فإن الكتاب أود أن أشكر HealthPartners رعاية الحيوان المؤسسية واستخدام اللجنة في مستشفى الأقاليم.

1. التأقلم لمناولة الجرعات داخل الأنف على الفئران استيقظ مقدمة يجب التعامل مع الفئران لتأقلم لمدة 2-4 أسابيع قبل بدء الجرعات داخل الأنف. التأقلم لمعالجة أمر مهم، لأنه يساعد على ضمان موقف الجسم الصحيح لأقصى قدر من الفعالية من مستيقظا تسليم المخدرات داخل الأنف. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن أن الفئران التي لم يتم بشكل صحيح اعتاد في هذه العملية يكون رد فعل القلق الشديد بعد الجرعات. يجب أن الفئران تنفق حوالي 2-3 أيام في كل من تسع خطوات قبل التقدم إلى الخطوة التالية، تبعا الراحة الحيوان للمعالجة. وينبغي استخدام الماوس، مستوى التوتر كمقياس للتقدم. هذا يعني رصد حركات الماوس،، وكمية / تواتر التبرز والتبول، يرتجف، والعض. إذا كان الماوس لديه استجابة عالية الإجهاد، والبقاء على هذه الخطوة قبل التقدم إلى أخرى حتى يتم تقليل استجابة. عينة التأقلم SCHويمكن رؤية edule في الجدول 1. يجب التأقلم من الفئران التقدم من خلال خطوات مرة واحدة في اليوم التالي. تنفيذ هذه الخطوات أكثر من مرة في اليوم الواحد، في محاولة لتسريع التأقلم، غير مستحسن. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في كف اليد لمدة دقيقتين إلى ثلاث دقائق، أي أكثر من قدم واحدة فوق قمة القفص، والقفز الحيوانات كثيرا خلال هذه الخطوة تمهيدية. إذا كان الماوس يحاول الزحف من يد وذراع واحد حتى، رفع ببساطة الماوس من قاعدة الذيل ووضعه مرة أخرى في يد واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في كف اليد لمدة ثلاث دقائق والحيوانات الأليفة الحيوان برفق. الحيوانات الأليفة الماوس إتجاهي من الرأس إلى الذيل، في حين يسمح للحيوان على التنقل بحرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس في كف اليد لمدة ثلاث دقائق في حين تدليك خلف الأذنين (معسر طفيفة معا الجلد في الجزء الخلفي من الرقبة باستخدام الإبهام والإصبع المؤشر). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد / لىFT الماوس من القفا من عنقه لمدة 30 ثانية، وترك بقية الماوس على أعلى القفص لمدة 30 ثانية قبل تكرار عقد مرة أخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس باستخدام قبضة داخل الأنف، والتي وصفها في القسم 2، ولكن لا قلب الحيوان (إكمال ما يصل إلى الخطوة 2.4). عقد مثل هذا الحيوان لمدة 30 ثانية والعودة الى الافراج أعلى القفص. كرر مرة ثانية بعد فترة راحة مدتها دقيقة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس مع قبضة داخل الأنف كما هو موضح في القسم 2، بما في ذلك الحيوان وعكس ذلك الجانب البطني ومواجهة نحو السقف. تأكد من أن الرقبة الحيوان موازية لارضية الغرفة. تشغل هذا المنصب لمدة 30 ثانية. كرر هذا مرة ثانية بعد فترة راحة مدتها دقيقة واحدة. فإن بعض الفئران تقاوم قبضة داخل الأنف أكثر من غيرها، وخصوصا عندما يستخدم لأول مرة مع انعكاس في هذه الخطوة في التأقلم. إذا كان الماوس يحرر نفسه من قبضة، وطرح الماوس مرة أخرى على أعلى القفص وإعادة قبضة. تكرار إعادة قبضة إذا لزم الأمر، ولكن مراقبة مستوى الإجهاد من الماوس وإعادته إلى القفص إذا لزم الأمر. وثمة عامل آخر يمكن أن تلعب دورا في فقدان قبضة في هذه المرحلة من عملية التأقلم هي قلة خبرة من المتعاملين مع الحيوانات مع تقنية التوصيل داخل الأنف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس مع قبضة داخل الأنف، عكس، ضع لفترة وجيزة pipettor مع تلميح فارغ على كل منخر، ويشغل هذا المنصب لمدة 30 ثانية الحيوانات. كرر هذا بعد فترة راحة مدتها دقيقة واحدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس مع قبضة داخل الأنف، عكس ذلك، وإدارة الأنف 6 ميكرولتر من المياه المالحة في n هل اليسار واليمين كما هو موضح في القسم 3 (من خلال الخطوة 3.7). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس مع قبضة داخل الأنف، عكس ذلك، وإدارة الأنف 6 ميكرولتر من المياه المالحة في n هل اليسار واليمين مرتين وضع هذا الحيوان مرة أخرى على أعلى القفص بين بين، كما هو موضح في القسم 3. </li></ol> 2. قبضة داخل الأنف لمنع حركة الفئران استيقظ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس سن أعلى القفص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الإبهام والسبابة من يدك المهيمنة، أمسك الماوس من ذيله. استخدام الخاص بك الأوسط، خاتم، والأصابع الخنصر، دبوس برفق الجزء السفلي من الجسم إلى الأعلى قفص (الشكل 1A). اسمحوا الماوس الاستيلاء على أشرطة تمتد برفق كما كنت الماوس خارج والاستيلاء أفضل القفا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الإبهام والإصبع الأوسط على يد غير المهيمنة الخاص بك، قرصة الماوس بقوة في القفا (الجلد الزائد) خلف الرقبة والكتفين. سحب ما يصل على الجلد فضفاضة لجعل خيمة من الجلد عبر لوحي الكتف (1B الشكل). يستغرق الجلد أكبر قدر ممكن، ولكن يجب الحرص على عدم سحب ما يصل العضلات حيث سيؤدي ذلك إلى تسبب عدم ارتياح الماوس. توخي الحذر حتى لا تطبق الكثير من الضغط على القفص الصدري والعمود الفقري أو الحيوان. أن الإفراط في الضغط أو سحب من الجلد يؤدي إلى تثبيط التنفس في بعض الحالات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع بسرعة السبابة من اليد غير المسيطرة الخاصة بك على رأس الماوس، كماعلى مقربة من الأنف ممكن وسحب على الجلد (الشكل 1C، 1D). في نفس الوقت، حرك أصابع الإبهام والوسطى نحو الرأس لموقف الأمثل. من الناحية المثالية، ينبغي أن لا يكون الماوس قادرة على التحرك رأسه عموديا أو أفقيا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الحفاظ على قبضته على القفا، وتحويل الماوس على ظهره. يجب العودة الماوس، يكون في راحة يدك. اعتقادا راسخا ذيل الماوس، (بالقرب من قاعدة) ضد راحة يدك بأصابعك الماضيين (خاتم الخنصر و) لتحقيق الاستقرار في الماوس، أو قد التفاف أصابعك عبر الجزء الأسفل من الجسم (الشكل 1E، 1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذه المرحلة التأكد من أن الرقبة الماوس، والذقن هي مسطحة وبالتوازي مع الكلمة. ينبغي أن تكون قريبة من الذقن زاوية 180 درجة مع الرقبة إلى أقصى حد ممكن للمساعدة في تسليم داخل الأنف. يمكن تغييرات طفيفة في زاوية يسبب هذا الدواء في نهاية المطاف في موقع خاطئ. تأكد من أن الفأر هو قادرا على التنفس من خلال مشاهدة البطن. الماوس SHOULD لا تكون قادرة على التحرك، ولكن يجب أن تكون مريحة وليس في أي ألم. إذا كنت ترى الرقبة الماوس، وجعل الذقن &quot;V&quot;، ثم أنت بحاجة الى قبضة من جديد. </li></ol> 3. تسليم داخل الأنف المخدرات على الفئران استيقظ مقدمة باستخدام قبضة داخل الأنف، وتقييد كل الماوس مرتين وعقد مع الرقبة بالتوازي مع الكلمة في حين بلغ حجم التداول تدار من 20-30 ميكرولتر من السائل. هذا المجلد هو آمنة وفعالة لصغار الفئران الكبيرة، ونحن عادة استخدام 24 ميكرولتر، والموصوفة في هذا البروتوكول. ويمكن استخدام أسلوب مستيقظا داخل الأنف في الفئران في أي عمر، على سبيل المثال في الفئران حديثي الولادة للبحوث علم الأعصاب التنموي. في الفئران حديثي الولادة، يجب استخدام أصغر حجم إجمالي (8 ميكروليتر) وحجم القطيرات (1 ميكرولتر) لاستيعاب حجم أصغر من تجويف الأنف. عادة يتم تسليم المخدرات لاثنين من الفئران في كل مرة، بالتناوب فترات الراحة لجعل الاستخدام الأمثل للوقت والحفاظ على سن الجدول