АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Существует несколько различий между правым и левым желудочками. Однако патофизиология инфаркта правого желудочка (РВИ) не выяснена. В настоящем протоколе введен воспроизводимый метод генерации модели мыши RVI, который может обеспечить средство для объяснения механизма RVI.

Аннотация

Инфаркт правого желудочка (РВИ) является распространенным проявлением в клинической практике. Тяжелая РВИ может привести к фатальной гемодинамической дисфункции и аритмии. В отличие от широко используемой мышиной модели инфаркта миокарда (ИМ), генерируемой перевязкой левой коронарной артерии, мышиная модель RVI редко используется из-за трудностей, связанных с генерацией модели. Исследования механизмов и лечения RVI-индуцированного ремоделирования и дисфункции RV требуют, чтобы животные модели имитировали патофизиологию RVI у пациентов. В этом исследовании представлена осуществимая процедура генерации модели RVI у мышей C57BL/6J. Далее эта модель была охарактеризована на основе следующего: оценка размера инфаркта через 24 ч после ИМ, оценка ремоделирования и функции сердца с помощью эхокардиографии, оценка гемодинамики RV и гистология зоны инфаркта через 4 недели после RVI. Кроме того, был выполнен слепок коронарной сосудистой системы для наблюдения за расположением коронарных артерий в RV. Эта мышиная модель RVI облегчит исследование механизмов правой сердечной недостаточности и поиск новых терапевтических целей ремоделирования RV.

Введение

Правый желудочек (RV), долгое время считавшийся простой трубкой, соединенной с легочной артерией, был неправомерно запущен в течение многих лет1. Тем не менее, в последнее время наблюдается повышенный интерес к функции RV, поскольку она играет важную роль в гемодинамических расстройствах 2,3 и может служить независимым предиктором риска сердечно-сосудистых заболеваний 4,5,6,7. Заболевания RV включают инфаркт RV (RVI), гипертензию легочной артерии и заболевание клапанов8. В отличие от огромного интереса к гипертонии легочной артерии, RVI остается безнадзорным 7,9.

RVI, обычно сопровождающийся инфарктом нижне-задней части миокарда 10,11, вызван окклюзией правой коронарной артерии (RCA). Согласно клиническим исследованиям, тяжелая РВИ, вероятно, вызывает гемодинамические нарушения и аритмии, такие как гипотония, брадикардия и атриовентрикулярная блокада, связанные с более высокой больничной заболеваемостью и смертностью 12,13,14. Функция RV может восстанавливаться спонтанно в определенной степени даже при отсутствии реперфузии15,16. Существует несколько морфологических и функциональных различий между левым желудочком (LV) и RV17. Считается, что RV более устойчив к ишемии, чем LV8, частично из-за более обширного образования коллатерального кровообращения после RVI. Уточнение различий между инфарктом ЛЖ (ЛВИ) и РВИ и выявление основных механизмов обеспечит новые терапевтические мишени для регенерации сердца и ишемической сердечной недостаточности. Однако из-за трудностей, связанных с генерацией мышиной модели RVI, фундаментальные исследования RVI в основном ограничены.

Большая животная модель RVI была получена путем лигирования RCA у свиней18, которая проще в эксплуатации из-за видимого RCA. По сравнению с моделью крупного животного, мышиная модель имеет следующие преимущества: большая доступность в генных манипуляциях, более низкая экономическая стоимость и более короткий экспериментальный период19,20. Хотя ранее сообщалось о мышиной модели RVI, ориентированной на влияние RVI на функцию LV, подробные этапы процедуры, трудности и ключевые моменты работы, а также характеристики модели, такие как гемодинамические изменения, не были полностью введены 9,21.

В этой статье представлены подробные хирургические процедуры для создания мышиной модели RVI. Кроме того, эта модель характеризовалась эхокардиографическим измерением, инвазивной гемодинамической оценкой и гистологическим анализом. Кроме того, был выполнен коронарный сосудистый слепок для наблюдения за расположением коронарных артерий в RV. Метод, представленный в этой статье, поможет новичкам быстро понять генерацию мышиной модели RVI с приемлемой смертностью от операций и надежными подходами к оценке. Мышиная модель RVI поможет исследовать механизмы правой сердечной недостаточности и искать новые терапевтические цели ремоделирования RV.

