Erzeugung und Charakterisierung eines rechtsventrikulären Myokardinfarkts induziert durch permanente Ligation der rechten Koronararterie bei Mäusen

Zusammenfassung

Es gibt mehrere Unterschiede zwischen dem rechten und linken Ventrikel. Die Pathophysiologie des rechtsventrikulären Infarkts (RVI) ist jedoch nicht geklärt. Im vorliegenden Protokoll wird eine reproduzierbare Methode zur Generierung von RVI-Mausmodellen eingeführt, die ein Mittel zur Erläuterung des Mechanismus von RVI darstellen kann.

Zusammenfassung

Rechtsventrikulärer Infarkt (RVI) ist eine häufige Präsentation in der klinischen Praxis. Schwere RVI kann zu tödlicher hämodynamischer Dysfunktion und Arrhythmie führen. Im Gegensatz zu dem weit verbreiteten Maus-Myokardinfarkt-Modell (MI), das durch linke Koronararterienligatur erzeugt wird, wird das RVI-Mausmodell aufgrund der Schwierigkeiten bei der Modellgenerierung selten eingesetzt. Die Erforschung der Mechanismen und der Behandlung von RVI-induziertem RV-Remodeling und -Dysfunktion erfordert Tiermodelle, um die Pathophysiologie von RVI bei Patienten nachzuahmen. Diese Studie stellt ein praktikables Verfahren zur RVI-Modellgenerierung bei C57BL/6J-Mäusen vor. Darüber hinaus wurde dieses Modell auf der Grundlage der folgenden Faktoren charakterisiert: Beurteilung der Infarktgröße bei 24 h nach MI, Beurteilung des Herzumbaus und der Funktion mit Echokardiographie, Beurteilung der RV-Hämodynamik und Histologie der Infarktzone 4 Wochen nach RVI. Darüber hinaus wurde ein koronarer Gefäßabguss durchgeführt, um die koronare arterielle Anordnung in RV zu beobachten. Dieses Mausmodell von RVI würde die Erforschung von Mechanismen der Rechtsherzinsuffizienz erleichtern und neue therapeutische Ziele für den RV-Umbau suchen.

Einleitung

Der rechte Ventrikel (RV), der lange Zeit als einfacher Schlauch angesehen wurde, der mit der Lungenarterie verbunden ist, wurde viele Jahre lang zu Unrecht vernachlässigt¹. In letzter Zeit besteht jedoch ein zunehmendes Interesse an der RV-Funktion, da sie eine wesentliche Rolle bei hämodynamischen Erkrankungen^{spielt 2,3} und als unabhängiger Risikoprädiktor für Herz-Kreislauf-Erkrankungen^{dienen kann} 4,5,6,7. RV-Erkrankungen umfassen RV-Infarkt (RVI), Lungenarterien-Hypertonie und Herzklappenerkrankung⁸. Im Gegensatz zu dem immensen Interesse an der Hypertonie der Lungenarterie ist RVI vernachlässigt^{geblieben 7,9}.

RVI, in der Regel begleitet von inferior-posteriorem Myokardinfarkt^10,11, wird durch einen Verschluss der rechten Koronararterie (RCA) verursacht. Laut klinischen Studien induziert eine schwere RVI wahrscheinlich hämodynamische Störungen und Arrhythmien wie Hypotonie, Bradykardie und atrioventrikuläre Blockaden, die mit einer höheren Krankenhausmorbidität und -mortalität verbunden sind^12,13,14. Die RV-Funktion könnte sich bis zu einem gewissen Grad spontan erholen, auch wenn keine Reperfusion^{vorliegt 15,16}. Zwischen dem linken Ventrikel (LV) und RV¹⁷ bestehen mehrere morphologische und funktionelle Unterschiede. Es wird angenommen, dass RV resistenter gegen Ischämie ist als LV⁸, teilweise aufgrund der umfangreicheren Kollateralzirkulationsbildung nach RVI. Die Klärung der Unterschiede zwischen LV-Infarkt (LVI) und RVI und die Identifizierung der zugrunde liegenden Mechanismen würden neue therapeutische Ziele für die kardiale Regeneration und die ischämische Herzinsuffizienz liefern. Aufgrund der Schwierigkeiten, die mit der Generierung von RVI-Mausmodellen verbunden sind, ist die Grundlagenforschung zu RVI jedoch hauptsächlich begrenzt.

Ein großes Tiermodell von RVI wurde durch Ligatieren von RCA in Schweine¹⁸ erzeugt, das aufgrund der sichtbaren RCA einfacher zu bedienen ist. Gegenüber dem Großtiermodell hat das Mausmodell folgende Vorteile: mehr Zugänglichkeit bei der Genmanipulation, geringere wirtschaftliche Kosten und kürzere Versuchsdauer^19,20. Obwohl zuvor ein Maus-RVI-Modell berichtet wurde, das sich auf den Einfluss von RVI auf die LV-Funktion konzentrierte, wurden die detaillierten Schritte des Verfahrens, die Schwierigkeiten und Schlüsselpunkte des Betriebs sowie die Modellmerkmale wie hämodynamische Änderungen nicht vollständig eingeführt ^9,21.

Dieser Artikel enthält detaillierte chirurgische Verfahren zum Generieren eines Mausmodells von RVI. Darüber hinaus zeichnete sich dieses Modell durch echokardiographische Messung, invasive hämodynamische Auswertung und histologische Analyse aus. Darüber hinaus wurde ein koronarer Gefäßabguss durchgeführt, um die koronare arterielle Anordnung im Wohnmobil zu beobachten. Die in diesem Artikel vorgestellte Technik würde Anfängern helfen, die Generierung des Maus-RVI-Modells mit akzeptabler Operationsmortalität und zuverlässigen Bewertungsansätzen schnell zu erfassen. Das Mausmodell von RVI würde helfen, die Mechanismen der Rechtsherzinsuffizienz zu erforschen und neue therapeutische Ziele für den RV-Umbau zu suchen.

Protokoll

Alle Verfahren wurden gemäß dem von den US National Institutes of Health veröffentlichten Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (NIH-Publikation Nr. 85-23, überarbeitet 1996) durchgeführt und von der Tierethikkommission des Nanfang Hospital, Southern Medical University (Guangzhou, China) genehmigt. Gesunde männliche C57BL/6J Mäuse (8-10 Wochen alt; Körpergewicht, 25-30 g) wurden vom Animal Center der Southern Medical University bezogen. Weibliche Mäuse können ebenfalls verwendet werden, aber das Mischen beider Geschlechter wird aufgrund der möglichen Einflüsse von Geschlechtsunterschieden nicht empfohlen. Nach der Ankunft wurden die Mäuse in einem 12-h / 12-stündigen Dunkel- / Lichtzyklus (3-4 Mäuse pro Käfig) mit Ad-libitum-Futter und Wasser untergebracht.

1. Vorbereitung auf die Operation

1. Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente durch Autoklavieren vor der Operation. Stellen Sie das Heizkissen auf 37 °C ein.
2. Betäuben Sie die Mäuse durch eine intraperitoneale Injektion von 50 mg/kg Pentobarbital (siehe Materialtabelle), um chirurgische Schmerzen zu lindern. Legen Sie die Mäuse in separate Boxen für die Anästhesieinduktion. Stellen Sie die Tiefe der Anästhesie sicher, indem Sie keine Zehenentzugsreaktion haben.
   HINWEIS: Es wird auch empfohlen, 1,5% Isofluran für die Inhalationsanästhesie zu verwenden, da es besser für die Analgesie ist.
3. Legen Sie die Mäuse in Rückenlage auf das Pad, indem Sie ihre Schneidezähne mit einer Naht befestigen und ihre Gliedmaßen mit Klebeband immobilisieren. Stellen Sie die Tiefe der Anästhesie erneut sicher, indem Sie den Reflex überprüfen.
4. Entfernen Sie die Haare vom Hals bis xiphoid mit einer Enthaarungscreme. Desinfizieren Sie den Operationsbereich 3 Mal mit abwechselndem antiseptischem Peeling und 75% Alkohol und drapieren Sie dann das Operationsfeld.
5. Führen Sie eine Intubation durch, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
   1. Stellen Sie die Atemfrequenz des Tieres mit einem Mini-Ventilator (siehe Materialtabelle) auf 150/min und das Tidalvolumen auf 300 μL ein.
      HINWEIS: Es ist nicht erforderlich, den Modus mit positivem endexspiratorischem Druck zu verwenden.
   2. Ziehen Sie die Zunge leicht mit einer Pinzette heraus, heben Sie den Unterkiefer mit einem Zungendrücker an, um die Glottis freizulegen, und führen Sie eine intratracheale Intubation durch, indem Sie eine 22-G-Kanüle in die Glottis einführen.
   3. Schalten Sie das Mini-Beatmungsgerät ein und schließen Sie die Trachealkanüle an das Beatmungsgerät an. Das Phänomen, dass die thorakale Welligkeit der Beatmungsfrequenz entspricht, deutet auf eine erfolgreiche Intubation hin. Befestigen Sie die Kanüle mit Klebeband, um ein Verrutschen während des Vorgangs zu verhindern.

2. Dauerhafte Ligatur der rechten Koronararterie

1. Schließen Sie die Elektroden der Elektrokardiographie (EKG) (siehe Materialtabelle) korrekt an die Gliedmaßen der Maus an und zeichnen Sie das EKG auf.
   HINWEIS: Eine der II-, III- oder AVF-Leitungen wird als Überwachungsleitung ausgewählt. Blei III ist angemessener.
2. Öffne die Truhe.
   1. Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt in der Haut parallel zur dritten rechten Rippe mit einer Augenschere. Bestimmen Sie die dritte Interkostalseite erneut und sorgen Sie für ausreichend Platz entsprechend dem Brustbeinwinkel.
      HINWEIS: Die Richtung des Hauteinschnitts erfolgt vom Brustbeinwinkel zur rechten vorderen Achsellinie.
   2. Trennen und schneiden Sie die Muskeln pectoralis major und pectoralis minor mit einer Schere und einer Mikrozange über dem dritten Interkostalraum ab. Danach trennen Sie den Interkostalmuskel stumpf mit einer Ellenbogenzange, um das chirurgische Feld freizulegen.
      HINWEIS: Nur ein kleiner Teil der Brustmuskeln muss geschnitten werden, und dann wird eine stumpfe Trennung empfohlen, um das Herz freizulegen.
   3. Schneiden Sie das Perikard ein. Heben Sie das rechte Atrium mit steriler Baumwolle an und ligiieren Sie das RCA mit einem sterilen 8-0 Nylongewinde mit einem Ligaturbereich von 3-5 mm. Nach dem Ligieren des RCA zeigt das Überwachungs-EKG (Blei III) die ST-Segment-Elevation an.
      HINWEIS: Da der Maus-RCA unsichtbar ist, muss sein anatomischer Standort sorgfältig bestätigt werden. Das Myokard des Wohnmobils ist viel dünner als das des LV. Daher ist es schwierig, die Tiefe der eingeführten Nadel zu erfassen. Es ist leicht, Sinusbradykardie und atrioventrikulären Block zu induzieren, wenn die Tiefe der eingeführten Nadel zu tief ist und der Ligaturbereich zu groß ist.
3. Entfernen Sie die sterilen Baumwoll- und Nahtmuskeln und die Haut mit einem sterilen 5-0-Nylonfaden, um den Interkostalschnitt zu schließen. Desinfizieren Sie die Haut erneut mit 75% Alkohol und machen Sie die Maus nach der Operation im Einzelhaus.
   HINWEIS: Der gut vernähte Muskel ist wichtig, um Aerothoracx zu vermeiden. Ein steriles Drainagerohr wird bis zum Abschluss des Brustverschlusses in die Brusthöhle gelegt, und dann wird die Brusthöhle durch eine Injektionsspritze evakuiert, die das Drainagerohr verbindet.
   HINWEIS: Nach der Operation werden die Mäuse auf ein Heizkissen gelegt. Analgetika wie Buprenorphin (0,1 mg/kg Körpergewicht, subkutane Injektion) sind erforderlich, um die Schmerzen der Tiere nach der Operation zu lindern. Die erwarteten Komplikationen sind Sinusbradykardie und atrioventrikulärer Block, und die Sterblichkeitsrate nach der Operation beträgt 10-20%.

3. Echokardiographische Beurteilung der RV-Funktion nach der Operation

HINWEIS: Verwenden Sie für die Echokardiographie eine MS400D-Sonde mit einer Mittenfrequenz von 30 MHz, die an ein hochauflösendes Ultraschallbildgebungssystem angeschlossen ist (siehe Materialtabelle). Die Echokardiographie-Untersuchung wird 4 Wochen nach der Operation durchgeführt.

1. Betäuben Sie die Maus mit 3% Isofluran durch Inhalation.
2. Stellen Sie die Maus in Rückenlage auf einer Ultraschallplattform für Tierfixierung und Ultraschalloperation. Kleben Sie die Krallen an die Elektrode, um eine EKG-Aufzeichnung über ein an die Ultraschallmaschine angeschlossenes System zu erhalten.
3. Überwachen Sie die Herzfrequenz durch das EKG und halten Sie sie zwischen 450-550 Schlägen / min, indem Sie die Anästhesiekonzentration zwischen 1,5% und 3% einstellen.
4. Entfernen Sie die Haare von der Brust der Maus mit einer Enthaarungscreme und tragen Sie Ultraschallgel auf die Haut der Brust auf.
5. Stellen Sie die Plattform auf die horizontale Position ein. Richten Sie den Wandler parallel zum linken Bein aus und erhalten Sie das linksventrikuläre Langachsenbild. Drehen Sie die Sonde um 90° im Uhrzeigersinn, um die LV-Kurzachsenansicht zu erhalten. Drücken Sie die Cine-Store-Taste , um die Bilder zu speichern.
   HINWEIS: Die obere linke Seite der Plattform ist am tiefsten Punkt geneigt. Der kurzachsige LV-Drehwinkel des Wandlers wird beibehalten, während der Wandler auf die rechte Schulter der Maus ausgerichtet ist.
6. Bewegen Sie den Wandler vertikal nach unten und behalten Sie seine Position über dem Oberbauch und unterhalb der Membran der Maus im B-Modus bei. Passen Sie die Plattformposition leicht an, indem Sie die x- und y-Achsen drehen, bis das RV, das rechte Atrium (RA), das linke Atrium (LA) und das LV deutlich auf dem Bildschirm zu sehen sind. Speichern Sie apikale Vierkammerbilder, indem Sie die Schaltfläche Cine-Speicher oder Rahmenspeicher drücken.
   HINWEIS: Der B-Modus wird verwendet, um die zweidimensionale (2D) Ansicht des Herzens anzuzeigen.
7. Drücken Sie den M-Modus; Nachdem die 2X-Indikatorlinie angezeigt wurde, suchen Sie die Indikatorlinie an der Trikuspidalklappenöffnung, um die Bewegung der Trikuspidalringebene zu erhalten. Klicken Sie auf die Schaltfläche Cine store oder Frame store , um Daten und Bilder zu speichern.
   HINWEIS: M-Modus bedeutet Bewegungsmodus, der die Bewegung des Herzens oder Gefäßes in einer Kurvenform anzeigt.
8. Drücken Sie die Messtaste, um in den Messmodus zu wechseln. Klicken Sie auf die Schaltfläche Flächenmessung, um in RV und LV einzuteilen. Berechnen Sie die Fläche von RV und LV, um das Flächenverhältnis von RV zu LV zu erhalten.
   1. Klicken Sie auf die Schaltfläche Zeitleiste und erstellen Sie zwei Grundlinien, um den Bewegungsbereich der ringförmigen Trikuspidalebene während der systolischen und diastolischen Perioden zu definieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche Entfernung und messen Sie den Abstand zwischen zwei Basislinien, um eine trikuspidale ringförmige systolische Exkursion (TAPSE) zu erhalten.
9. Neigen Sie die linke Seite der Plattform am tiefsten Punkt. Halten Sie die Sonde in einem Winkel von 30° zur horizontalen Achse entlang der rechten vorderen Achsellinie. Drehen Sie die x- und y-Achsen der Plattform, um das RV anzuzeigen.
   1. Drücken Sie die M-Mode-Taste und suchen Sie die Anzeigelinie am Hyperechopunkt des Septums, um das M-Mode-Bild der RV-Schnittstelle zu erhalten. Drücken Sie die Cine-Store-Taste , um das Bild zu speichern.
10. Öffnen Sie das M-Modus-Bild der RV-Schnittstelle, drücken Sie die Messtaste, um in den Messmodus zu gelangen. Messen Sie den RV-Innenabstand am Ende der Diastole (RVIDd), der RV-Ejektionsfraktion (RVEF) und der RV-Fraktionsverkürzung (RVFS) mit dem eingebauten Messwerkzeug des echokardiographischen Systems.
11. Hören Sie auf, Isofluran zu verabreichen und legen Sie die Maus für 3-5 Minuten auf das Heizkissen, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt. Danach bringen Sie die Maus mit 12 h Hell/Dunkel-Zyklus in ihren Käfig zurück.

4. Invasive Messungen der Hämodynamik von Wohnmobilen

HINWEIS: Die Hämodynamik des RV wird 4 Wochen nach der RVI durch eine Katheterisierung des rechten Herzens beurteilt. Zum Einsatz kommt ein 1.0 F Katheter zusammen mit einem Überwachungssystem.

1. Betäuben Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von 50 mg/kg Natriumpentobarbital (siehe Materialtabelle).
2. Nachdem Sie das Verschwinden des Pedalentzugsreflexes bestätigt haben, halten Sie die Maus in Rückenlage und immobilisieren Sie sie mit Klebeband.
3. Rasieren Sie die Brusthaare vom Sternalwinkel bis zum Xiphoid. Desinfizieren Sie den Betriebsbereich mit 75% Alkohol.
4. Führen Sie eine Trachealintubation durch und stellen Sie den Parameter des tierischen Beatmungsgeräts wie in den Schritten 1.5.2-1.5.3 beschrieben ein.
5. Machen Sie einen 1 cm beidseitigen Schnitt auf der Haut über dem Xiphoid-Prozess und transektieren Sie das Zwerchfell und die Rippe mit einer Augenschere, um das Herz freizulegen.
6. Durchstechen Sie die rechte ventrikuläre freie Wand mit einer 32 G Nadel. Entfernen Sie die Nadel und drücken Sie die Wunde mit Baumwolle, um Blutungen zu stillen.
7. Führen Sie die Spitze des Katheters durch die Einstoßstelle in den rechten Ventrikel ein und drücken Sie den Katheter langsam nach vorne. Stellen Sie die Position der Spitze ein, um eine typische RV-Druckwellenform zu erhalten, die auf einem Monitor und einem Aufzeichnungssystem angezeigt wird.
   HINWEIS: Die rechte Halsvene ist auch ein geeigneter Weg für die hämodynamische Messung.
8. Nach 10 Minuten Stabilisierung zeichnen Sie die Daten des systolischen RV-Blutdrucks (RVSBP), des enddiastolischen RV-Drucks (RVEDP) und des RV dP / dt auf. Klicken Sie auf die Schaltfläche Auswählen, um die Herzzyklen für die Berechnung auszuwählen, und klicken Sie dann auf die Schaltfläche Analysieren, um die Mittelwerte der ausgewählten Zyklen zu berechnen.
9. Entfernen Sie den Katheter nach Abschluss der Aufnahme und legen Sie ihn dann in normale Kochsalzlösung.
10. Euthanasieren Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von Überdosierung Pentobarbital-Natrium (150 mg / kg) und opfern Sie es dann durch zervikale Dislokation.
11. Sammeln Sie das Herz und die Tibia für die histologische Analyse.

5. Koronaler Gefäßabgüss mit einem Gefäßgießmittel

1. Heparinisieren Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von 200 IE/ml Heparin-Natrium bei 2000 IE/kg (siehe Materialtabelle).
2. Betäuben Sie die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von 50 mg/kg Natriumpentobarbital.
3. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf das Pad und intubieren Sie es zur künstlichen Belüftung gemäß den Schritten 1.5.2-1.5.3.
4. Öffnen Sie die Brust mit einer chirurgischen Schere, wie in Schritt 4.5 beschrieben, und legen Sie das Herz frei.
5. Machen Sie eine 3-mm-Kerbe mit einer Augenschere an den rechten Vorhöfen und durchbluten Sie das Herz mit 5 ml normaler Kochsalzlösung durch die Herzspitze mit einem Injektor.
6. Blockieren Sie das Blut aus der Aorta mit einer Aortenklemme und perfusionieren Sie 0,1 ml Nitroglycerin (1 mg / ml) durch die Herzspitze mit einem Injektor, um die Koronararterie zu erweitern.
7. Bereiten Sie das Gussreagenz vor, indem Sie die Zutaten im Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers mischen (siehe Materialtabelle).
   HINWEIS: Es wird empfohlen, das Gießreagenz und die Perfusion mit normaler Kochsalzlösung und Nitroglycerin gleichzeitig vorzubereiten, um einen mikrovaskulären Verschluss zu verhindern.
8. Durchbluten Sie das Herz mit 1 ml gegossenem Reagenz durch die Herzspitze und warten Sie 2-3 h.
9. Erodieren Sie das Herz mit 50% Natriumhydroxid für 2-3 Tage und entfernen Sie das Muskelgewebe oder Bindegewebe durch Spülen mit normaler Kochsalzlösung.
10. Machen Sie Fotos unter einer Kamera.
    ACHTUNG: Das Gipsreagenz ist schädlich für Augen, Haut und Atemwege. Natriumhydroxid ist korrosiv. Das Tragen von Schutzhandschuhen, Schutzbrillen und einem Laborkittel ist erforderlich. Das gegossene Reagenz muß in einem Abzug zubereitet werden.

Ergebnisse

In dieser Studie wurden Mäuse nach dem Zufallsprinzip der RVI- (n = 11) oder Scheinoperationsgruppe (n = 11) zugeordnet. Der Koronarstich in 2 normalen Mausherzen ist in Abbildung 1A dargestellt. Als Reaktion auf die RCA-Ligatur wurde eine Erhöhung des ST-Segments in Blei III des EKG beobachtet (Abbildung 1B). Darüber hinaus zeigte die Färbung von 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC), dass der Infarktbereich bei 24 h postoperativ 45% der freien RV-Wand au...

Diskussion

Sicard und Kollegen aus Frankreich berichteten erstmals 2019 über ein Mausmodell von RVI, das den chirurgischen Prozess beschrieb und sich auf die Interaktion zwischen LV und RV nach RVI⁹ konzentrierte. Bis heute hat jedoch keine Studie berichtet, dass dieses Modell für weitere Studien verwendet wurde. Ein detaillierteres Verfahren wäre für Forscher hilfreich, um das Mausmodell von RVI für die Untersuchung zu verwenden. Im Gegensatz zum Bericht von Sicard et ^al.9 liefe...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
2,3,5-triphenyltetrazolium chloride	Sigma	T8877	For TTC staining
Animal Mini Ventilator	Havard	Type 845	For artificial ventilation
Animal ultrasound system VEVO2100	Visual Sonic	VEVO2100	Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque
Batson’s #17 Anatomical Corrosion Kit	Polyscience Inc	7349	For vasculature casting
buprenorphine	Isoreag	1134630-70-8	For reduce the pain of mice after surgery
C57BL/6J mice + D29A1A2:D27	Animal Center of South Medical University	-	For the generation of mouse RVI model
Camera	Sangnond		For taking photograph
Cold light illuminator	Olympus	ILD-2	Light for operation
electrocardiograph	ADI Instrument	ADAS1000	For recording electrocardiogram
hair removal cream	Reckitt Benchiser	RQ/B 33 Type 2	Remove mouse hair
Heat pad- thermostatic surgical system (ALC-HTP-S1)	SHANGHAI ALCOTT BIOTECH CO	ALC-HTP-S1	Heating
Hematoxylin-eosin dye	Leagene	DH0003	Hematoxylin-eosin staining
Heparin sodium salt	Macklin	H837056	For heparization
Isoflurane	RWD life science	R510-22	Inhalant anaesthesia
Lab made spatula			Work as a laryngoscope
Lab made tracheal cannula			For intubation
Matrx VIP 3000 Isofurane Vaporizer	Midmark Corporation	VIP 3000	Anesthetization
Medical nylon suture (5-0)	Ningbo Medical Needle Co.	5-0	For chest close
Microsurgical elbow tweezers	RWD life science	F11021-11	For surgery
Microsurgical scissors	NAPOX	MB-54-1	For arteriotomy
Millar Catheter	AD Instruments, Shanghai	1.0F	Measurement of pressure gradient
MS400D ultrasonic probe	Visual Sonic	MS400D	Measurement for Doppler flow velocity and AS plaque
needle forceps	Visual Sonic	F31006-12	For surgery
nitroglycerin	BEIJING YIMIN MEDICINE Co		For dilating coronary artery
Ophthalmic scissors	RWD life science	S11022-14	For surgery
Pentobarbital sodium salt	Merck	25MG	Anesthetization
PowerLab Multi-Directional Physiological Recording System	AD Instruments, Shanghai	4/35	Pressure recording
Precision electronic balance	Denver Instrument	TB-114	Weighing scale
Silk suture (8-0)	Ningbo Medical Needle Co.	6-0	coronary artery ligation
Small animal microsurgery equipment	Napox	MA-65	Surgical instruments
tissue forceps	Visual Sonic	F-12007-10	For surgery
tissue scissor	Visual Sonic	S13052-12	Open chest for hemodynamic measurement
Transmission Gel	Guang Gong pai	250ML	preparation for Echocardiography measurement
Vascular Clamps	Visual Sonic	R31005-06	For blocking blood from aorta