114Weighing scale
Silk suture (8-0)Ningbo Medical Needle Co.6-0coronary artery ligation
Small animal microsurgery equipmentNapoxMA-65Surgical instruments
tissue forcepsVisual SonicF-12007-10For surgery
tissue scissorVisual SonicS13052-12Open chest for hemodynamic measurement
Transmission GelGuang Gong pai250MLpreparation for Echocardiography measurement
Vascular ClampsVisual SonicR31005-06For blocking blood from aorta

References

  1. Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
  2. Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
  3. Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
  4. Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
  5. Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
  6. Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
  7. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431 (2019).
  8. Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
  9. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  10. Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
  11. Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. , 1-8 (2020).
  12. Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
  13. Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
  14. Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
  15. Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
  16. Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
  17. Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
  18. Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
  19. Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
  20. Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
  21. Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
  22. Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
  23. Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270 (2021).
  24. Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
  25. Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
  26. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  27. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

180

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved