Les auteurs tiennent à remercier les soins des animaux HealthPartners institutionnel et l&#39;utilisation à l&#39;hôpital Comité des régions.

1. L&#39;acclimatation à la manipulation de dosage par voie intranasale à des souris éveillées Introduction Les souris doivent être acclimatés à leur manipulation pendant une période de deux à quatre semaines avant le début de dosage par voie intranasale. L&#39;acclimatation à la manipulation est importante, car elle permet d&#39;assurer une position correcte du corps pour une efficacité maximale de l&#39;administration de médicaments par voie intranasale éveillé. En outre, les souris qui n&#39;ont pas été correctement habitués à ce processus peuvent avoir une réaction d&#39;anxiété grave après l&#39;administration. Souris devrait dépenser environ 2-3 jours sur chacune des neuf étapes avant de passer à l&#39;étape suivante, selon le confort de l&#39;animal à la manipulation. Le niveau de stress de la souris doit être utilisée comme une mesure du progrès. Cela signifie que la surveillance des mouvements de la souris, la quantité / fréquence de la miction, la défécation, des tremblements, et de mordre. Si une souris est une réaction de stress élevé, rester sur cette étape avant de passer à la suivante jusqu&#39;à ce que la réponse est réduit. Un échantillon d&#39;acclimatation schedule peut être vu dans le tableau 1. L&#39;acclimatation des souris devrait progresser à travers les suivants une fois par jour étapes. La réalisation de ces étapes plus d&#39;une fois par jour, dans une tentative d&#39;accélérer l&#39;acclimatation, il n&#39;est pas recommandé. <ol><li> Placez la souris dans la paume de la main pendant une période de deux à trois minutes, pas plus d&#39;un pied au-dessus du plafond de la cage, comme des animaux fréquemment sauter au cours de cette étape préliminaire. Si la souris tente de ramper hors de la main et jusqu&#39;à son bras, il suffit de soulever la souris par la base de la queue et le replacer dans la main. </li><li> Placez la souris dans la paume de la main pendant trois minutes et caresser l&#39;animal doucement. Animaux de la souris directionnelle de la tête à la queue, tout en permettant à l&#39;animal de se déplacer librement. </li><li> Placez la souris dans la paume de la main pendant trois minutes tout en massant derrière les oreilles (légèrement pincer ensemble la peau sur le dos du cou en utilisant le pouce et l&#39;index pointeur). </li><li> Tenir / lipi la souris par la peau du cou pendant 30 secondes, en laissant le reste de la souris sur le plafond de la cage pendant 30 secondes avant de répéter la cale à nouveau. </li><li> Maintenez la souris en utilisant la poignée intranasale, qui est décrit dans l&#39;article 2, mais ne pas inverser l&#39;animal (remplir jusqu&#39;à l&#39;étape 2.4). Tenir l&#39;animal comme celui-ci pour une durée de 30 secondes et relâcher de nouveau au dessus cage. Répétez une seconde fois après une période de repos d&#39;une minute. </li><li> Maintenez la souris avec la poignée intranasale comme décrit dans la section 2, y compris inversant l&#39;animal de sorte que son côté ventral est orientée vers le haut vers le plafond. Assurez-vous que le cou de l&#39;animal est parallèle au sol. Maintenez cette position pendant 30 secondes. Répétez cette une deuxième fois après une période de repos d&#39;une minute. Certaines souris résistent à l&#39;emprise intranasale plus que d&#39;autres, surtout quand il est utilisé pour la première fois avec inversion à cette étape de l&#39;acclimatation. Si la souris se libère de l&#39;emprise, de mettre la souris en arrière sur le plafond de la cage et re-prise. Répétez la re-prise si nécessaire, Mais de surveiller le niveau de stress de la souris et de le retourner à la cage si nécessaire. Un autre facteur qui peut jouer un rôle dans la perte de l&#39;adhérence à ce point dans le processus d&#39;acclimatation est l&#39;inexpérience des gestionnaires d&#39;animaux avec la technique de l&#39;administration intranasale. </li><li> Maintenez la souris avec la poignée intranasale, inverser, brièvement