الزمني. وانشاء تكون مختلفة قليلا اعتمادا على إذا كنت الجرعات الفئران الفئران أو مجموعة مساكن إيواء بشكل فردي. مع الفئران يضم بشكل فردي، فإنه من المفيد أن تضع جميع المواد الخاصة بك في بين أقفاص لمنع الفئران من العبور إلى الأعلى قفص أخرى. مع مجموعة تسكين الفئران، أن جرعة من القفص فقط. من المهم أن كل الماوس في قفص يضم المجموعة يتلقى نفس المعاملة داخل الأنف، واحتمال التلوث عبر اثنين من العلاجات المختلفة بسبب وجود طرد المخدرات في الهواء أو مع ملامسة الجلد. ويوصى بشدة أن تكون مطبوعة ورقة الجرعات مقدما، لتذكير الفنيين من مهام العلاج، لتسجيل أية ملاحظات من قطرات لم يرد عليها، لاحظ الصحة العامة كل حيوان، الخ. خطوات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إنشاء أقفاص حيث ينبغي أن يكون لجرعات، وإنشاء محطة الجرعات (الشكل 2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الماوس من القفص والحفاظ على أعلى القفص خلال الجرعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التقاط الماوس باستخدام قبضة الأنف الموصوفة في القسم 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام يدك المهيمنة، تحميل pipettor مع 6 ميكرولتر من المخدرات أو مركبة. وضع غيض من الأنف pipettor ملء قرب الماوس الأيسر، وعادة بزاوية 45 درجة (الشكل 1G، 1H). إذا كان لديك حل لزجة قد تحتاج إلى زيادة زاوية 90 درجة للان الدواء قد سبقت جانب الطرف ماصة بدلا من اتخاذ الهبوط. إذا لزج جدا، قد مسح تلميح ماصة بمنديل قبل طرد السائل مساعدة. إخراج ببطء المخدرات لتشكيل قطرات صغيرة مع ما يقرب من نصف حجم (3 ميكرولتر). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يجب وضع قطرة الأنف قريبة بما فيه الكفاية لالماوس، بحيث الماوس يمكن استنشاق القطيرات. مباشرة بعد هذا الماوس يستنشق قطرة صغيرة، إخراج بقية المخدرات في الطرف ماصة لتشكيل قطرات صغيرة لآخر الماوس ليستنشق عن طريق الأنف نفسه عن ثانية 2-3 في وقت لاحق. تأكد لمشاهدة الفم. إذا كان هناك طق أي سائل في الفم، فإن انخفاض لا تجعل تماما في الأنف وتجدر الإشارة بذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس في هذا المنصب لمدة 15 ثانية. ويوصى بشدة أن يتم استخدام جهاز توقيت لتوحيد هذا الانتظار ثانية 15. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات 3،3 حتي 3،6 لفتحة الأنف اليمنى. إذا شمها أي يتسرب، ينبغي الاستعاضة هذا الانخفاض، وأشار. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس مرة أخرى في أعلى قفصه لمدة 2 دقيقة. كرر العملية برمتها ابتداء من 2 دقيقة. بعد ولادة أول انخفاض. هذا يعطي الماوس أربع قطرات من 6 ميكرولتر كل يبلغ 24 ميكرولتر من الحل. ويمكن الاطلاع على الجدول الزمني للعينة الجرعات واحد أو اثنين في وقت واحد الفئران في الجدول 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد الماوس قد تسلم كل قطرات، والعودة الماوس لقفصه. </li></ol> 4. تقنيات التعامل مع الحيوانات العام لالتأقلم و تسليم داخل الأنف من المخدرات على الفئران استيقظ بعد كل التأقلم داخل الأنف أو الدورة الجرعات، يجب أن يكون إعطاء الفئرانNA علاج، مثل مع السلامة أو مقشر بذور عباد الشمس والتعزيز الإيجابي. يتم إعطاء يعامل كمكافأة ويشغلهم عن خدش أنوفهم، يحتمل أن تسبب إصابة أنفسهم. عند العمل مع مجموعة الفئران يضم ينبغي إسقاط يعامل بما فيه الكفاية لكل الماوس. قبل أن يعود إلى الحيوانات أقفاصها تأكد من استعادة أعشاش إلى دولهم الأصلية من أجل الحد من التوتر. عندما الجرعات الحيوانات مجموعة إيواء، يجب تغيير القفازات بين الجرعات من أقفاص حتى لا نقل رائحة المستعمرة من قفص إلى قفص مستعمرة، لأنها سوف تصبح عدوانية تجاه بعضهم البعض.

