Los autores desean agradecer a la atención HealthPartners Animales institucional y el empleo Comisión en el Hospital Regions.

1. Aclimatación de Manejo para la administración intranasal de ratones Awake Introducción Los ratones deben ser aclimatadas a la manipulación por un período de dos a cuatro semanas antes del inicio de la administración intranasal. Aclimatación a la manipulación es importante, ya que ayuda a asegurar una posición correcta del cuerpo para lograr la máxima eficacia de la entrega despierto fármaco intranasal. Además, los ratones que no han sido adecuadamente acostumbrados a este proceso puede tener una reacción de ansiedad grave después de la dosificación. Los ratones deben pasar cerca de 2-3 días en cada uno de nueve pasos antes de proceder al paso siguiente, dependiendo de la comodidad de los animales a la manipulación. El nivel de estrés de ratón debe ser utilizado como una medida del progreso. Esto significa controlar los movimientos del ratón, la cantidad / frecuencia de la micción, defecación, temblando, y morder. Si el ratón tiene una respuesta de estrés alto, permanezca en ese paso antes de pasar a la siguiente hasta que la respuesta se reduce. Una muestra de aclimatación schedule se puede ver en la Tabla 1. La aclimatación de los ratones deben progresar a través de los siguientes de una vez al día pasos. Realizar estos pasos más de una vez al día, en un intento de acelerar la aclimatación, no se recomienda. <ol><li> Coloque el ratón en la palma de la mano por un período de dos a tres minutos, no más de un pie por encima de la cima de la jaula, como animales frecuentemente saltar durante esta etapa introductoria. Si el ratón intenta arrastrarse fuera de la parte superior de su brazo, simplemente levante el ratón por la base de la cola y colocarlo de nuevo en la mano. </li><li> Coloque el ratón en la palma de la mano durante tres minutos y acariciar al animal suavemente. Acepta el ratón direccionalmente desde la cabeza hasta la cola, mientras que permite que el animal se mueva libremente. </li><li> Coloque el ratón en la palma de la mano durante tres minutos mientras que el masaje detrás de las orejas (ligeramente pellizcando juntos la piel en la parte posterior del cuello utilizando el pulgar y el dedo índice). </li><li> Mantener / lift el ratón por la piel de su cuello durante 30 segundos, dejando que el resto del ratón en la cima de la jaula durante 30 segundos antes de repetir la bodega de nuevo. </li><li> Mantenga el ratón usando el agarre intranasal, que se describe en la sección 2, pero no invertir el animal (completar hasta el paso 2.4). Sostenga el animal como este por un período de 30 segundos y suelte de nuevo a la cima de la jaula. Repetir una segunda vez después de un período de descanso de un minuto. </li><li> Sujete el mouse con el agarre intranasal tal como se describe en la sección 2, que incluye la inversión del animal, por lo que su parte ventral es hacia arriba hacia el techo. Asegúrese de que el cuello del animal es paralelo al suelo. Mantenga esta posición durante 30 segundos. Repita este una segunda vez después de un período de descanso de un minuto. Algunos ratones se resistirá a la empuñadura intranasal más que otros, especialmente cuando se utiliza por primera vez con la inversión en esta etapa en la aclimatación. Si el ratón se libera del yugo, poner el ratón de nuevo en la cima de la jaula y volver a agarrar. Repita el re-grip si es necesario, Pero vigilar el nivel de estrés del ratón y devolverlo a la jaula si es necesario. Otro factor que puede desempeñar un papel en la pérdida de la adherencia en este punto en el proceso de aclimatación es la inexperiencia de los cuidadores de animales con la técnica de administración intranasal. </li><li> Sujete el mouse con el agarre intranasal, invertir, brevemente colocar una pipeta con una punta vacía encima de cada ventana de la nariz y mantenga la posición de los animales durante 30 segundos. Repita este después de un período de descanso de un minuto. </li><li> Sujete el mouse con el agarre intranasal, que invertir y administrar por vía intranasal 6 l de solución salina en el orificio nasal izquierdo y derecho como se describe en la sección 3 (a través de paso 3,7). </li><li> Sujete el mouse con el agarre intranasal, invertir, y administrar por vía intranasal 6 l de solución salina en el orificio nasal izquierdo y derecho dos veces colocar al animal de nuevo en la cima de la jaula en el medio, como se describe en la sección 3. </li></ol> 2. El Grip intranasal para inmovilizar Ratones Awake <ol><li> Coloque el ratón on la jaula superior. </li><li> Con el pulgar y el dedo índice de su mano dominante, sostenga el ratón por la cola. Uso de su corazón, anular y meñique, ligeramente pin de la parte inferior del cuerpo a la cima de la jaula (Figura 1A). Vamos a agarrar el ratón sobre las barras a medida que estirar ligeramente el ratón fuera y mejor agarrar la nuca. </li><li> Con el pulgar y el dedo medio de su mano no dominante, apriete firmemente el ratón en la nuca (el exceso de piel) por detrás del cuello y los hombros. Tire hacia arriba de la piel suelta para hacer una tienda de piel a través de los hombros (fig. 1B). Tome tanta piel como sea posible, pero tenga cuidado de no tirar de músculo ya que esto causará molestias al ratón. Tenga cuidado para no aplicar demasiada presión a la caja torácica del animal o la columna vertebral. El exceso de presión o de tracción de la piel puede conducir a la inhibición de la respiración en algunos casos. </li><li> Rápidamente coloque el dedo índice de la mano no dominante sobre la cabeza del ratón comocerca de la nariz como sea posible y tire hacia atrás la piel (Figura 1C, 1D). Al mismo tiempo, deslice el pulgar y el dedo medio hacia la cabeza de la posición óptima. Idealmente, el ratón no debería ser capaz de