placer une pipette avec une pointe vide sur chaque narine, et maintenez la position pendant 30 secondes animaux. Répétez ceci après une période de repos d&#39;une minute. </li><li> Maintenez la souris avec la poignée intranasale, l&#39;inverser, et par voie intranasale administrer 6 pl de sérum physiologique dans la narine gauche et à droite, comme décrit dans la section 3 (à l&#39;étape 3.7). </li><li> Maintenez la souris avec la poignée intranasale, inverti, et par voie intranasale administrer 6 pl de sérum physiologique dans la narine gauche et à droite deux fois de placer l&#39;animal en arrière sur le plafond de la cage entre les deux, comme décrit dans la section 3. </li></ol> 2. Le Grip intranasale à des souris éveillées Immobiliser <ol><li> Placez la souris on le plafond de la cage. </li><li> Avec le pouce et l&#39;index de votre main dominante, maintenez la souris par la queue. Utilisation de votre majeur, l&#39;annulaire et l&#39;auriculaire, légèrement épingler la partie inférieure du corps vers le haut cage (figure 1A). Laissez la souris sur les barres de prendre comme vous étirer légèrement la souris sur et de mieux saisir la nuque. </li><li> Avec le pouce et le majeur de votre main non dominante, pincez la souris fermement à la peau du cou (l&#39;excès de peau) derrière le cou et les épaules. Tirez sur la peau lâche pour faire une tente de peau à travers les omoplates (figure 1B). Prenez le plus de peau possible, mais attention à ne pas tirer sur le muscle car cela pourrait causer un inconfort à la souris. Faites preuve de prudence afin de ne pas appliquer trop de pression à la cage thoracique de l&#39;animal ou de la colonne vertébrale. Une pression excessive ou de traction de la peau peut entraîner une inhibition de la respiration dans certains cas. </li><li> Placer rapidement l&#39;index de votre main non dominante sur la tête de la souris commeprès du nez que possible et tirez sur la peau (figure 1C, 1D). Dans le même temps, faites glisser le pouce et le majeur vers la tête pour la position optimale. Idéalement, la souris ne devrait pas être en mesure de bouger sa tête verticalement ou horizontalement. </li><li> Tout en maintenant la poignée sur la nuque, remettez la souris sur son dos. Dos de la souris doit se trouver dans la paume de votre main. Tenez fermement la queue de la souris (près de la base) contre votre paume avec vos deux derniers doigts (annulaire et auriculaire) pour stabiliser la souris, ou vous pouvez envelopper vos doigts sur le bas du corps (figure 1E, 1F). </li><li> À ce stade, faire en sorte que le cou de la souris et le menton sont planes et parallèles au sol. Le menton doit être proche d&#39;un angle de 180 degrés avec le cou autant que possible pour aider à l&#39;administration intranasale. De légères modifications dans l&#39;angle peut causer le médicament à se retrouver dans le mauvais site. Assurez-vous que la souris est capable de respirer en regardant l&#39;abdomen. Le sho sourisuld ne pas être en mesure de se déplacer, mais doit être confortable et pas du tout la douleur. Si vous voyez le cou de la souris et le menton de faire un &quot;V&quot;, alors vous devez re-prise. </li></ol> 3. Livraison intranasale de drogues à des souris éveillées Introduction Intranasale en utilisant la poignée, chaque souris est retenu et maintenu avec deux fois leur cou parallèle au sol pendant que le volume de 20-30 l de liquide est administré. Ce volume est sûr et efficace pour les petites et grandes souris, nous utilisons généralement 24 ul, et qui est décrite dans ce protocole. La méthode éveillé intranasale peut être utilisé chez des souris de tout âge, par exemple chez des souris nouveau-nés pour la recherche en neurosciences du développement. Chez les souris nouveau-nés, un plus petit volume total (8 pi) et la taille des gouttelettes (1 pi) doit être utilisé pour recevoir le plus petit volume de la cavité nasale. Médicament est généralement livrés à deux souris à la fois, en alternant des périodes de repos pour rendre l&#39;utilisation plus efficace du temps et de garder oannexe