Chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé

Résumé

Le présent protocole décrit la technique chirurgicale d’implantation d’un réseau d’électrodes sur le nerf vague abdominal chez le rat, ainsi que les méthodes de test et de stimulation électrophysiologiques chroniques à l’aide du dispositif implanté.

Résumé

La stimulation du nerf vague abdominal (SNV) peut être appliquée à la branche sous-diaphragmatique du nerf vague des rats. En raison de son emplacement anatomique, il n’a pas d’effets respiratoires et cardiaques hors cible couramment associés au SNV cervical. L’absence d’effets respiratoires et cardiaques hors cible signifie que l’intensité de la stimulation n’a pas besoin d’être réduite pour réduire les effets secondaires couramment ressentis lors du SNV cervical. Peu d’études récentes démontrent les effets anti-inflammatoires du VNS abdominal dans des modèles de rats de maladies inflammatoires de l’intestin, de polyarthrite rhumatoïde et de réduction de la glycémie dans un modèle de rat de diabète de type 2. Le rat est un excellent modèle pour explorer le potentiel de cette technologie en raison de l’anatomie bien établie du nerf vague, de la grande taille du nerf qui permet une manipulation facile et de la disponibilité de nombreux modèles de maladies. Nous décrivons ici les méthodes de nettoyage et de stérilisation du réseau d’électrodes VNS abdominales et le protocole chirurgical chez le rat. Nous décrivons également la technologie requise pour confirmer la stimulation supraseuil en enregistrant les potentiels d’action composés évoqués. Le VNS abdominal a le potentiel d’offrir un traitement sélectif et efficace pour une variété d’affections, y compris les maladies inflammatoires, et l’application devrait s’étendre de la même manière que le VNS cervical.

Introduction

La stimulation du nerf vague (SNV) administrée au site cervical dans le cou est un traitement approuvé par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis pour l’épilepsie réfractaire, la dépression réfractaire et la réadaptation post-AVC^{ischémique 1}, et approuvé par la Commission européenne pour l’insuffisance cardiaque en Europe². Le VNS cervical non invasif est approuvé par la FDA pour la migraine et les maux de tête¹. Son application devrait s’étendre, avec des essais cliniques récents montrant l’efficacité de la SNV dans d’autres indications telles que la maladie de Crohn³, la polyarthrite rhumatoïde ^4,5 et l’intolérance au glucose et le diabète de type 2 ^6,7. Bien que prometteur, le SNV cervical peut provoquer une bradycardie et une apnée en raison de l’activation hors cible des fibres nerveuses qui innervent les poumons et le cœur ^8,9,10. Des effets secondaires tels que toux, douleur, altération de la voix, maux de tête et augmentation de l’indice d’apnée-hypopnée sont fréquemment rapportés chez les patients recevant le VNS^{cervical 11,12}. La réduction de la force de stimulation est une stratégie courante pour réduire ces effets secondaires, mais une charge réduite peut limiter l’efficacité du traitement par SNV en n’activant pas les fibres thérapeutiques¹¹. À l’appui de cette hypothèse, le taux de réponse des patients recevant une stimulation de haute intensité pour le traitement de l’épilepsie était plus élevé que celui des patients recevant une stimulation de faible intensité¹³.

La SNV abdominale est appliquée sur le nerf vague sous-diaphragmatique, au-dessus des branches hépatique et cœliaque¹⁴ (Figure 1). Notre étude précédente a démontré que chez le rat, le VNS abdominal ne provoque pas d’effets secondaires cardiaques ou respiratoires associés au VNS^{cervical 10}. Des études antérieures démontrent également des effets anti-inflammatoires du VNS abdominal dans un modèle de rat de maladie inflammatoire de l’intestin et de polyarthrite rhumatoïde^10,15 ainsi qu’une réduction de la glycémie dans un modèle de rat de diabète de type 2¹⁶. Récemment, la technologie VNS abdominale a été traduite pour un premier essai clinique chez l’homme pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin (NCT05469607).