протокол

Все процедуры выполнялись в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию, опубликованным Национальными институтами здравоохранения США (публикация NIH No 85-23, пересмотренная в 1996 году) и были одобрены Комитетом по этике животных больницы Наньфан Южного медицинского университета (Гуанчжоу, Китай). Здоровые самцы мышей C57BL/6J (8-10 недель; масса тела, 25-30 г) были получены из Центра животных Южного медицинского университета. Самки мышей также могут быть использованы, но смешивание обоих полов не рекомендуется из-за потенциального влияния половых различий. После прибытия мышей размещали в 12-часовом / 12-часовом темном / светлом цикле (3-4 мыши на клетку), с пищей ad libitum и водой.

1. Подготовка к операции

  1. Стерилизуйте хирургические инструменты путем автоклавирования перед операцией. Отрегулируйте грелку до 37 °C.
  2. Обезболивают мышей внутрибрюшинной инъекцией 50 мг/кг пентобарбитала (см. Таблицу материалов) для облегчения хирургической боли. Поместите мышей в отдельные ящики для индукции анестезии. Обеспечьте глубину анестезии за счет отсутствия реакции на снятие пальцев ног.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Также рекомендуется использовать 1,5% изофлурана для ингаляционной анестезии, потому что это лучше для обезболивания.
  3. Поместите мышей лежа на подушечку, зафиксировав их резцы швом и обездвижив их конечности скотчем. Убедитесь в глубине анестезии еще раз, проверив рефлекс.
  4. Удалите волосы с шеи до клифоса с помощью крема для депиляции. Продезинфицируйте хирургическую область 3 раза чередующимся антисептическим скрабом и 75% спиртом, а затем задрапируйте хирургическое поле.
  5. Выполните интубацию, выполнив следующие действия.
    1. Отрегулируйте частоту дыхания животного с помощью мини-вентилятора (см. Таблицу материалов) до 150/мин и дыхательного объема до 300 мкл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нет необходимости использовать режим положительного давления конечного выдоха.
    2. Слегка вытяните язык пинцетом, поднимите нижнюю челюсть с помощью депрессора языка, чтобы обнажить голосовую щель, и выполните внутритрахеальную интубацию, вставив канюлю 22 G в голосовую щель.
    3. Включите мини-вентилятор и подключите трахеальную канюлю к аппарату ИВЛ. Явление придания грудной волны частоте вентилятора свидетельствует об успешной интубации. Закрепите канюлю скотчем, чтобы предотвратить скольжение во время операции.

2. Перманентное перевязка правой коронарной артерии

  1. Правильно подключите электроды электрокардиографии (ЭКГ) (см. Таблицу материалов) к конечностям мыши и запишите ЭКГ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве ведущего мониторинга выбирается один из руководителей II, III или AVF; Свинец III является более уместным.
  2. Откройте сундук.
    1. Сделайте разрез длиной 1 см в коже параллельно третьему правому ребру офтальмологическими ножницами. Еще раз определите третий межреберный и обеспечьте достаточное пространство в соответствии с углом грудины.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Направление разреза кожи производится от угла грудины к правой передней подмышечной линии.
    2. Отделите и разрезайте большую грудную и грудную мышцы ножницами и микрощипцами над третьим межреберным пространством. После этого тупо отделяют межреберную мышцу локтевыми щипцами, чтобы обнажить операционное поле.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Только небольшую часть грудных мышц нужно разрезать, а затем рекомендуется тупое отделение для обнажения сердца.
    3. Прорежьте перикард. Поднимите правое предсердие стерильным хлопком и обложите RCA стерильным 8-0 нейлоновая нить с диапазоном перевязки 3-5 мм. После лигирования RCA мониторингОВАЯ ЭКГ (свинец III) показывает повышение сегмента ST.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку RCA мыши невидима, ее анатомическое местоположение должно быть тщательно подтверждено. Миокард RV намного тоньше, чем у LV. Поэтому трудно уловить глубину вставленной иглы. Легко вызвать синусовую брадикардию и атриовентрикулярную блокаду, если глубина вставленной иглы слишком глубока, а диапазон перевязки слишком велик.
  3. Удалите стерильные хлопковые и шовные мышцы и кожу стерильной нейлоновой нитью 5-0, чтобы закрыть межреберный разрез. Снова продезинфицируйте кожу 75% спиртом и однодомной мышью после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хорошо зашитая мышца важна для предотвращения аэроторакса. Стерильную дренажную трубку помещают в грудную полость до завершения закрытия грудной клетки, а затем грудную полость эвакуируют инъекционным шприцем, соединяющим дренажную трубку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После операции мышей помещают на грелку. Анальгетики, такие как бупренорфин (0,1 мг / кг массы тела, подкожно инъекция), необходимы для уменьшения боли животных после операции. Ожидаемыми осложнениями являются синусовая брадикардия и атриовентрикулярная блокада, а смертность после операции составляет 10-20%.