n. Set-up sera un peu différent selon si vous êtes logés en groupe de dosage souris ou souris logés individuellement. Avec les souris logés individuellement, il est utile de placer tous vos documents entre les cages pour empêcher les souris de la traversée vers le plafond de la cage d&#39;autre part. Avec le groupe-logés souris, la dose de la cage uniquement. Il est important que chaque souris dans une cage logés en groupe reçoit le même traitement par voie intranasale, le potentiel de contamination croisée des deux traitements différents existe en raison de l&#39;expulsion de drogues dans l&#39;air ou par contact cutané. Il est fortement recommandé qu&#39;une feuille de dosage est imprimé à l&#39;avance, pour rappeler aux techniciens de missions de soins, d&#39;enregistrer des notes de gouttes manqués, de noter état de santé général de chaque animal, etc Mesures <ol><li> Mettre en place des cages où ils devraient être pour le dosage, et mettre en place une station de dosage (figure 2). </li><li> Enlevez la souris de la cage et de garder le plafond de la cage pendant le dosage. </li><li> Ramassez la souris en utilisant la poignée intranasale décrit dans la section 2. </li><li> En utilisant votre main dominante, chargez la pipette avec 6 pl de médicament ou de véhicule. Placer l&#39;embout de la pipette remplie près de la narine gauche de la souris, généralement à un angle de 45 degrés (figure 1G, 1H). Si vous avez une solution visqueuse, vous devrez peut-être augmenter votre angle de 90 degrés, car le médicament peut s&#39;exécuter sur le côté de la pointe de pipette au lieu de faire une chute. S&#39;il est très visqueux, essuyant la pointe de la pipette avec un mouchoir avant l&#39;expulsion du liquide peut aider. Lentement éjecter le médicament pour former une petite goutte avec environ la moitié du volume (3 pi). </li><li> La gouttelette doit être placé suffisamment près de narine de la souris pour que la souris peut inhaler la gouttelette. Immédiatement après que la souris inhale cette petite goutte, éjectez le reste du médicament dans l&#39;embout de pipette pour former une autre petite goutte pour la souris à inhaler par la même narine environ 2-3 secondes plus tard. Soyez sûr de regarder la bouche. S&#39;il ya is tout liquide dans la bouche, la baisse n&#39;a pas réussi pleinement dans le nez et ceci doit être noté. </li><li> Maintenez la souris dans cette position pendant 15 secondes. Il est fortement recommandé que la minuterie est utilisée pour normaliser cette attente 15 sec. </li><li> Répétez les étapes 3,3 à 3,6 pour la narine droite. Si des gouttes sont sniffée sur, cette baisse doit être remplacé et il a noté. </li><li> Placez la souris de retour au sommet de sa cage pendant 2 min. Répétez l&#39;ensemble du processus à partir du 2 min. après la livraison de la première goutte. Cela donne la souris quatre gouttes de 6 pi chacun, totalisant 24 ul de solution. Un exemple d&#39;horaire pour le dosage d&#39;un ou deux souris à la fois peut être vu dans le tableau 2. </li><li> Après la souris a reçu toutes les gouttes, retournez la souris dans sa cage. </li></ol> 4. Techniques générales de manipulation des animaux pour l&#39;acclimatation et l&#39;administration intranasale de drogues à des souris éveillées Après chaque séance d&#39;acclimatation ou de dosage par voie intranasale, les souris doivent être donnerna traiter, par exemple un Cheerio ou les graines de tournesol décortiquées comme renforcement positif. Treats sont donnés comme une récompense et de les détourner de gratter le nez, ce qui pourrait causer des blessures à eux-mêmes. Lorsque vous travaillez avec des souris logés en groupe, des friandises devraient être suffisamment baissé pour chaque souris. Avant de rentrer les animaux dans leurs cages n&#39;oubliez pas de restaurer les nids à leur état original, afin de réduire le stress. Lors du dosage des animaux logés en groupe, les gants doivent être changés entre le dosage des cages afin de ne pas transférer odeur de la colonie cage à cage colonie, car ils deviennent agressifs les uns envers les autres.