Le réseau d’électrodes des nerfs périphériques utilisé pour stimuler le nerf vague abdominal (WO2019095020¹⁷) a été développé sur mesure pour être utilisé chez le rat et comprend deux ou trois paires d’électrodes en platine placées à 4,7 mm l’une de l’autre, soutenues par un brassard en élastomère de silicone de qualité médicale, une languette de suture pour ancrer le réseau à l’œsophage, un fil conducteur et un connecteur percutané à monter sur la région lombaire (figure 2). Le fil conducteur est creusé sous la peau du côté gauche de l’animal. La conception à paires d’électrodes multiples permet une stimulation électrique du nerf ainsi que l’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués électriquement (ECAP), ce qui confirme le placement correct de l’implant sur le nerf et les intensités de stimulation supraseuil. Le VNS abdominal est bien toléré chez les rats en mouvement libre pendant les mois 10,15,16. Cela permet d’évaluer son efficacité sur des modèles de maladies.

Ce manuscrit décrit les méthodes de stérilisation par réseau d’électrodes, de chirurgie d’implantation du nerf vague abdominal, de stimulation chronique et d’enregistrement des ECAP chez des rats éveillés pour étudier l’efficacité de la VNS abdominale dans divers modèles de maladies. Ces méthodes ont été développées à l’origine pour étudier l’efficacité de la VNS abdominale dans le modèle de rat de maladie inflammatoire de l’intestin¹⁰ et ont également été utilisées avec succès pour un modèle de rat de polyarthrite rhumatoïde¹⁵ et de diabète¹⁶.

Protocole

Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’hôpital St. Vincent (Melbourne) et étaient conformes au Code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques (Conseil national de la santé et de la recherche médicale d’Australie) et à la Loi sur la prévention de la cruauté envers les animaux (1986). Au total, 24 rats Dark Agouti femelles (âgés de 8 à 9 semaines) ont été utilisés pour cette étude. Les groupes expérimentaux comprenaient : une cohorte normale (n = 8) qui n’a reçu aucune injection de collagène ou implant VNS ; une cohorte de maladies non stimulées (n = 8) ayant reçu un implant et une injection de collagène (aucun test électrophysiologique effectué) ; et une cohorte de maladies stimulées (n = 8) qui a reçu un implant, une injection de collagène, des tests électrophysiologiques et une thérapie VNS. La chirurgie d’implantation a eu lieu 5 jours avant l’injection de collagène, et l’habituation au traitement VNS a commencé 4 jours après l’injection de collagène et s’est déroulée sur 7 jours. Le traitement par VNS a été appliqué du 11e au 17e jour (inclus) après l’injection de collagène¹⁵. Pour la cohorte de la maladie stimulée, des tests électrophysiologiques ont été effectués immédiatement après la chirurgie d’implantation sous anesthésie, le jour de l’injection de collagène, 10 jours après l’injection de collagène et le jour de l’arrêt (17 jours après l’injection de collagène).

1. Sonication et stérilisation du réseau d’électrodes

1. Réglez le nettoyeur à ultrasons sur une fréquence de 80 kHz et remplissez le réservoir à ultrasons avec de l’eau du robinet. Immergez le porte-électrodes dans la solution de nettoyage dans un récipient en plastique propre et placez-le dans le réservoir à ultrasons.
   REMARQUE : La solution de nettoyage et le temps de sonication à utiliser pour chaque étape sont résumés dans le tableau 1. Utilisez un récipient propre pour chaque étape.
2. Placez le porte-électrodes soniquées dans un sac de stérilisation à l’aide d’une pince propre sonicée avec une solution de nettoyage liquide à 0,5 % dans de l’eau distillée et rincée à l’eau distillée. Autoclavez le réseau d’électrodes pendant 45 min à une température maximale de 130 °C, et laissez-le sécher sur une paillasse propre.

2. Implantation d’un réseau d’électrodes sur le nerf vague abdominal

REMARQUE : Dans cette étude, nous avons utilisé des rats agouti noirs femelles (âgés de 8 à 9 semaines)¹⁵. Nous avons également utilisé avec succès ce protocole pour implanter de manière chronique des rats Sprague-Dawley mâles adultes (âgés de 10 à 14 semaines)^10,16. La chirurgie est réalisée dans des conditions aseptiques, et tous les instruments, le réseau d’électrodes et les consommables tels que la gaze et les cotons-tiges sont stérilisés par autoclavage.