3. Эхокардиографическая оценка функции RV после операции

ПРИМЕЧАНИЕ: Для эхокардиографии используйте зонд MS400D с центральной частотой 30 МГц, подключенный к системе ультразвуковой визуализации высокого разрешения (см. Таблицу материалов). Эхокардиографическое исследование проводится через 4 недели после операции.

  1. Обезболить мышь 3% изофлураном путем ингаляции.
  2. Поместите мышь в положение лежа на спине на ультразвуковой платформе для фиксации животных и ультразвуковой работы. Прикрепите его когти к электроду, чтобы получить запись ЭКГ через систему, прикрепленную к ультразвуковому аппарату.
  3. Контролируйте частоту сердечных сокращений с помощью ЭКГ и поддерживайте ее между 450-550 ударами / мин, регулируя концентрацию анестетика между 1,5% и 3%.
  4. Удалите волосы с груди мыши кремом для депиляции и нанесите ультразвуковой гель на кожу грудной клетки.
  5. Установите платформу в горизонтальное положение. Ориентируйте преобразователь параллельно левой ноге и получайте изображение левого желудочка по длинной оси. Поверните зонд на 90° по часовой стрелке, чтобы получить вид на короткую ось LV. Нажмите кнопку Cine Store , чтобы сохранить изображения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Верхняя левая часть платформы наклонена в самой низкой точке. Угол поворота преобразователя по короткой оси LV сохраняется, в то время как преобразователь ориентирован на правое плечо мыши.
  6. Двигайтесь вниз по датчику вертикально, сохраняя его положение над верхней частью живота и ниже диафрагмы мыши в режиме B. Немного отрегулируйте положение платформы, повернув ее оси x и y, пока на экране не будут четко видны RV, правое предсердие (RA), левое предсердие (LA) и LV. Сохраните апикальные четырехкамерные изображения, нажав кнопку Cine store или Frame store .
    ПРИМЕЧАНИЕ: B-режим используется для отображения двухмерного (2D) вида сердца.
  7. Нажмите M-режим; после появления индикаторной линии 2x найдите индикаторную линию на отверстии трехстворчатого клапана, чтобы получить движение трикуспидальной кольцевой плоскости. Нажмите кнопку Cine store или Frame store для сохранения данных и изображений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: M-мод означает режим движения, который показывает движение сердца или сосуда в кривой форме.
  8. Нажмите кнопку Измерить , чтобы войти в режим измерения. Нажмите кнопку Измерения площади , чтобы перейти на RV и LV. Рассчитайте площадь RV и LV, чтобы получить отношение площади RV к LV.
    1. Нажмите кнопку Timeline и сделайте две базовые линии, чтобы определить диапазон движения трикуспидальной кольцевой плоскости во время систолического и диастолического периодов. Нажмите кнопку «Расстояние» и измерьте расстояние между двумя базовыми линиями, чтобы получить систолическую экскурсию трикуспидальной кольцевой плоскости (TAPSE).
  9. Наклоните левую сторону платформы в самой низкой точке. Держите зонд под углом 30° к горизонтальной оси вдоль правой передней подмышечной линии. Поверните оси x и Y платформы для отображения RV.
    1. Нажмите кнопку M-mode и найдите линию индикатора в гиперэхоической точке перегородки, чтобы получить изображение M-режима интерфейса RV. Нажмите кнопку Cine Store , чтобы сохранить изображение.
  10. Откройте изображение M-режима интерфейса RV, нажмите кнопку Measure для входа в режим измерения. Измерьте внутреннее расстояние RV в конце диастолы (RVIDd), фракцию выброса RV (RVEF) и укорочение фракции RV (RVFS) с помощью встроенного инструмента измерения эхокардиографической системы.
  11. Прекратите введение изофлурана и положите мышь на грелку на 3-5 мин, пока она не придет в сознание. После этого верните мышь в клетку с 12-часовым циклом свет/темнота.