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	<li>Dhuria, S. V., Hanson, L. R., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+to+the+central+nervous+system:+mechanisms+and+experimental+considerations.">Intranasal delivery to the central nervous system: mechanisms and experimental considerations.</a> J. Pharm Sci. 99, 1654-1673 (2010).</li><li>Thorne, R. G., Pronk, G. J., Padmanabhan, V., Frey, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+insulin-like+growth+factor-I+to+the+rat+brain+and+spinal+cord+along+olfactory+and+trigeminal+pathways+following+intranasal+administration.">Delivery of insulin-like growth factor-I to the rat brain and spinal cord along olfactory and trigeminal pathways following intranasal administration.</a> Neuroscience. , 127-481 (2004).</li><li>Benedict, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+as+a+therapeutic+option+in+the+treatment+of+cognitive+impairments.">Intranasal insulin as a therapeutic option in the treatment of cognitive impairments.</a> Exp. Gerontol. 46, 112-115 (2011).</li><li>Francis, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+prevents+cognitive+decline,+cerebral+atrophy+and+white+matter+changes+in+murine+type+I+diabetic+encephalopathy.">Intranasal insulin prevents cognitive decline, cerebral atrophy and white matter changes in murine type I diabetic encephalopathy.</a> Brain. 131, 3311-3334 (2008).</li><li>Francis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+insulin+ameliorates+experimental+diabetic+neuropathy.">Intranasal insulin ameliorates experimental diabetic neuropathy.</a> Diabetes. 58, 934-945 (2009).</li><li>Marks, D. R., Tucker, K., Cavallin, M. A., Mast, T. G., Fadool, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+intranasal+insulin+delivery+modifies+protein+complexes+and+alters+memory,+anxiety,+and+olfactory+behaviors.">Awake intranasal insulin delivery modifies protein complexes and alters memory, anxiety, and olfactory behaviors.</a> J. Neurosci. 29, 6734-6751 (2009).</li><li>Hanson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+deferoxamine+reduces+spatial+memory+loss+in+APP/PS1+mice.">Intranasal delivery of deferoxamine reduces spatial memory loss in APP/PS1 mice.</a> Drug Delivery and Translational Research. 2, 160-168 (2012).</li><li>Danielyan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+effects+of+intranasal+losartan+in+the+APP/PS1+transgenic+mouse+model+of+Alzheimer+disease.">Protective effects of intranasal losartan in the APP/PS1 transgenic mouse model of Alzheimer disease.</a> Rejuvenation Research. 13, 195-201 (2010).</li><li>Fine, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+improves+performance+in+radial+arm+water+maze,+stabilizes+HIF-1alpha,+and+phosphorylates+GSK3beta+in+P301L+tau+transgenic+mice.">Intranasal deferoxamine improves performance in radial arm water maze, stabilizes HIF-1alpha, and phosphorylates GSK3beta in P301L tau transgenic mice.</a> Exp. Brain Res. 219, 381-390 (2012).</li><li>Lochhead, J. J., Thorne, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+delivery+of+biologics+to+the+central+nervous+system.">Intranasal delivery of biologics to the central nervous system.</a> Adv. Drug Deliv. Rev. 64 (11), 614-628 (2012).</li><li>Hanson, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intranasal+deferoxamine+provides+increased+brain+exposure+and+significant+protection+in+rat+ischemic+stroke.">Intranasal deferoxamine provides increased brain exposure and significant protection in rat ischemic stroke.</a> J. Pharmacol. Exp Ther. 330, 679-686 (2009).</li><li>Reger, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intranasal+insulin+on+cognition+in+memory-impaired+older+adults:+modulation+by+APOE+genotype.">Effects of intranasal insulin on cognition in memory-impaired older adults: modulation by APOE genotype.</a> Neurobiol. Aging. 27, 451-458 (2006).</li><li>Kim, C. H., Song, H. y. u. n., M, E. u. n. A. h. n., Lee, Y., G, J., Yoon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+hypo-,+iso-+and+hypertonic+saline+irrigation+on+secretory+mucins+and+morphology+of+cultured+human+nasal+epithelial+cells.">Effect of hypo-, iso- and hypertonic saline irrigation on secretory mucins and morphology of cultured human nasal epithelial cells.</a> Acta Otolaryngol. 125, 1296-1300 (2005).</li><li>Greiff, L., Andersson, M., Wollmer, P., Persson, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypertonic+saline+increases+secretory+and+exudative+responsiveness+of+human+nasal+airway+in+vivo.">Hypertonic saline increases secretory and exudative responsiveness of human nasal airway in vivo.</a> Eur. Respir. J. 21, 308-312 (2003).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Cette méthode montre comment souris peut être donné régulièrement des doses de médicaments par voie intranasale pour cibler le cerveau sans l&#39;utilisation de l&#39;anesthésie. De drogues par voie intranasale peuvent être livrés à de grands groupes de souris pendant de longues périodes de temps avec un minimum d&#39;effort. Un seul groupe d&#39;un maximum de 20 souris par voie intranasale peuvent être traitées par une seule personne en moins d&#39;une heure. Une vaste gamme de molécules, allant de petite...