<ol>
	<li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li><li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration.">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li><li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments.">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li><li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline,+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy.">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li><li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy.">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li><li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory,+anxiety,+and+olfactory+behaviors.">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li><li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP/PS1+mice.">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP/PS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease.">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li><li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze,+stabilizes+HIF-1alpha,+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice.">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li><li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system.">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li><li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke.">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li><li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults:+modulation+by+APOE+genotype.">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li><li>Kim, C. H., Song, H. y. u. n., M, E. u. n. A. h. n., Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+hypo-,+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells.">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li><li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo.">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

هذا الأسلوب يوضح كيف يمكن إعطاء الفئران جرعات منتظمة من الدواء داخل الأنف لاستهداف الدماغ من دون استخدام التخدير. يمكن أن يتم تسليم داخل الأنف المخدرات إلى مجموعات كبيرة من الفئران لفترات طويلة من الزمن مع الحد الأدنى من الجهد. يمكن مجموعة واحدة تصل إلى 20 الفئران الت...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Materials</td>
 <td>Company</td>
 <td>Cat #</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P20 pipettor set at 6 &mu;l</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading pipette tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waste receptacle for tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dosing sheet for notes</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pen</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drug and vehicle</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Container to hold drug vials</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Animals to be dosed</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spare gloves</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paper towels to wipe urine</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3. Materials Needed</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

intranasal administration of cns therapeutics to awake mice

الأنف الإدارة هو وسيلة لإيصال العوامل العلاجية للجهاز العصبي المركزي (CNS). فمن غير الغازية ويسمح الجزيئات الكبيرة التي لا تعبر الوصول حاجز الدم في الدماغ إلى الجهاز العصبي المركزي. وتستهدف العقاقير مباشرة إلى الجهاز العصبي المركزي مع التسليم داخل الأنف، والحد من التعرض النظامية وغير المرغوب فيها وبالتالي الآثار الجانبية الجهازية 1. التسليم من الأنف إلى CNS يحدث في غضون دقائق على طول الممرات العصبية الشمية على حد سواء ومثلث التوائم عبر الطريق خارج الخلية و لا يتطلب المخدرات لربط أي مستقبلات أو النقل محواري 2. تسليم داخل الأنف هو وسيلة إعلامية على نطاق واسع ويستخدم حاليا في التجارب السريرية البشرية 3. تسليم داخل الأنف من الأدوية في النماذج الحيوانية يسمح لتقييم أولي لتوزيع الدوائية والفعالية. مع الفئران، فمن الممكن لإدارة المخدرات للحيوانات مستيقظا (غير تخدير) على أساس منتظم باستخدام specialized قبضة داخل الأنف. تسليم مستيقظا هو مفيد لأنه يسمح على المدى الطويل المزمن الجرعات بدون تخدير، فإنه يأخذ وقتا أقل من التخدير مع، ويمكن تعلمها والذي قام به الكثير من الناس أن فرق من الفنيين أرقام جرعة كبيرة من الفئران يمكن في فترات قصيرة. وقد ثبت فعالية العلاجات تدار الأنف بهذه الطريقة على الفئران في عدد من الدراسات بما في ذلك الأنسولين في السكري نماذج الماوس 4-6 و ديفيروكسامين في نماذج الماوس الزهايمر. 7،8 يمكن تعلم قبضة الأنف بالنسبة للفئران، ولكن ليست سهلة وتتطلب الممارسة والمهارة، وقبضة دقيق لتسليم المخدرات بشكل فعال إلى الدماغ وتجنب الصرف إلى الرئة والمعدة. وضبط النفس الفئران باليد باستخدام القفا تعديل في اليد غير المسيطرة مع الرقبة عقد بالتوازي مع الكلمة، في حين يتم تسليم المخدرات مع pipettor استعمال اليد المهيمنة. وعادة ما يستغرق 3-4 أسابيع من التأقلم على التعامل مع الفئران قبلويمكن عقد مع هذه قبضة دون رد الإجهاد. قمنا بإعداد هذا الفيديو إن الرب لجعل هذه التقنية أكثر سهولة تسليم داخل الأنف.

هناك عدة طرق لتحديد مدى فعالية لاستخدام العقاقير. الأول هو لإدارة الأنف صبغة، مثل الهند أو الحبر الأزرق والميثيلين لتصور الصبغة بعد القتل الرحيم للحيوان داخل الظهارة الشمية وبعد إزالة الدماغ، ودخول CNS من خلال لوحة المصفوية. والثاني هو لقياس المخدرات تسليمها إما باس?...

Watch this Scientific Journal Video about Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice at JoVE.com

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

يوصف أسلوب لإدارة المخدرات على الفئران الأنف مستيقظا لغرض استهداف الدماغ. هذا الأسلوب يسمح للتكرار الجرعات على مدى فترات طويلة داخل الأنف باستخدام إدارة المخدرات من دون تخدير، والأنف إلى الدماغ مع التعرض تسليم النظامية الحد الأدنى.

الأنف التداوي إدارة CNS على الفئران استيقظ

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

58.1K Views.  HealthPartners Institute for Education and Research. يوصف أسلوب لإدارة المخدرات على الفئران الأنف مستيقظا لغرض استهداف الدماغ. هذا الأسلوب يسمح للتكرار الجرعات على مدى فترات طويلة داخل الأنف باستخدام إدارة المخدرات من دون تخدير، والأنف إلى الدماغ مع التعرض تسليم النظامية الحد الأدنى.

Video: Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain barrier1. The barrier selectively excludes molecules from crossing between the blood and the brain based upon their size and charge. This function can impede the delivery of therapeutics for neurological disorders. A number of chemotherapeutic drugs, for example, will not effectively cross the blood-brain barrier to reach tumor cells2. Thus, improving the delivery of drugs across the blood-brain barrier is an area of interest.
The most prevalent methods for enhancing the delivery of drugs to the brain are direct cerebral infusion and blood-brain barrier disruption3. Direct intracerebral infusion guarantees that therapies reach the brain; however, this method has a limited ability to disperse the drug4. Blood-brain barrier disruption (BBBD) allows drugs to flow directly from the circulatory system into the brain and thus more effectively reach dispersed tumor cells. Three methods of barrier disruption include osmotic barrier disruption, pharmacological barrier disruption, and focused ultrasound with microbubbles. Osmotic disruption, pioneered by Neuwelt, uses a hypertonic solution of 25% mannitol that dehydrates the cells of the blood-brain barrier causing them to shrink and disrupt their tight junctions. Barrier disruption can also be accomplished pharmacologically with vasoactive compounds such as histamine5 and bradykinin6. This method, however, is selective primarily for the brain-tumor barrier7. Additionally, RMP-7, an analog of the peptide bradykinin, was found to be inferior when compared head-to-head with osmotic BBBD with 25% mannitol8. Another method, focused ultrasound (FUS) in conjunction with microbubble ultrasound contrast agents, has also been shown to reversibly open the blood-brain barrier9. In comparison to FUS, though, 25% mannitol has a longer history of safety in human patients that makes it a proven tool for translational research10-12.
In order to accomplish BBBD, mannitol must be delivered at a high rate directly into the brain's arterial circulation. In humans, an endovascular catheter is guided to the brain where rapid, direct flow can be accomplished. This protocol models human BBBD as closely as possible. Following a cut-down to the bifurcation of the common carotid artery, a catheter is inserted retrograde into the ECA and used to deliver mannitol directly into the internal carotid artery (ICA) circulation. Propofol and N2O anesthesia are used for their ability to maximize the effectiveness of barrier disruption13. If executed properly, this procedure has the ability to safely, effectively, and reversibly open the blood-brain barrier and improve the delivery of drugs that do not ordinarily reach the brain 8,13,14.