4. Инвазивные измерения гемодинамики RV

ПРИМЕЧАНИЕ: Гемодинамика RV оценивается с помощью катетеризации правого сердца через 4 недели после RVI. Применяется катетер 1,0 F вместе с системой мониторинга.

  1. Обезболить мышь внутрибрюшинной инъекцией 50 мг/кг пентобарбитала натрия (см. Таблицу материалов).
  2. После подтверждения исчезновения рефлекса снятия педали удерживайте мышь в положении лежа на спине и обездвиживайте ее скотчем.
  3. Сбрить волосы на груди от грудинного угла до шиповника. Продезинфицируйте рабочую зону 75% спиртом.
  4. Выполните интубацию трахеи и установите параметр вентилятора животного, как описано в шагах 1.5.2-1.5.3.
  5. Сделайте двусторонний разрез размером 1 см на коже над мечевидным отростком и пересекните диафрагму и ребро офтальмологическими ножницами, чтобы обнажить сердце.
  6. Проколите свободную стенку правого желудочка иглой 32 Г. Удалите иглу и прижмите рану хлопком, чтобы остановить кровотечение.
  7. Вставьте кончик катетера в правый желудочек через место пункции и медленно протолкните катетер вперед. Отрегулируйте положение наконечника, чтобы получить типичную форму сигнала давления RV, отображаемую на мониторе и системе записи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Правая яремная вена также является подходящим маршрутом для гемодинамического измерения.
  8. После 10 мин стабилизации запишите данные RV систолического артериального давления (RVSBP), конечного диастолического давления RV (RVEDP) и RV dP / dt. Нажмите кнопку «Выбрать », чтобы выбрать сердечные циклы для расчета, а затем нажмите кнопку « Анализировать », чтобы рассчитать средние значения выбранных циклов.
  9. Извлеките катетер после завершения записи, а затем поместите его внутрь обычного физиологического раствора.
  10. Усыпить мышь внутрибрюшинной инъекцией передозировки пентобарбитала натрия (150 мг/кг), а затем принести его в жертву при вывихе шейки матки.
  11. Соберите сердце и большеберцовую кость для гистологического анализа.

5. Коронарная сосудистая слепок с использованием сосудистого литейного агента

  1. Гепаринизировать мышь внутрибрюшинной инъекцией 200 МЕ/мл гепарина натрия при 2000 МЕ/кг (см. Таблицу материалов).
  2. Обезболить мышь внутрибрюшинной инъекцией 50 мг/кг пентобарбитала натрия.
  3. Поместите животное лежа на подушечке и интубируйте для искусственной вентиляции легких, выполнив шаги 1.5.2-1.5.3.
  4. Откройте грудную клетку хирургическими ножницами, как описано в шаге 4.5, и обнажите сердце.
  5. Сделайте 3 мм выемку с офтальмологическими ножницами на правом предсердии и перфьминируйте сердце 5 мл нормального физиологического раствора через сердечную вершину с помощью инъектора.
  6. Блокировать кровь из аорты с помощью аортального зажима и перфузить 0,1 мл нитроглицерина (1 мг / мл) через сердечную вершину с помощью инъектора для расширения коронарной артерии.
  7. Приготовьте литый реагент, смешав ингредиенты в комплекте в соответствии с инструкциями производителя (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется одновременно готовить слепой реагент и перфузию с нормальным физиологическим раствором и нитроглицерином для предотвращения микрососудистого закрытия.
  8. Перфузируйте сердце 1 мл литого реагента через сердечную вершину и подождите 2-3 ч.
  9. Размывают сердце 50% гидроксидом натрия в течение 2-3 дней и удаляют мышечную ткань или соединительную ткань путем полоскания нормальным физиологическим раствором.
  10. Делайте снимки под фотоаппарат.
    ВНИМАНИЕ: Слепой реагент вреден для глаз, кожи и дыхательных путей. Гидроксид натрия является коррозионным. Требуется ношение защитных перчаток, защитных очков и лабораторного халата. Литой реагент должен быть подготовлен в вытяжном капюшоне.