1. Anesthésier le rat dans une chambre d’induction en utilisant 3 % d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène. Une fois qu’il n’y a plus de réflexe de pédale pour pincer les orteils, déplacez le rat vers le tapis chauffant avec un thermostat sur la table d’opération et placez un masque à l’isoflurane sur le nez.
2. Surveillez la fréquence respiratoire et la température rectale tout au long de la chirurgie et ajustez le taux d’isoflurane entre 1,5 % et 2,5 % pour maintenir la fréquence respiratoire entre 40 et 62 respirations par minute. Ajustez le réglage du tapis chauffant si nécessaire, pour maintenir la plage de température rectale entre 35,9 et 37,5 °C.
3. Administrer l’analgésie avant la médication par voie sous-cutanée à l’aide de seringues de 1 mL avec des aiguilles de 25 G (carprofène 5 mg/kg et buprénorphine 0,03 mg/kg par voie sous-cutanée) avant le début de la chirurgie.
4. Rasez-vous généreusement autour du site d’incision, y compris la zone le long de la ligne médiane ventrale de l’apophyse xyphoïde à l’extrémité de la cage thoracique, la face lombaire du dos le long de la ligne médiane dorsale et le côté gauche du corps entre le membre antérieur et le membre postérieur pour permettre le creusement sous-cutané du réseau.
5. Nettoyez les sites chirurgicaux en mouvements circulaires trois fois avec des cycles alternés de bétadine et d’alcool et placez un champ chirurgical sur l’animal. Administrer la bupivacaïne (1 à 2 mg/kg) par voie sous-cutanée à l’aide d’une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 25 G aux sites d’incision dorsale et ventrale.
6. Placez l’animal en décubitus ventral et faites une incision de 2 cm de long sur le dos où le piédestal percutané sera ancré à l’aide d’une lame de scalpel.
7. Tournez le rat en position couchée dorsale et faites une incision de 3 cm sur la peau le long de la ligne médiane, juste en dessous de l’apophyse xyphoïde à l’aide d’une lame de scalpel. Tenez la peau près du site d’incision et, à l’aide de ciseaux de dissection, disséquez la couche de peau de la couche musculaire autour de l’incision.
8. Pour permettre l’effet tunnel sous-cutané du réseau du socle au site d’implantation, placez l’animal sur son côté droit, insérez un hémostatique à partir de l’incision ventrale et disséquez émoussé vers le site d’incision dorsale. Coupez le bord d’un capuchon d’aiguille et insérez le porte-électrodes pour le protéger pendant le transport (Figure 1B). À l’aide des mains (porter des gants stériles), tunneliser le réseau d’électrodes sous la peau vers l’incision ventrale.
9. Pour accéder à l’œsophage et au nerf vague, posez à nouveau l’animal en décubitus dorsal. Faites une incision de 3 cm sur la couche musculaire le long de la ligne médiane sous l’apophyse xyphoïde, suffisamment grande pour exposer toute la longueur du foie. Évitez d’endommager le foie pendant cette étape.
10. Faites une incision plus petite (moins de 1 cm) sur la couche musculaire latéralement (le côté gauche de l’animal) jusqu’à l’incision ventrale principale. Tunnelisez le réseau d’électrodes à travers cette petite incision à l’aide du capuchon d’aiguille utilisé à l’étape 2.8 pour insérer le réseau dans la cavité abdominale.
    REMARQUE : Cette étape réduit la tension appliquée au site d’incision principal et réduit le risque d’éclatement des sutures.
11. Rétractez les couches cutanées et musculaires pour maintenir la cavité abdominale ouverte. Assurez-vous de garder les mouchoirs humides en utilisant des cotons-tiges et de la gaze imbibée de solution saline stérile pour manipuler les mouchoirs.
12. Rétractez doucement le foie en coupant le tissu conjonctif qui l’entoure à l’aide de ciseaux Vannas et en plaçant un écarteur sur un petit morceau de gaze imbibé de solution saline pour le protéger. Rétractez doucement l’estomac, pour permettre le redressement de l’œsophage et du nerf vague sus-jacent, en plaçant un écarteur entre l’œsophage et l’estomac.
    REMARQUE : Les écarteurs sont fabriqués en arrondissant l’extrémité pointue des hameçons.
13. Après l’exposition de la surface ventrale de l’œsophage, identifiez le nerf vague abdominal et ses sous-branches, y compris le nerf hépatique, le nerf cœliaque et deux branches gastriques (figure 1D).
14. Coupez le tissu conjonctif fixant le nerf vague abdominal à l’œsophage à l’aide d’une pince fine et de ciseaux Vannas et disséquez la longueur du nerf juste au-dessus des branches hépatiques et cœliaques vers le diaphragme. Assurez-vous de ne pas déchirer, étirer ou pincer le nerf. Placez un réseau d’électrodes à côté du nerf pour confirmer que suffisamment de longueur du nerf est séparée du tissu conjonctif pour s’adapter au réseau.
15. Une fois le tissu conjonctif dégagé autour du nerf, passez les sutures en soie (7-0) du côté électrode du brassard sous le nerf. Ouvrez le brassard du réseau et placez soigneusement le nerf dans le canal du réseau.
16. Assurez-vous que toute la longueur du nerf se trouve à l’intérieur du canal du réseau. Attachez les sutures autour du brassard ensemble pour bien fermer le brassard afin de vous assurer que le nerf ne glisse pas hors du canal. Coupez les sutures.
17. À l’aide d’une suture en soie 7-0, suturez la languette du réseau sur l’œsophage pour fixer le réseau en place et l’empêcher de se tordre. Évitez d’endommager les autres branches du nerf vague ou d’insérer une aiguille trop profondément dans le muscle lisse de l’œsophage.
18. Retirez délicatement les écarteurs et assurez-vous que toute la gaze a été retirée de la cavité abdominale. Administrer 1 à 2 mL de solution saline stérile chaude à l’aide d’une seringue de 1 mL dans la cavité abdominale et repositionner le foie dans la bonne position.
19. Fermez la couche musculaire avec une suture en soie 3-0 en utilisant la technique de suture simple de la course, en faisant des nœuds carrés sécurisés avec au moins 3 lancers aux deux extrémités. Espacez les points de suture étroitement (environ 3 mm d’intervalle) pour éviter les complications telles que la hernie/saillie de l’apophyse xyphoïde.
20. Utilisez une suture pour fermer l’incision du péritoine avec l’incision de la couche musculaire, afin de réduire le risque d’adhésion des tissus.
21. À l’aide d’un matériau de suture résorbable (Vicryl 4-0), fermez l’incision cutanée. Utilisez une technique de suture enterrée telle que la suture verticale du matelas enterrée ou la suture dermique enterrée pour empêcher l’animal de retirer la suture.
22. Tournez l’animal en position couchée ventrale et, à l’aide de ciseaux, prolongez l’incision dorsale à 4-5 cm et disséquez davantage entre le muscle et la couche de peau afin que la base du connecteur percutané puisse reposer à plat sur la couche musculaire.
23. À l’aide d’une suture en soie 3-0, faites 6 à 8 sutures interrompues simples autour de la base du connecteur pour le fixer à la couche musculaire en dessous. Fermez l’incision cutanée avec une suture en soie 3-0, en utilisant la technique de suture horizontale du matelas, en assurant des nœuds carrés sécurisés avec au moins 3 jets.
    REMARQUE : Dans cette étape, les sutures en soie tressée sont préférées pour leur facilité de manipulation et leur capacité à créer des nœuds plus sûrs par rapport aux sutures monofilament.
24. À la fin de la chirurgie, administrer la solution de Hartmann par voie sous-cutanée (1 mL/100 g/h). Éteignez l’isoflurane et laissez l’animal récupérer sur un tapis chauffant tout en faisant fonctionner l’oxygène (1,5 L/min). Une fois que le rat est conscient et complètement mobile, remettez-le dans sa cage d’origine, placé sur un coussin chauffant, jusqu’à ce qu’il soit complètement remis de l’anesthésie.
25. Observez attentivement la récupération de l’animal de l’isoflurane et assurez-vous que l’animal est en mesure d’accéder à la nourriture et aux boissons. Au cours des deux prochains jours, administrer par voie sous-cutanée une analgésie post-chirurgicale (carprofène 5 mg/kg, par jour) pour soulager la douleur. Surveillez l’animal au moins 2 fois par jour et vérifiez s’il y a des signes de défécation, la qualité du pelage, le niveau d’activité et la présence d’un gonflement ou d’un écoulement des plaies chirurgicales.
26. Enregistrez le poids de l’animal et, dans les rares cas où l’animal perd 10 % ou plus, commencez un traitement intensif. Le traitement intensif comprend l’administration sous-cutanée de liquides (solution de Hartmann, 2 x 10 ml) chaque jour, l’apport d’aliments supplémentaires tels que des légumes frais et des suppléments de gel alimentaire, et le placement de la moitié de la cage sur un coussin chauffant avec un thermostat pour plus de chaleur. Augmentez la fréquence de la surveillance jusqu’à ce que l’animal se rétablisse. Poursuivre l’administration d’analgésiques (carprofène 5 mg/kg, SQ, quotidien) si nécessaire sur une échelle de Grimace.