Blood-brain barrier disruption aids the delivery of certain drugs to the brain. Mannitol delivered intra-arterially shrinks cells surrounding blood vessels in order to physically disrupt the barrier.

للسماح المستهدفة نموذج الفئران من تعطيل حاجز الدم في الدماغ التداوي عائي عصبي

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

الحقن الشريان السباتي لوأضافا الدوائية وتحليل Taxanes في الفئران

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Non-invasive Assessment of the Efficacy of New Therapeutics for Intestinal Pathologies Using Serial Endoscopic Imaging of Live Mice

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic mechanisms that contribute to the onset and progression of intestinal diseases. The identification of new molecules that promote these pathologies has led to a flurry of activity focused on the development of potential new therapies to inhibit their function. As a result, various pre-clinical mouse models with an intact immune system and stromal microenvironment are now heavily used. Here we describe three experimental protocols to test the efficacy of new therapeutics in pre-clinical models of (1) acute mucosal damage, (2) chronic colitis and/or colitis-associated colon cancer, and (3) sporadic colorectal cancer. We also outline procedures for serial endoscopic examination that can be used to document the therapeutic response of an individual tumor and to monitor the health of individual mice. These protocols provide complementary experimental platforms to test the effectiveness of therapeutic compounds shown to be well tolerated by mice.

We describe methods for longitudinal monitoring of the efficacy of therapeutics for the treatment of colonic pathologies in mice using a rigid endoscope. This protocol can be readily used for the characterization of the therapeutic response of an individual tumor in live mice and also for monitoring potential disease relapse.

تقييم غير الغازية من فعالية العلاجات الجديدة لعلوم الأمراض المعوية عن طريق التصوير بالمنظار المسلسل من الفئران الحية

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

بالون إصابة الفئران السباتي نموذج لاختبار التداوي إعادة عرض لمكافحة الأوعية الدموية

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopy and Longitudinal Tracking of Single Cells to Study Anti-cancer Therapeutics

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing factor in the overall outcome. Immunoblotting, flow cytometry and fixed cell experiments are often used to study how cells respond to anti-cancer drugs. These methods are important, but they have several shortcomings. Variability in drug responses between cancer and normal cells, and between cells of different cancer origin, and transient and rare responses are difficult to understand using population averaging assays and without being able to directly track and analyze them longitudinally. The microscope is particularly well suited to image live cells. Advancements in technology enable us to routinely image cells at a resolution that enables not only cell tracking, but also the observation of a variety of cellular responses. We describe an approach in detail that allows for the continuous time-lapse imaging of cells during the drug response for essentially as long as desired, typically up to 96 hr. Using variations of the approach, cells can be monitored for weeks. With the employment of genetically encoded fluorescent biosensors numerous processes, pathways and responses can be followed. We show examples that include tracking and quantification of cell growth and cell cycle progression, chromosome dynamics, DNA damage, and cell death. We also discuss variations of the technique and its flexibility, and highlight some common pitfalls.

Here, we describe a method of long-term time-lapse microscopy to longitudinally track single cells in response to anti-cancer therapeutics.

من خلال المرآة: المجهري الوقت الفاصل بين وتتبع طولية من الخلايا واحدة لدراسة العلاج المضادة للسرطان

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

طولي<em&gt; في فيفو</em&gt; التصوير من Cerebrovasculature: الأقرب للأمراض الجهاز العصبي المركزي

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

داخل الأنف تسليم الخلايا الجذعية العلاجية إلى الورم الدبقي في نموذج الفأر

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

أساليب مبتكرة للإدارة داخل الآنف تحت التخدير استنشاق لتقييم تسليم المخدرات الآنف إلى المخ

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

الإدارة داخل الراشية لصياغة مسحوق جاف في الفئران

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

بروتوكول زرع قلب غير متجانس من لحم الخنزير لتوصيل العلاجات إلى ألوغرافت القلب

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...