Результаты

В этом исследовании мыши были случайным образом распределены в группу RVI (n = 11) или фиктивной операции (n = 11). Коронарное слепок в 2 нормальных сердцах мышей показано на рисунке 1А. В ответ на лигирование RCA повышение сегмента ST наблюдалось в свинце III ЭКГ (рисунок ...

Обсуждение

Сикард и его коллеги из Франции впервые сообщили о мышиной модели RVI в 2019 году, которая описала хирургический процесс и сосредоточилась на взаимодействии между LV и RV после RVI9. Однако на сегодняшний день ни в одном исследовании не сообщалось об использовании этой модели для ?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана грантами Национального фонда естественных наук Китая (82073851 до Солнца) и Национального китайского постдокторского научного фонда (2021M690074 для Линь).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
2,3,5-triphenyltetrazolium chlorideSigmaT8877For TTC staining
Animal Mini VentilatorHavardType 845For artificial ventilation
Animal ultrasound system VEVO2100Visual SonicVEVO2100Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque
Batson’s #17 Anatomical Corrosion KitPolyscience Inc7349For vasculature casting
buprenorphineIsoreag1134630-70-8For reduce the pain of mice after surgery
C57BL/6J mice + D29A1A2:D27Animal Center of South Medical University-For the generation of mouse RVI model
CameraSangnondFor taking photograph
Cold light illuminatorOlympusILD-2Light for operation
electrocardiographADI InstrumentADAS1000For recording electrocardiogram
hair removal creamReckitt BenchiserRQ/B 33 Type 2Remove mouse hair
Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1)SHANGHAI ALCOTT BIOTECH COALC-HTP-S1Heating
Hematoxylin-eosin dyeLeageneDH0003Hematoxylin-eosin staining
Heparin sodium saltMacklinH837056For heparization
IsofluraneRWD life scienceR510-22Inhalant anaesthesia
Lab made spatulaWork as a laryngoscope
Lab made tracheal cannulaFor intubation
Matrx VIP 3000 Isofurane VaporizerMidmark CorporationVIP 3000Anesthetization
Medical nylon suture (5-0)Ningbo Medical Needle Co.5-0For chest close
Microsurgical elbow tweezersRWD life scienceF11021-11For surgery
Microsurgical scissorsNAPOXMB-54-1For arteriotomy
Millar CatheterAD Instruments, Shanghai1.0FMeasurement of pressure gradient
MS400D ultrasonic probeVisual SonicMS400DMeasurement for Doppler flow velocity and AS plaque
needle forcepsVisual SonicF31006-12For surgery
nitroglycerinBEIJING YIMIN MEDICINE CoFor dilating coronary artery
Ophthalmic scissorsRWD life scienceS11022-14For surgery
Pentobarbital sodium saltMerck25MGAnesthetization
PowerLab Multi-Directional Physiological Recording SystemAD Instruments, Shanghai4/35Pressure recording
Precision electronic balanceDenver InstrumentTB-114Weighing scale
Silk suture (8-0)Ningbo Medical Needle Co.6-0coronary artery ligation
Small animal microsurgery equipmentNapoxMA-65Surgical instruments
tissue forcepsVisual SonicF-12007-10For surgery
tissue scissorVisual SonicS13052-12Open chest for hemodynamic measurement
Transmission GelGuang Gong pai250MLpreparation for Echocardiography measurement
Vascular ClampsVisual SonicR31005-06For blocking blood from aorta