3. Tests électrophysiologiques

REMARQUE : L’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués (ECAP) confirme le placement approprié du réseau d’électrodes sur le nerf vague. De plus, l’enregistrement des ECAP à l’aide du réseau d’électrodes décrit ci-dessus fournit une confirmation probable de l’activation électrique des fibres C vagales et des VNS^{supraseuil 10,15}.

1. Mesurez l’impédance de masse commune des électrodes pour évaluer leur intégrité et détecter tout circuit ouvert ou court-circuit des fils avant d’enregistrer les ECAP. Les électrodes du nerf vague abdominal fonctionnelles in vivo doivent avoir des valeurs d’impédance comprises entre 4 et 20 kΩ.
2. Testez les animaux sous anesthésie, c’est-à-dire immédiatement après la chirurgie, ou éveillés et se déplaçant librement. Effectuez des tests d’éveil au moins 2 à 3 jours après la chirurgie pour permettre aux plaies cutanées chirurgicales de guérir et de se stabiliser. Rassembler l’équipement requis pour les tests d’impédance et électrophysiologiques, qui comprend un stimulateur sur mesure, un dispositif d’acquisition de données, un amplificateur différentiel isolé et un logiciel d’acquisition et d’analyse de données tel qu’indiqué dans le tableau des matériaux.
3. Enveloppez l’animal dans une serviette si nécessaire, connectez un câble au connecteur percutané arrière et connectez l’autre extrémité du câble à un stimulateur. Pour tester l’impédance de masse commune des électrodes, appliquez des impulsions de courant biphasiques (100 μs par phase et courant de 107 μA) entre l’électrode d’intérêt et toutes les autres électrodes du réseau.
4. Mesurez la tension de crête à la fin de la première phase de la forme d’onde de tension (V_total) et calculez l’impédance totale (Z_total) à l’aide de la loi d’Ohm (Z = tension/courant).
5. Connectez une paire d’électrodes au stimulateur et une paire d’électrodes à l’équipement d’enregistrement et appliquez une stimulation bipolaire pour générer des ECAP en utilisant l’électrode de référence de l’implant VNS placé sous la peau comme référence pour l’enregistrement différentiel des ECAP. Effectuez deux séries d’enregistrements moyennés à partir d’un total de 50 répétitions à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse des données.
6. Utilisez les paramètres suivants pour les mesures.
   Courants : 0 à 2 mA par incréments de 0,1 mA ;
   Largeur d’impulsion : 25 - 200 μs ;
   Intervalle interphasique : 8 - 50 μs ;
   Taux de stimulation : 10 - 30 impulsions/s ;
   Fréquence d’échantillonnage : 100 kHz ;
   Filtre : Passe-haut 200 Hz, passe-bas 2000 Hz, gain de tension 1 x 10².
7. À l’aide du logiciel d’analyse de données, analysez la réponse ECAP en mesurant la tension crête à crête des formes d’onde dans la fenêtre d’analyse (4 à 10 ms après le stimulus, indiqué par un ombrage dans les figures 3A, B). Le seuil ECAP est défini comme l’intensité minimale du courant de stimulus produisant une amplitude de réponse d’au moins 0,1 μV_{crête-crête} dans les deux séries d’enregistrements électrophysiologiques moyens. Une réponse valide sera répétée pour au moins deux niveaux de courant au-dessus du seuil, et ne sera pas présente pour au moins deux niveaux de courant au-dessous du seuil^10,15.

4. SNV abdominale chronique chez les rats éveillés

REMARQUE : Le VNS abdominal peut être appliqué aux animaux éveillés une fois que la plaie chirurgicale autour du connecteur percutané a guéri et stabilisé. Pour réduire toute réponse au stress et permettre une meilleure collecte de données, les animaux sont habitués à l’environnement de manipulation et de stimulation des testeurs, une heure par jour pendant sept jours avant la chirurgie d’implantation et le début du traitement VNS.

1. Mesurez l’impédance de chaque électrode comme décrit à l’étape 3.4, avant d’appliquer un VNS. Assurez-vous que l’impédance des électrodes de stimulation est inférieure à 20 kΩ.
2. Connectez un câble au connecteur percutané arrière et connectez l’autre extrémité du câble à un stimulateur programmé pour appliquer une stimulation appropriée (par exemple, 27 Hz, 1,6 mA, 200 μs de largeur d’impulsion avec un intervalle d’interphase de 50 μs, 30 s ON, 2,5 min off¹⁵), et allumez le stimulateur.
   REMARQUE : Bien que les animaux soient souvent observés en train de s’endormir pendant la stimulation s’ils sont correctement habitués, utilisez un câble avec un matériau extérieur protecteur tel que des bobines d’acier si possible pour éviter qu’il ne soit mâché.
3. Observez l’animal au début de chaque séance de thérapie VNS pour vous assurer qu’il n’y a pas d’effet indésirable tel qu’un toilettage excessif ou une augmentation ou une diminution soudaine du niveau d’activité en synchronisation avec le moment de la stimulation.
4. Surveillez toutes les 30 minutes pour vérifier la torsion ou la déconnexion du câble. Pour appliquer le SNV de façon chronique (par exemple, 3 h par jour pendant 7 jours¹⁵), répétez les étapes 4.1 à 4.3 au début de chaque séance.
   REMARQUE : L’utilisation d’un collecteur peut réduire le risque de torsion des câbles et pourrait nécessiter une surveillance moins fréquente.

Résultats

L’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués (ECAP, Figure 3A, B) immédiatement après la chirurgie est une technique qui peut être utilisée pour aider à confirmer le placement correct du nerf dans le canal de la matrice, et que la stimulation est efficace pour activer le nerf vague.

Dans la figure 3, des rats agouti noirs femelles (âgés de 8 à 9 semaines) ont été implantés avec le résea...

Discussion

Cette méthode de chirurgie implantaire VNS abdominale et de stimulation chronique du nerf vague et d’enregistrement des ECAP a été utilisée avec succès et bien tolérée pendant 5 semaines chez le rat après l’implantation 10,15,16. La rétraction de l’estomac, du foie et de l’intestin pour avoir une bonne vue de l’œsophage et du nerf vague est l’une des étapes clés de la chirurgie. Une fois ces organes rétr...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% saline	Briemarpak	SC3050
Baytril	Bayer
Betadine	Sanofi-Aventis Healthcare
Buprelieve (Buprenorphine)	Jurox
Data acquisition device	National Instruments	USB-6210
DietGel Boost (dietary gel supplement)	ClearH2O
Dumont tweezer, style 5	ProSciTech	T05-822
Dumont tweezer, style N7, self-closing	ProSciTech	EMS72864-D
Elmasonic P sonicator	Elma
Hartmann's solution	Baxter	AHB2323
Hemostat	ProSciTech	TS1322-140
HPMC/PAA Moisturising Eye Gel	Alcon
Igor Pro-8 software	Wavemetrics, Inc
Isoflo (Isoflurane)	Zoetis
Isolated differential amplifier	World Precision Instruments	ISO-80
Liquid pyroneg	Diversey	HH12291	cleaning solution
Marcaine (Bupivacaine)	Aspen
Plastic drape	Multigate	22-203
Rat vagus nerve implant	Neo-Bionica
Rimadyl (Carprofen)	Zoetis
Silk suture 3-0	Ethicon
Silk suture 7-0	Ethicon
SteriClave autoclave	Cominox	24S
Sterile disposable surgical gown	Zebravet	DSG-S
Suicide Nickel hooks	Jarvis Walker
Ultrapure water	Merck Millipre	Milli-Q Direct
Underpads	Zebravet	UP10SM
Vannas scissors	ProSciTech	EMS72933-01
Vicryl suture 4-0	Ethicon