mover su cabeza vertical u horizontalmente. </li><li> Mientras se mantiene el control sobre la nuca, gire el ratón sobre su espalda. La espalda del ratón debe estar en la palma de su mano. Sostenga firmemente la cola del ratón (cerca de la base) contra su palma con sus dos últimos dedos (anular y meñique) para estabilizar el ratón, o puede envolver sus dedos en la parte inferior del cuerpo (Figura 1E, 1F). </li><li> En este punto, asegurarse de que el cuello del ratón y la barbilla son planos y paralelos al suelo. La barbilla debe estar cerca de un ángulo de 180 grados con el cuello tanto como sea posible para ayudar en la administración intranasal. Ligeros cambios en ángulo puede provocar que el medicamento terminan en el lugar equivocado. Asegúrese de que el ratón es capaz de respirar al ver el abdomen. El sho ratónuld no ser capaz de moverse, pero deben ser cómodos y no en ningún dolor. Si usted ve el cuello del ratón y la barbilla haciendo una &quot;V&quot;, entonces usted necesita para volver a agarrar. </li></ol> 3. La administración intranasal de drogas a ratones Awake Introducción Utilizando la empuñadura intranasal, cada ratón se restringe dos veces y se mantuvo con su cuello paralelo al suelo, mientras que un volumen de 20-30 l de líquido se administra. Este volumen es segura y eficaz para los pequeños grandes ratones; usamos normalmente 24 l, y que se describe en este protocolo. El método intranasal despierto puede ser utilizado en ratones de cualquier edad, por ejemplo en ratones recién nacidos para la investigación en neurociencias de desarrollo. En los ratones recién nacidos, un menor volumen total (8 l) y tamaño de las gotas (1 l) se debe utilizar para acomodar el volumen más pequeño de la cavidad nasal. Drogas es típicamente de entregarse a dos ratones a la vez, alternando períodos de descanso para hacer el uso más eficiente del tiempo y mantener on horario. Set-up será un poco diferente en función de si va a dosificar ratones alojados en grupo o ratones alojados individualmente. Con los ratones alojados individualmente, es útil para colocar todo el material entre las jaulas para evitar que los ratones de cruzar a la cima de la jaula otro. Con el alojada en grupo los ratones, la dosis de la jaula sólo. Es importante que cada ratón en una jaula alojada en grupo recibe el tratamiento intranasal mismo, como potencial de contaminación cruzada de dos tratamientos diferentes existe debido a la expulsión de medicamento en el aire o con contacto con la piel. Se recomienda que una hoja de dosificación pueden imprimir con anticipación, para recordar a los técnicos de las asignaciones de tratamiento, para grabar las notas de las gotas perdidas, tener en cuenta la salud general de cada animal, etc Pasos <ol><li> Configure las jaulas donde deben estar para la dosificación y configurar una estación de administración (Figura 2). </li><li> Retire ratón de la jaula y mantenerse en la cima jaula durante la dosificación. </li><li> Coge el ratón usando el agarre intranasal se describe en la sección 2. </li><li> Con la mano dominante, cargar la pipeta con 6 l de fármaco o vehículo. Coloque la punta de la pipeta de llenado cerca de la fosa nasal izquierda del ratón, por lo general en un ángulo de 45 grados (Figura 1G, 1H). Si usted tiene una solución viscosa puede que tenga que aumentar el ángulo de 90 grados ya que el medicamento puede correr por el lado de la punta de la pipeta en vez de hacer una sola gota. Si es muy viscoso, limpiando la punta de la pipeta con un pañuelo antes de expulsar el líquido puede ayudar. Lentamente expulsar el fármaco para formar una pequeña gota con aproximadamente la mitad del volumen (3 l). </li><li> La gotita debe ser colocado lo suficientemente cerca de la ventana de la nariz de ratón, de modo que el ratón se puede inhalar la gotita. Inmediatamente después el ratón inhala esta pequeña gota, expulsar el resto del fármaco en la punta de la pipeta para formar otra gotita pequeño para el ratón a inhalar a través de la fosa nasal mismo de 2-3 segundos más tarde. Asegúrese de ver la boca. Si hay is cualquier líquido en la boca, la gota no lo hacen completamente en la nariz y esto debe tenerse en cuenta. </li><li> Mantenga el ratón en esta posición durante 15 segundos. Es altamente recomendable que un temporizador se utiliza para estandarizar esta espera 15 seg. </li><li> Repita los pasos 3,3 a 3,6 por la fosa nasal derecha. Si las gotas son resopló fuera, que la caída debe ser reemplazado y señaló. </li><li> Coloque el ratón de nuevo en la parte superior de su jaula durante 2 min. Repetir todo el proceso a partir del 2 min. después de la entrega de la primera gota. Esto le da al ratón cuatro gotas de 6 l cada uno un total de 24 l de solución. Un programa de muestreo para la dosificación de uno o dos ratones a la vez se puede ver en la Tabla 2. </li><li> Después de que el ratón ha recibido todas las gotas, devuelva el ratón a su jaula. </li></ol> 4. Técnicas generales para el manejo de animales Aclimatación y la administración intranasal de drogas a los ratones Awake Después de cada sesión de aclimatación o la administración intranasal, los ratones se deberá tomar enna tratar, tal como un Cheerio o semillas de girasol pelado como un refuerzo positivo. Treats se dan como una recompensa y para distraerlos de rascarse la nariz, que puede causar daño a sí mismos. Cuando se trabaja con los ratones alojados en grupo, golosinas suficientes deben ser dejados para cada ratón. Antes de devolver los animales a sus jaulas asegúrese de restaurar nidos a sus estados originales con el fin de reducir el estrés. Cuando la dosificación los animales alojados en grupo, los guantes deben ser cambiados entre la administración de las jaulas para no transferir olor de la colonia colonia jaula a jaula, ya que se vuelven agresivos uno hacia el otro.

<ol>
	<li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li><li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration.">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li><li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments.">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li><li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline,+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy.">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li><li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy.">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li><li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory,+anxiety,+and+olfactory+behaviors.">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li><li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP/PS1+mice.">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP/PS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease.">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li><li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze,+stabilizes+HIF-1alpha,+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice.">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li><li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system.">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li><li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke.">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li><li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults:+modulation+by+APOE+genotype.">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li><li>Kim, C. H., Song, H. y. u. n., M, E. u. n. A. h. n., Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+hypo-,+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells.">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li><li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo.">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li></ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Este método muestra cómo los ratones se pueden dar dosis regulares de medicamento intranasal para atacar el cerebro sin el uso de anestesia. Medicamento intranasal puede ser entregado a grandes grupos de ratones durante largos períodos de tiempo con el mínimo esfuerzo. Un único grupo de hasta 20 ratones por vía intranasal puede tratarse por una sola persona en menos de una hora. Una amplia gama de moléculas, que van desde los quelantes del hierro pequeños a factores de crecimiento a las células madre mesenquima...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Materials</td>
 <td>Company</td>
 <td>Cat #</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P20 pipettor set at 6 &mu;l</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading pipette tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waste receptacle for tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dosing sheet for notes</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pen</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drug and vehicle</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Container to hold drug vials</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Animals to be dosed</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spare gloves</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paper towels to wipe urine</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3. Materials Needed</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