Ссылки

  1. Rallidis, L. S., Makavos, G., Nihoyannopoulos, P. Right ventricular involvement in coronary artery disease: role of echocardiography for diagnosis and prognosis. Journal of the American Society of Echocardiography: Official Publication of the American Society of Echocardiography. 27 (3), 223-229 (2014).
  2. Frangogiannis, N. G. Fibroblasts and the extracellular matrix in right ventricular disease. Cardiovascular Research. 113 (12), 1453-1464 (2017).
  3. Ondrus, T., et al. Right ventricular myocardial infarction: From pathophysiology to prognosis. Experimental & Clinical Cardiology. 18 (1), 27-30 (2013).
  4. Badagliacca, R., et al. Right ventricular concentric hypertrophy and clinical worsening in idiopathic pulmonary arterial hypertension. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (11), 1321-1329 (2016).
  5. Verhaert, D., et al. Right ventricular response to intensive medical therapy in advanced decompensated heart failure. Circulation: Heart Failure. 3 (3), 340-346 (2010).
  6. Chen, K., et al. RNA interactions in right ventricular dysfunction induced type II cardiorenal syndrome. Aging (Albany NY). 13 (3), 4215-4241 (2021).
  7. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. Journal of Visualized Experiments. (147), e59431 (2019).
  8. Harjola, V. P., et al. Contemporary management of acute right ventricular failure: A statement from the heart failure association and the working group on pulmonary circulation and right ventricular function of the European society of cardiology. European Journal of Heart Failure. 18 (3), 226-241 (2016).
  9. Sicard, P., et al. Right coronary artery ligation in mice: a novel method to investigate right ventricular dysfunction and biventricular interaction. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 316 (3), 684-692 (2019).
  10. Goldstein, J. A. Pathophysiology and management of right heart ischemia. Journal of the American College of Cardiology. 40 (5), 841-853 (2002).
  11. Stiermaier, T., et al. Frequency and prognostic impact of right ventricular involvement in acute myocardial infarction. Heart. , 1-8 (2020).
  12. Zehender, M., et al. Right ventricular infarction as an independent predictor of prognosis after acute inferior myocardial infarction. The New England Journal of Medicine. 328 (14), 981-988 (1993).
  13. Brodie, B. R., et al. Comparison of late survival in patients with cardiogenic shock due to right ventricular infarction versus left ventricular pump failure following primary percutaneous coronary intervention for ST-elevation acute myocardial infarction. The American Journal of Cardiology. 99 (4), 431-435 (2007).
  14. Konstam, M. A., et al. Evaluation and management of right-sided heart failure: A scientific statement from the american heart association. Circulation. 137 (20), 578-622 (2018).
  15. Leferovich, J. M., et al. Heart regeneration in adult MRL mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (17), 9830-9835 (2001).
  16. Dell'Italia, L. J., et al. Hemodynamically important right ventricular infarction: Follow-up evaluation of right ventricular systolic function at rest and during exercise with radionuclide ventriculography and respiratory gas exchange. Circulation. 75 (5), 996-1003 (1987).
  17. Friedberg, M. K., Redington, A. N. Right versus left ventricular failure: differences, similarities, and interactions. Circulation. 129 (9), 1033-1044 (2014).
  18. Haraldsen, P., Lindstedt, S., Metzsch, C., Algotsson, L., Ingemansson, R. A porcine model for acute ischaemic right ventricular dysfunction. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (1), 43-48 (2014).
  19. Ren, L., Colafella, K. M. M., Bovée, D. M., Uijl, E., Danser, A. H. J. Targeting angiotensinogen with RNA-based therapeutics. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 29 (2), 180-189 (2020).
  20. Hacker, T. A. Animal models and cardiac extracellular matrix research. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1098, 45-58 (2018).
  21. Chien, T. M., et al. Double right coronary artery and its clinical implications. Cardiology in the Young. 24 (1), 5-12 (2014).
  22. Zhu, Y., et al. Characterizing a long-term chronic heart failure model by transcriptomic alterations and monitoring of cardiac remodeling. Aging (Albany NY). 13 (10), 13585-13614 (2021).
  23. Cui, M., et al. Nrf1 promotes heart regeneration and repair by regulating proteostasis and redox balance. Nature Communications. 12 (1), 5270 (2021).
  24. Meyer, P., et al. Effects of right ventricular ejection fraction on outcomes in chronic systolic heart failure. Circulation. 121 (2), 252-258 (2010).
  25. Dunmore-Buyze, P. J., et al. Three-dimensional imaging of the mouse heart and vasculature using micro-CT and whole-body perfusion of iodine or phosphotungstic acid. Contrast Media & Molecular Imaging. 9 (5), 383-390 (2014).
  26. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: Implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  27. Zhang, H., Faber, J. E. De-novo collateral formation following acute myocardial infarction: Dependence on CCR2+ bone marrow cells. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 87, 4-16 (2015).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

180

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены