ניתוח השתלה לגירוי עצב הואגוס בטני ותיעוד מחקרים בחולדות ערות

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מתאר את הטכניקה הכירורגית להשתלת מערך אלקטרודות על עצב הואגוס הבטני בחולדות, יחד עם שיטות לבדיקה וגירוי אלקטרופיזיולוגיים כרוניים באמצעות המכשיר המושתל.

Abstract

גירוי עצבי הואגוס בטני (VNS) יכול להיות מיושם על הענף התת-סרעפתי של העצב התועה של חולדות. בשל מיקומו האנטומי, אין לו השפעות נשימתיות ולבביות מחוץ למטרה הקשורות בדרך כלל VNS צוואר הרחם. היעדר השפעות נשימתיות ולבביות מחוץ למטרה פירושו שאין צורך להוריד את עוצמת הגירוי כדי להפחית את תופעות הלוואי הנפוצות במהלך VNS צוואר הרחם. מחקרים מעטים שנעשו לאחרונה הדגימו את ההשפעות האנטי-דלקתיות של VNS בטני במודלים של חולדות של מחלות מעי דלקתיות, דלקת מפרקים שגרונית והפחתת גליקמיה במודל חולדות של סוכרת מסוג 2. חולדה היא מודל נהדר לחקור את הפוטנציאל של טכנולוגיה זו בגלל האנטומיה המבוססת היטב של העצב התועה, גודלו הגדול של העצב המאפשר טיפול קל, והזמינות של מודלים רבים של מחלות. במאמר זה אנו מתארים את השיטות לניקוי ועיקור מערך אלקטרודות VNS בטני ופרוטוקול כירורגי בחולדות. אנו גם מתארים את הטכנולוגיה הדרושה לאישור גירוי על-ידי רישום פוטנציאלי פעולה מורכבים מעוררים. ל-VNS בטני יש פוטנציאל להציע טיפול סלקטיבי ויעיל למגוון מצבים, כולל מחלות דלקתיות, והיישום צפוי להתרחב בדומה ל-VNS צוואר הרחם.

Introduction

גירוי עצבי הואגוס (VNS) המועבר באתר צוואר הרחם בצוואר הוא טיפול שאושר על ידי מנהל המזון והתרופות האמריקני (FDA) לאפילפסיה עקשנית, דיכאון עקשן ושיקום שבץ לאחר איסכמי¹, ואושר על ידי הנציבות האירופית לאי ספיקת לב באירופה². VNS צוואר הרחם לא פולשני מאושר על ידי ה- FDA למיגרנה וכאב ראש¹. היישום שלה צפוי להתרחב, עם ניסויים קליניים אחרונים המראים יעילות של VNS באינדיקציות אחרות כגון מחלת קרוהן³, דלקת מפרקים שגרונית ^4,5 ופגיעה בסבילות גלוקוז וסוכרת מסוג 2 ^6,7. למרות שהוא מבטיח, VNS צוואר הרחם יכול לגרום לברדיקרדיה ודום נשימה עקב הפעלה מחוץ למטרה של סיבי העצב המעצבבים את הריאות והלב ^8,9,10. תופעות לוואי כגון שיעול, כאב, שינוי קול, כאבי ראש ועלייה במדד דום נשימה-היפופניאה מדווחות בדרך כלל בחולים שקיבלו VNS^{צוואר הרחם 11,12}. הפחתת כוח הגירוי היא אסטרטגיה נפוצה להפחתת תופעות לוואי אלה, אולם מטען מופחת עלול להגביל את יעילות הטיפול VNS על ידי כישלון להפעיל סיבים טיפוליים¹¹. לתמיכה בהשערה זו, שיעור המגיבים של חולים שקיבלו גירוי בעוצמה גבוהה לטיפול באפילפסיה היה גבוה מזה של חולים שקיבלו גירוי בעוצמה נמוכה¹³.

VNS בטני מוחל על העצב התועה התת-סרעפתי, מעל ענפי הכבד והצליאק¹⁴ (איור 1). המחקר הקודם שלנו הראה כי בחולדות VNS בטני אינו גורם לתופעות לוואי לבביות או נשימתיות הקשורות ל- VNS¹⁰ בצוואר הרחם. מחקרים קודמים הדגימו גם השפעות אנטי דלקתיות של VNS בטני במודל חולדות של מחלות מעי דלקתיות ודלקת מפרקים שגרונית^10,15, כמו גם ירידה בגליקמיה במודל חולדות של סוכרת מסוג 2¹⁶. לאחרונה, טכנולוגיית VNS בטני תורגמה לניסוי קליני ראשון בבני אדם לטיפול במחלות מעי דלקתיות (NCT05469607).

מערך אלקטרודות העצבים ההיקפיים המשמש להעברת גירוי לעצב הואגוס הבטני (WO2019095020¹⁷) פותח במיוחד לשימוש בחולדות, והוא מורכב משניים עד שלושה זוגות אלקטרודות פלטינה הממוקמים במרחק של 4.7 מ"מ זה מזה, הנתמכים על-ידי שרוול אלסטומר סיליקון ברמה רפואית, לשונית תפירה לעיגון המערך לוושט, חוט עופרת ומחבר מלעורי שיותקן באזור המותני (איור 2)). חוט העופרת מנהור מתחת לעור בצד שמאל של החיה. תכנון זוגות אלקטרודות מרובות מאפשר גירוי חשמלי של העצב, כמו גם רישום פוטנציאלי פעולה מורכבים מעוררים חשמלית (ECAPs), אשר מאשר מיקום נכון של השתל על העצב ועוצמות גירוי suprathreshold. VNS בטני נסבל היטב בחולדות הנעות בחופשיות במשך חודשים 10,15,16. זה מאפשר להעריך את יעילותו על מודלים של מחלות.

כתב יד זה מתאר את השיטות לעיקור מערך האלקטרודות, ניתוח השתלת עצב הואגוס בטני, גירוי כרוני ורישום של ECAPs בחולדות ערות לחקר היעילות של VNS בטני במגוון מודלים של מחלות. שיטות אלה פותחו במקור לחקר היעילות של VNS בטני במודל חולדה של מחלות מעי דלקתיות¹⁰ ושימשו בהצלחה גם עבור מודל חולדה של דלקת מפרקים שגרונית¹⁵ וסוכרת¹⁶.

Protocol

כל הנהלים הנוגעים לבעלי חיים אושרו על ידי ועדת האתיקה של בעלי חיים בבית החולים סנט וינסנט (מלבורן) ועמדו בקוד האוסטרלי לטיפול ושימוש בבעלי חיים למטרות מדעיות (המועצה הלאומית לבריאות ומחקר רפואי של אוסטרליה) וחוק צער בעלי חיים (1986). בסך הכל, 24 נקבות חולדות אגוטי כהות (בנות 8-9 שבועות) שימשו למחקר זה. קבוצות הניסוי כללו: עוקבה רגילה (n = 8) שלא קיבלה זריקת קולגן או שתל VNS; עוקבת מחלה לא מגורה (n = 8) שקיבלה שתל וזריקת קולגן (לא נערכו בדיקות אלקטרופיזיולוגיות); וקבוצת מחלה מגורה (n = 8) שקיבלה שתל, זריקת קולגן, בדיקות אלקטרופיזיולוגיות וטיפול VNS. ניתוח ההשתלה התרחש 5 ימים לפני הזרקת קולגן, וההתרגלות לטיפול VNS החלה 4 ימים לאחר הזרקת הקולגן והתרחשה במשך 7 ימים. טיפול VNS יושם מהיום ה-11 עד ה-17 (כולל) לאחר הזרקת קולגן¹⁵. עבור קבוצת המחלה המגורה, הבדיקה האלקטרופיזיולוגית בוצעה מיד לאחר ניתוח ההשתלה בהרדמה, ביום הזרקת הקולגן, 10 ימים לאחר הזרקת הקולגן וביום הפסקת ההזרקה (17 יום לאחר הזרקת הקולגן).

1. סוניקציה ועיקור של מערך האלקטרודות

1. הגדר את השואב הקולי לתדר של 80 קילוהרץ ומלא את המיכל הקולי במי ברז. השקיעו את מערך האלקטרודות בתמיסת הניקוי במיכל פלסטיק נקי והניחו אותו במיכל האולטרסוני.
   הערה: פתרון הניקוי וזמן הניקוי שישמשו עבור כל שלב מסוכמים בטבלה 1. השתמש במיכל נקי עבור כל שלב.
2. הכניסו את מערך האלקטרודות הסוניות לשקית עיקור באמצעות מלקחיים נקיים עם תמיסת ניקוי נוזלית 0.5% במים מזוקקים ושטפו במים מזוקקים. בצע Autoclave מערך האלקטרודות במשך 45 דקות עם טמפרטורה מקסימלית של 130 ° C, ולתת לו להתייבש על ספסל נקי.

2. השתלת מערך אלקטרודות על עצב הואגוס הבטני

הערה: במחקר זה השתמשנו בנקבות חולדות אגוטי כהות (גילן 8-9 שבועות)¹⁵. כמו כן, השתמשנו בהצלחה בפרוטוקול זה כדי להשתיל באופן כרוני חולדות Sprague-Dawley זכרים בוגרים (בגילאי 10-14 שבועות)^10,16. הניתוח מתבצע בתנאים אספטיים, וכל המכשירים, מערך האלקטרודות והחומרים המתכלים כגון גזה וקצות כותנה מעוקרים על ידי אוטוקלאבינג.

1. מרדימים את החולדה בתא אינדוקציה באמצעות 3% איזופלורן ו-1 ליטר/דקה חמצן. ברגע שאין רפלקס דוושה לצביטת בהונות, העבירו את החולדה למזרן החום עם תרמוסטט על שולחן הניתוחים והניחו מסכת איזופלורן על האף.
2. עקוב אחר קצב הנשימה וטמפרטורת פי הטבעת לאורך כל הניתוח והתאם את רמת האיזופלורן בין 1.5% ל -2.5% כדי לשמור על קצב הנשימה בין 40 ל -62 נשימות בדקה. התאימו את הגדרת שטיחון החימום במידת הצורך, כדי לשמור על טווח טמפרטורות פי הטבעת בין 35.9 ל-37.5 מעלות צלזיוס.
3. מתן משככי כאבים לפני תרופות תת עורית באמצעות מזרקים 1 מ"ל עם מחטים 25G (קרפרופן 5 מ"ג / ק"ג ובופרנורפין 0.03 מ"ג / ק"ג תת עורית) לפני תחילת הניתוח.
4. יש לגלח בנדיבות סביב אזור החתך, כולל האזור לאורך קו האמצע הגחוני מתהליך הקסיפואיד ועד סוף כלוב הצלעות, האספקט המותני של הגב לאורך קו האמצע הגבי, והצד השמאלי של הגוף בין הגפה הקדמית לגפה האחורית כדי לאפשר מנהור תת עורי של המערך.
5. נקו את אתרי הניתוח בתנועה מעגלית שלוש פעמים עם סבבים מתחלפים של בטאדין ואלכוהול והניחו וילון כירורגי על החיה. מתן bupivacaine (1-2 מ"ג / ק"ג) תת עורית באמצעות מזרק 1 מ"ל עם מחט 25G באתרי החתך הגבי והגחוני.
6. מניחים את בעל החיים בשכיבה גחונית ומבצעים חתך באורך 2 ס"מ בגב, שם יעוגן הכן המלעורי באמצעות להב אזמל.
7. סובבו את החולדה לשכיבה גבית ובצעו חתך של 3 ס"מ בעור לאורך קו האמצע ממש מתחת לתהליך הקסיפואיד באמצעות להב אזמל. החזיקו את העור בסמוך למקום החתך, ובעזרת מספריים מנתחים את שכבת העור משכבת השריר סביב החתך.
8. כדי לאפשר מנהור תת עורי של המערך מהכן לאתר ההשתלה, מניחים את בעל החיים על צדו הימני, מכניסים המוסטאט מהחתך הגחוני וחותכים קהה לכיוון אתר החתך הגבי. חתכו את השפה של מכסה המחט והכניסו את מערך האלקטרודות כדי להגן עליו בזמן המעבר (איור 1B). בעזרת הידיים (יש ללבוש כפפות סטריליות), מנתבים את מערך האלקטרודות מתחת לעור לכיוון החתך הגחוני.
9. כדי לגשת לוושט ולעצב התועה, הניחו את בעל החיים שוב בשכיבה גבית. בצע חתך של 3 ס"מ על שכבת השריר לאורך קו האמצע מתחת לתהליך xyphoid, גדול מספיק כדי לחשוף את כל אורך הכבד. הימנע מפגיעה בכבד במהלך שלב זה.
10. בצע חתך קטן יותר (פחות מ 1 ס"מ) על שכבת השריר לרוחב (הצד השמאלי של החיה) לחתך הגחון הראשי. מנהרו את מערך האלקטרודות דרך חתך קטן זה באמצעות מכסה המחט המשמש בשלב 2.8 כדי להחדיר את המערך לחלל הבטן.
    הערה: שלב זה מפחית את המתח המופעל על אתר החתך הראשי ומקטין את הסיכון להתפוצצות התפרים.
11. הסירו את שכבות העור והשרירים כדי להחזיק את חלל הבטן פתוח. הקפידו לשמור על לחות הרקמות על ידי שימוש בקצוות כותנה וגזה ספוגה במי מלח סטריליים לטיפול ברקמה.
12. משכו בעדינות את הכבד על ידי חיתוך רקמת החיבור סביבו באמצעות מספריים של Vannas והנחת משחזר על פיסת גזה קטנה ספוגה במי מלח להגנה. משכו בעדינות את הקיבה, כדי לאפשר יישור של הוושט והעצב התועה שמעליו, על ידי הנחת נסוג בין הוושט לקיבה.
    הערה: Retractors מיוצרים על ידי עיגול הקצה המחודד של קרסי דגים.
13. לאחר חשיפה של פני השטח הגחונים של הוושט, זהו את עצב הואגוס הבטני ואת ענפי המשנה שלו, כולל עצב הכבד, עצב הצליאק ושני ענפי קיבה (איור 1D).
14. חותכים את רקמת החיבור המבטיחה את עצב הואגוס הבטני לוושט באמצעות מלקחיים עדינים ומספריים של Vannas ומנתחים את אורך העצב ממש מעל ענפי הכבד והצליאק לכיוון הסרעפת. הקפד לא לקרוע, למתוח או לצבוט את העצב. הניחו מערך אלקטרודות ליד העצב כדי לוודא שאורך מספיק של העצב מופרד מרקמת החיבור כדי להתאים למערך.
15. לאחר ניקוי רקמת החיבור סביב העצב, העבירו את תפרי המשי (7-0) בצד האלקטרודה של שרוול המערך מתחת לעצב העצב. פתחו את השרוול של המערך והכניסו את העצב בזהירות לתוך תעלת המערך.
16. ודא שכל אורך העצב יושב בתוך תעלת המערך. קשרו את התפרים סביב השרוול יחד כדי לסגור היטב את השרוול כדי להבטיח שהעצב לא יחליק מהתעלה. חותכים את התפרים.
17. באמצעות תפר משי 7-0, תפרו את לשונית המערך על הוושט כדי לאבטח את המערך במקומו ולמנוע ממנו להתפתל. הימנע מפגיעה בענפים האחרים של עצב הואגוס או החדרת מחט עמוק מדי לתוך השריר החלק של הוושט.
18. הסר בעדינות retractors ולוודא שכל הגזה הוסרה מחלל הבטן. לנהל 1-2 מ"ל של מלוחים סטריליים חמים באמצעות מזרק 1 מ"ל בחלל הבטן ולמקם מחדש את הכבד למיקום הנכון.
19. סגרו את שכבת השריר עם תפר משי 3-0 בטכניקת תפר ריצה פשוטה, וצרו קשרים מרובעים בטוחים עם לפחות 3 זריקות בשני הקצוות. החלל נתפר היטב זה לזה (במרחק של כ-3 מ"מ זה מזה) למניעת סיבוכים כגון בקע/בליטה של תהליך הקסיפואידים.
20. השתמש בתפר כדי לסגור את החתך של הצפק יחד עם החתך של שכבת השריר, כדי להפחית את הסיכוי להידבקות רקמות.
21. בעזרת חומר תפר נספג (Vicryl 4-0), סוגרים את חתך העור. השתמש בטכניקת תפירה קבורה כגון תפר המזרן האנכי הקבור בריצה, או התפר העורי הקבור כדי למנוע מבעל החיים להסיר את התפר.
22. סובבו את החיה לשכיבה גחון, ובעזרת מספריים האריכו את החתך הגבי ל-4-5 ס"מ, וחתכו עוד יותר בין השריר לשכבת העור כך שבסיס המחבר של המחבר המלעורי יוכל לשבת שטוח על שכבת השריר.
23. באמצעות תפר משי 3-0, בצע 6 עד 8 תפרים פשוטים וקטועים סביב בסיס המחבר כדי לאבטח אותו לשכבת השריר שמתחת. סגרו את חתך העור בתפר משי 3-0, בטכניקת תפר מזרן אופקי, תוך הבטחת קשרים מרובעים בטוחים עם לפחות 3 זריקות.
    הערה: בשלב זה, תפרי משי קלועים מועדפים בשל קלות הטיפול שלהם ויכולתם ליצור קשרים בטוחים יותר בהשוואה לתפרי מונופילמנט.
24. בסיום הניתוח יש לתת את התמיסה של הרטמן באופן תת עורי (1 מ"ל/100 גרם/שעה). כבו את האיזופלורן ותנו לבעל החיים להתאושש על משטח חום תוך כדי הפעלת חמצן (1.5 ליטר לדקה). לאחר שהחולדה בהכרה מלאה ובניידות מלאה, החזירו את החולדה לכלוב הביתי שלה, מונח על כרית חום, עד להחלמה מלאה מהרדמה.
25. התבונן מקרוב בהתאוששות של בעל החיים מאיזופלורן וודא כי בעל החיים מסוגל לגשת למזון ולשתייה. ביומיים הקרובים, לספק מתן תת עורי של שיכוך כאבים לאחר הניתוח (carprofen 5 מ"ג / ק"ג, מדי יום) כדי להקל על הכאב. יש לעקוב אחר בעל החיים לפחות פעמיים ביום ולבדוק אם יש עדויות לעשיית צרכים, איכות הפרווה, רמת הפעילות ונוכחות של נפיחות או הפרשות מפצעי הניתוח.
26. משקל שיא של החיה, ובמקרה נדיר בעל החיים מאבד 10% או יותר, להתחיל טיפול אינטנסיבי. הטיפול האינטנסיבי כולל מתן נוזלים תת עוריים (תמיסה של הרטמן, 2X10 מ"ל) בכל יום, מתן מזון נוסף כגון ירקות טריים ותוסף ג'ל תזונתי, והנחת מחצית הכלוב על כרית חום עם תרמוסטט לתוספת חום. הגדל את תדירות הניטור עד שבעל החיים יתאושש. המשך עם מתן משככי כאבים (carprofen 5 מ"ג / ק"ג, SQ, מדי יום) במידת הצורך על בסיס סולם Grimace.

3. בדיקות אלקטרופיזיולוגיות

הערה: רישום פוטנציאלי פעולה מורכבים מעוררים (ECAPs) מאשר מיקום מתאים של מערך האלקטרודות על העצב התועה. בנוסף, הקלטה של ECAPs באמצעות מערך האלקטרודות שתואר לעיל מספקת אישור סביר להפעלה חשמלית של סיבי C ווגליים ו- suprathreshold VNS^10,15.

1. מדוד את עכבת הקרקע המשותפת של אלקטרודות כדי להעריך את שלמותן ולזהות כל מעגלים פתוחים או קצרים של חוטים לפני הקלטת ECAPs. אלקטרודות עצב הואגוס בטני מתפקדות in vivo צריכות להיות בעלות ערכי עכבה בין 4 - 20 kΩ.
2. בדקו בעלי חיים בזמן הרדמה, כלומר מיד לאחר הניתוח, או ערים ונעים בחופשיות. יש לבצע בדיקות ערות לפחות 2-3 ימים לאחר הניתוח כדי לאפשר לפצעי העור הכירורגיים להחלים ולהתייצב. אסוף את הציוד הדרוש לעכבה ולבדיקות אלקטרופיזיולוגיות הכוללות ממריץ בהתאמה אישית, מכשיר לאיסוף נתונים, מגבר דיפרנציאל מבודד ותוכנה לאיסוף וניתוח נתונים כמפורט בטבלת החומרים.
3. עטפו את בעל החיים במגבת במידת הצורך, חברו כבל למחבר המלעורי האחורי וחברו את הקצה השני של הכבל למגרה. כדי לבדוק את עכבת הקרקע המשותפת של אלקטרודות, הפעילו פולסי זרם דו-פאזי (100 מיקרו-שניות לפאזה וזרם של 107 מיקרו-אמפר) בין האלקטרודה המעניינת לבין כל שאר האלקטרודות במערך.
4. למדוד את מתח השיא בסוף השלב הראשון של צורת גל המתח (V_סה"כ) ולחשב עכבה כוללת (Z_סה"כ) באמצעות חוק אוהם (Z = מתח/זרם).
5. חבר זוג אלקטרודות לממריץ וזוג אלקטרודות לציוד ההקלטה והפעל גירוי דו קוטבי כדי ליצור ECAPs באמצעות אלקטרודת הייחוס של שתל VNS הממוקמת מתחת לעור כהפניה להקלטה דיפרנציאלית של ECAPs. בצע שני סטים של הקלטות בממוצע מתוך סך של 50 חזרות באמצעות תוכנת איסוף הנתונים וניתוחם.
6. השתמש בהגדרות הבאות עבור מדידות.
   זרמים: 0 עד 2 mA במרווחים של 0.1 mA;
   רוחב פולס: 25 - 200 μs;
   פער בין פאזות: 8 - 50 μs;
   קצב גירוי: 10 - 30 פולסים לשנייה;
   קצב דגימה: 100 קילוהרץ;
   מסנן: מעבר גבוה 200 הרץ, מעבר נמוך 2000 הרץ, רווח מתח 1 x 10².
7. באמצעות תוכנת ניתוח הנתונים, נתחו את תגובת ה-ECAP על-ידי מדידת מתח השיא לשיא של צורות הגל בחלון הניתוח (4-10 אלפיות השנייה לאחר הגירוי, מסומן על-ידי הצללה באיור 3A,B). סף ECAP מוגדר כעוצמת זרם הגירוי המינימלית המייצרת משרעת תגובה של לפחות 0.1 μV_שיא שיא בשתי הקבוצות של הקלטות אלקטרופיזיולוגיות ממוצעות. תשובה תקפה תחזור על עצמה לפחות בשתי רמות נוכחיות מעל הסף, ולא תהיה קיימת לפחות בשתי רמות נוכחיות מתחת לסף^10,15.

4. VNS בטן כרונית בחולדות ערות

הערה: VNS בטני יכול להיות מיושם על בעלי חיים ערים לאחר הפצע הניתוחי סביב המחבר מלעורי נרפא והתייצב. כדי להפחית כל תגובת לחץ ולאפשר איסוף נתונים טוב יותר, בעלי חיים מורגלים לסביבת הטיפול והגירוי של הבודקים, שעה אחת ביום במשך שבעה ימים לפני ניתוח ההשתלה ותחילת הטיפול ב- VNS.

1. מדוד את העכבה של כל אלקטרודה כמתואר בשלב 3.4, לפני החלת VNS כלשהו. ודא כי העכבה של אלקטרודות גירוי הוא מתחת 20 kΩ.
2. חבר כבל למחבר המלעורי האחורי וחבר את הקצה השני של הכבל למגרה המתוכנת להפעיל גירוי מתאים (לדוגמה, 27 הרץ, 1.6 מיליאמפר, רוחב פולס של 200 מיקרוס עם מרווח בין פאזות של 50 מיקרוגרם, 30 שניות הפעלה, 2.5 דקות מחוץ^ל-15), והפעל את הגירוי.
   הערה: למרות שבעלי חיים נצפים לעתים קרובות נרדמים במהלך גירוי אם הם מורגלים כראוי, השתמש בכבל עם חומר חיצוני מגן כגון סלילי פלדה במידת האפשר כדי למנוע ממנו להילעס.
3. התבונן בבעל החיים בתחילת כל מפגש טיפול VNS כדי לוודא שאין תגובה שלילית כגון טיפוח מוגזם או עלייה / ירידה פתאומית ברמת הפעילות בסנכרון עם תזמון הגירוי.
4. נטר כל 30 דקות כדי לבדוק אם יש פיתול או ניתוק של הכבל. כדי להחיל VNS באופן כרוני (למשל, 3 שעות ביום במשך 7 ימים¹⁵), חזור על שלבים 4.1-4.3 בתחילת כל הפעלה.
   הערה: השימוש בקומוטטור עשוי להפחית את הסיכוי שהכבלים יתעוותו ועשוי לדרוש ניטור בתדירות נמוכה יותר.

תוצאות

רישום פוטנציאלי פעולה מורכבים מעוררים (ECAPs, איור 3A,B) מיד לאחר הניתוח היא טכניקה שניתן להשתמש בה כדי לעזור לאשר מיקום נכון של העצב בתוך ערוץ המערך, וגירוי זה יעיל בהפעלת העצב התועה.

באיור 3, נקבות חולדות אגוטי כהות (גילן 8-9 שבועות) הושתל?...

Discussion

שיטה זו של ניתוח השתלת VNS בטני וגירוי כרוני של העצב התועה ורישום של ECAPs שימשו בהצלחה ונסבלים היטב במשך 5 שבועות בחולדות לאחר ההשתלה 10,15,16. נסיגה של הקיבה, הכבד והמעיים כדי לקבל תצוגה טובה של הוושט והעצב התועה היא אחד השלבים המרכזיים בניתוח. ב...

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% saline	Briemarpak	SC3050
Baytril	Bayer
Betadine	Sanofi-Aventis Healthcare
Buprelieve (Buprenorphine)	Jurox
Data acquisition device	National Instruments	USB-6210
DietGel Boost (dietary gel supplement)	ClearH2O
Dumont tweezer, style 5	ProSciTech	T05-822
Dumont tweezer, style N7, self-closing	ProSciTech	EMS72864-D
Elmasonic P sonicator	Elma
Hartmann's solution	Baxter	AHB2323
Hemostat	ProSciTech	TS1322-140
HPMC/PAA Moisturising Eye Gel	Alcon
Igor Pro-8 software	Wavemetrics, Inc
Isoflo (Isoflurane)	Zoetis
Isolated differential amplifier	World Precision Instruments	ISO-80
Liquid pyroneg	Diversey	HH12291	cleaning solution
Marcaine (Bupivacaine)	Aspen
Plastic drape	Multigate	22-203
Rat vagus nerve implant	Neo-Bionica
Rimadyl (Carprofen)	Zoetis
Silk suture 3-0	Ethicon
Silk suture 7-0	Ethicon
SteriClave autoclave	Cominox	24S
Sterile disposable surgical gown	Zebravet	DSG-S
Suicide Nickel hooks	Jarvis Walker
Ultrapure water	Merck Millipre	Milli-Q Direct
Underpads	Zebravet	UP10SM
Vannas scissors	ProSciTech	EMS72933-01
Vicryl suture 4-0	Ethicon