intranasal administration of cns therapeutics to awake mice

La administración intranasal es un método de suministro de agentes terapéuticos para el sistema nervioso central (SNC). Es no invasiva y permite que las moléculas grandes que no atraviesan el acceso barrera hematoencefálica en el SNC. Las drogas son dirigidas directamente al SNC con la administración intranasal, reducir la exposición sistémica y los efectos sistémicos secundarios no deseados así 1. Entrega de la nariz para el SNC se produce en cuestión de minutos a lo largo de tanto los caminos de los nervios olfativos y a través de una ruta trigémino extracelular y no requiere medicamentos para unirse a cualquier receptor o el transporte axonal 2. Administración intranasal es un método ampliamente difundido y se utiliza actualmente en ensayos clínicos humanos 3. La administración intranasal de fármacos en modelos animales permite la evaluación inicial de distribución farmacocinética y la eficacia. Con los ratones, es posible administrar fármacos a animales despiertos (no anestesiado) sobre una base regular usando una especializado agarre intranasal. Entrega Awake es beneficioso porque permite que a largo plazo la administración crónica sin anestesia, se tarda menos tiempo que con la anestesia, y puede ser aprendido y hecho por muchas personas para que equipos de técnicos puedan números grandes dosis de ratones en períodos cortos. La eficacia de la terapéutica administrado por vía intranasal de esta manera a los ratones se ha demostrado en una serie de estudios que incluyen la insulina en modelos de ratones diabéticos 4-6 y deferoxamina en modelos de ratón de Alzheimer. 7,8 El agarre intranasal en ratones se pueden aprender, pero no es fácil y requiere práctica, habilidad y un agarre preciso para cumplir efectivamente con las drogas en el cerebro y evitar el drenaje de los pulmones y el estómago. Los ratones se restringen a mano usando un scruff modificada en la mano no dominante con el cuello mantiene paralela al suelo, mientras fármaco se suministra con una pipeta usando la mano dominante. Por lo general toma 3-4 semanas de aclimatación a la manipulación de los ratones antes dese hace con este agarre sin una respuesta de estrés. Hemos preparado este vídeo JoVE para hacer esta técnica de administración intranasal más accesible.

Hay varias formas de determinar la eficacia de la administración de fármacos. La primera es para administrar por vía intranasal un colorante, tal como tinta India o azul de metileno y de visualizar el colorante después de la eutanasia de los animales, en el epitelio olfativo y después se remueve el cerebro, entrando en el SNC a través de la lámina cribosa. El segundo es para medir el fármaco administrado ya sea mediante el uso de una etiqueta de radio-marcado o utilizando ELISA de detección de la molécula marc...

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Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Un método para administrar por vía intranasal a ratones despiertos medicamentos para el fin de dirigir el cerebro se describe. Este método permite la administración repetida durante largos períodos con la administración intranasal de drogas sin anestesia, y la nariz al cerebro de entrega con una exposición sistémica mínima.

Administración intranasal de la terapéutica del SNC para Ratones Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

58.1K vistas.  HealthPartners Institute for Education and Research. Un método para administrar por vía intranasal a ratones despiertos medicamentos para el fin de dirigir el cerebro se describe. Este método permite la administración repetida durante largos períodos con la administración intranasal de drogas sin anestesia, y la nariz al cerebro de entrega con una exposición sistémica mínima.

Video: Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain barrier1. The barrier selectively excludes molecules from crossing between the blood and the brain based upon their size and charge. This function can impede the delivery of therapeutics for neurological disorders. A number of chemotherapeutic drugs, for example, will not effectively cross the blood-brain barrier to reach tumor cells2. Thus, improving the delivery of drugs across the blood-brain barrier is an area of interest.
The most prevalent methods for enhancing the delivery of drugs to the brain are direct cerebral infusion and blood-brain barrier disruption3. Direct intracerebral infusion guarantees that therapies reach the brain; however, this method has a limited ability to disperse the drug4. Blood-brain barrier disruption (BBBD) allows drugs to flow directly from the circulatory system into the brain and thus more effectively reach dispersed tumor cells. Three methods of barrier disruption include osmotic barrier disruption, pharmacological barrier disruption, and focused ultrasound with microbubbles. Osmotic disruption, pioneered by Neuwelt, uses a hypertonic solution of 25% mannitol that dehydrates the cells of the blood-brain barrier causing them to shrink and disrupt their tight junctions. Barrier disruption can also be accomplished pharmacologically with vasoactive compounds such as histamine5 and bradykinin6. This method, however, is selective primarily for the brain-tumor barrier7. Additionally, RMP-7, an analog of the peptide bradykinin, was found to be inferior when compared head-to-head with osmotic BBBD with 25% mannitol8. Another method, focused ultrasound (FUS) in conjunction with microbubble ultrasound contrast agents, has also been shown to reversibly open the blood-brain barrier9. In comparison to FUS, though, 25% mannitol has a longer history of safety in human patients that makes it a proven tool for translational research10-12.
In order to accomplish BBBD, mannitol must be delivered at a high rate directly into the brain's arterial circulation. In humans, an endovascular catheter is guided to the brain where rapid, direct flow can be accomplished. This protocol models human BBBD as closely as possible. Following a cut-down to the bifurcation of the common carotid artery, a catheter is inserted retrograde into the ECA and used to deliver mannitol directly into the internal carotid artery (ICA) circulation. Propofol and N2O anesthesia are used for their ability to maximize the effectiveness of barrier disruption13. If executed properly, this procedure has the ability to safely, effectively, and reversibly open the blood-brain barrier and improve the delivery of drugs that do not ordinarily reach the brain 8,13,14.