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Materials</td>
 <td>Company</td>
 <td>Cat #</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P20 pipettor set at 6 &mu;l</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gel loading pipette tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waste receptacle for tips</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dosing sheet for notes</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pen</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Drug and vehicle</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Container to hold drug vials</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Animals to be dosed</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spare gloves</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paper towels to wipe urine</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3. Materials Needed</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

intranasal administration of cns therapeutics to awake mice

L&#39;administration intranasale est un procédé de délivrer des agents thérapeutiques dans le système nerveux central (SNC). Il est non-invasive et permet de grosses molécules qui ne traversent pas l&#39;accès barrière hémato-encéphalique vers le SNC. Médicaments visent directement le système nerveux central avec l&#39;administration intranasale, la réduction de l&#39;exposition systémique et donc des effets secondaires indésirables systémiques 1. Livraison du nez vers le système nerveux central se produit en quelques minutes le long des deux voies de neurones olfactifs et trijumeau par une voie extra-cellulaire et ne nécessite pas de médicament à se lier à un récepteur ou le transport axonal 2. L&#39;administration intranasale est une méthode largement diffusée et est actuellement utilisé dans des essais cliniques humains 3. L&#39;administration intranasale des médicaments dans des modèles animaux permet l&#39;évaluation initiale de la distribution pharmacocinétique et l&#39;efficacité. Avec la souris, il est possible d&#39;administrer des médicaments aux animaux éveillés (non anesthésié) sur une base régulière à l&#39;aide d&#39;un spécialisée prise intranasale. Réveillez-livraison est bénéfique car elle permet à long terme de dosage chronique sans anesthésie, il faut moins de temps qu&#39;avec l&#39;anesthésie, et peut être appris et fait par de nombreuses personnes afin que les équipes de techniciens numéros dose peut grands de souris dans de courtes périodes. Efficacité des traitements administrés par voie intranasale de cette manière à des souris a été démontrée dans de nombreuses études, y compris l&#39;insuline dans des modèles de souris diabétiques 4-6 et la déféroxamine chez des souris modèles de la maladie d&#39;Alzheimer. 7,8 La poignée intranasale chez la souris peut être appris, mais ce n&#39;est pas facile et exige de la pratique, des compétences et une prise en main précise pour fournir efficacement des médicaments vers le cerveau et éviter de drainage pour le poumon et l&#39;estomac. Les souris sont retenus à la main en utilisant une nuque modifié dans la main non dominante, avec le cou maintenue parallèlement au sol, tandis que la drogue est livré avec une pipette à l&#39;aide de la main dominante. Il prend habituellement 3-4 semaines d&#39;acclimatation à la manipulation avant les sourispeuvent être organisées avec cette poignée sans réponse au stress. Nous avons préparé cette vidéo JoVE pour rendre cette technique plus accessible administration intranasale.

Il ya plusieurs façons de déterminer l&#39;efficacité de l&#39;administration de médicaments. La première consiste à administrer par voie intranasale un colorant, comme l&#39;encre de Chine ou de bleu de méthylène et de visualiser le colorant après l&#39;euthanasie de l&#39;animal au sein de l&#39;épithélium olfactif et après que le cerveau est retiré, l&#39;entrée du SNC à travers la lame criblée. La seconde consiste à mesurer le médicament administré, soit en utilisant une étiquette radio-étiquet?...

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Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Procédé pour administrer des médicaments par voie intranasale à des souris éveillées dans le but de cibler le cerveau est décrit. Cette méthode permet de doses répétées sur de longues périodes en utilisant l&#39;administration intranasale de médicament sans anesthésie, et nez-à-encéphalique livraison avec une exposition systémique minimale.