Blood-brain barrier disruption aids the delivery of certain drugs to the brain. Mannitol delivered intra-arterially shrinks cells surrounding blood vessels in order to physically disrupt the barrier.

Modelo de rata de ruptura de la barrera sangre-cerebro para permitir dirigida Therapeutics neurovascular

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Investigación

Medicina

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusiones de la arteria carótida para farmacocinéticas y farmacodinámicas Análisis de taxanos en ratones

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Non-invasive Assessment of the Efficacy of New Therapeutics for Intestinal Pathologies Using Serial Endoscopic Imaging of Live Mice

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic mechanisms that contribute to the onset and progression of intestinal diseases. The identification of new molecules that promote these pathologies has led to a flurry of activity focused on the development of potential new therapies to inhibit their function. As a result, various pre-clinical mouse models with an intact immune system and stromal microenvironment are now heavily used. Here we describe three experimental protocols to test the efficacy of new therapeutics in pre-clinical models of (1) acute mucosal damage, (2) chronic colitis and/or colitis-associated colon cancer, and (3) sporadic colorectal cancer. We also outline procedures for serial endoscopic examination that can be used to document the therapeutic response of an individual tumor and to monitor the health of individual mice. These protocols provide complementary experimental platforms to test the effectiveness of therapeutic compounds shown to be well tolerated by mice.

We describe methods for longitudinal monitoring of the efficacy of therapeutics for the treatment of colonic pathologies in mice using a rigid endoscope. This protocol can be readily used for the characterization of the therapeutic response of an individual tumor in live mice and also for monitoring potential disease relapse.

Evaluación no invasiva de la eficacia de nuevas terapias para Intestinal Patologías recurriendo a imágenes de Endoscópica serie de ratones vivos

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

Una rata carótida lesión con el balón modelo para probar Terapéutica Remodelación Anti-vasculares

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopy and Longitudinal Tracking of Single Cells to Study Anti-cancer Therapeutics

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing factor in the overall outcome. Immunoblotting, flow cytometry and fixed cell experiments are often used to study how cells respond to anti-cancer drugs. These methods are important, but they have several shortcomings. Variability in drug responses between cancer and normal cells, and between cells of different cancer origin, and transient and rare responses are difficult to understand using population averaging assays and without being able to directly track and analyze them longitudinally. The microscope is particularly well suited to image live cells. Advancements in technology enable us to routinely image cells at a resolution that enables not only cell tracking, but also the observation of a variety of cellular responses. We describe an approach in detail that allows for the continuous time-lapse imaging of cells during the drug response for essentially as long as desired, typically up to 96 hr. Using variations of the approach, cells can be monitored for weeks. With the employment of genetically encoded fluorescent biosensors numerous processes, pathways and responses can be followed. We show examples that include tracking and quantification of cell growth and cell cycle progression, chromosome dynamics, DNA damage, and cell death. We also discuss variations of the technique and its flexibility, and highlight some common pitfalls.

Here, we describe a method of long-term time-lapse microscopy to longitudinally track single cells in response to anti-cancer therapeutics.

A través del espejo: Microscopía de lapso de tiempo y de seguimiento longitudinal de las células individuales para el Estudio de la terapéutica contra el cáncer

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinal<em&gt; En Vivo</em&gt; Obtención de imágenes de la vasculatura cerebral: Importancia de las enfermedades del sistema nervioso central

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

Entrega intranasal de células madre terapéuticas a glioblastoma en un modelo de ratón

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

Nuevos métodos para la administración Intranasal bajo inhalación de anestesia para evaluar el suministro de medicamentos de la nariz al cerebro

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Administración Intratraqueal De La Formulación De Polvo Seco En Ratones

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Un protocolo de trasplante de corazón heterotópico porcino para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...