L&#39;administration intranasale d&#39;Therapeutics SNC à des souris éveillées

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

intranasal-administration-of-cns-therapeutics-to-awake-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

58.1K vues.  HealthPartners Institute for Education and Research. Procédé pour administrer des médicaments par voie intranasale à des souris éveillées dans le but de cibler le cerveau est décrit. Cette méthode permet de doses répétées sur de longues périodes en utilisant l'administration intranasale de médicament sans anesthésie, et nez-à-encéphalique livraison avec une exposition systémique minimale.

Vidéo: Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Rat Model of Blood-brain Barrier Disruption to Allow Targeted Neurovascular Therapeutics

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain barrier1. The barrier selectively excludes molecules from crossing between the blood and the brain based upon their size and charge. This function can impede the delivery of therapeutics for neurological disorders. A number of chemotherapeutic drugs, for example, will not effectively cross the blood-brain barrier to reach tumor cells2. Thus, improving the delivery of drugs across the blood-brain barrier is an area of interest.
The most prevalent methods for enhancing the delivery of drugs to the brain are direct cerebral infusion and blood-brain barrier disruption3. Direct intracerebral infusion guarantees that therapies reach the brain; however, this method has a limited ability to disperse the drug4. Blood-brain barrier disruption (BBBD) allows drugs to flow directly from the circulatory system into the brain and thus more effectively reach dispersed tumor cells. Three methods of barrier disruption include osmotic barrier disruption, pharmacological barrier disruption, and focused ultrasound with microbubbles. Osmotic disruption, pioneered by Neuwelt, uses a hypertonic solution of 25% mannitol that dehydrates the cells of the blood-brain barrier causing them to shrink and disrupt their tight junctions. Barrier disruption can also be accomplished pharmacologically with vasoactive compounds such as histamine5 and bradykinin6. This method, however, is selective primarily for the brain-tumor barrier7. Additionally, RMP-7, an analog of the peptide bradykinin, was found to be inferior when compared head-to-head with osmotic BBBD with 25% mannitol8. Another method, focused ultrasound (FUS) in conjunction with microbubble ultrasound contrast agents, has also been shown to reversibly open the blood-brain barrier9. In comparison to FUS, though, 25% mannitol has a longer history of safety in human patients that makes it a proven tool for translational research10-12.
In order to accomplish BBBD, mannitol must be delivered at a high rate directly into the brain's arterial circulation. In humans, an endovascular catheter is guided to the brain where rapid, direct flow can be accomplished. This protocol models human BBBD as closely as possible. Following a cut-down to the bifurcation of the common carotid artery, a catheter is inserted retrograde into the ECA and used to deliver mannitol directly into the internal carotid artery (ICA) circulation. Propofol and N2O anesthesia are used for their ability to maximize the effectiveness of barrier disruption13. If executed properly, this procedure has the ability to safely, effectively, and reversibly open the blood-brain barrier and improve the delivery of drugs that do not ordinarily reach the brain 8,13,14.

Blood-brain barrier disruption aids the delivery of certain drugs to the brain. Mannitol delivered intra-arterially shrinks cells surrounding blood vessels in order to physically disrupt the barrier.

Modèle Rat de rupture de la barrière hémato-encéphalique pour permettre ciblée Therapeutics neurovasculaire

Endothelial cells with tight junctions along with the basement membrane and astrocyte end feet surround cerebral blood vessels to form the blood-brain ...

Recherche

Médecine

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusions de l&#39;artère carotide pour pharmacocinétiques et pharmacodynamiques Analyse des taxanes chez la souris

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Non-invasive Assessment of the Efficacy of New Therapeutics for Intestinal Pathologies Using Serial Endoscopic Imaging of Live Mice

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic mechanisms that contribute to the onset and progression of intestinal diseases. The identification of new molecules that promote these pathologies has led to a flurry of activity focused on the development of potential new therapies to inhibit their function. As a result, various pre-clinical mouse models with an intact immune system and stromal microenvironment are now heavily used. Here we describe three experimental protocols to test the efficacy of new therapeutics in pre-clinical models of (1) acute mucosal damage, (2) chronic colitis and/or colitis-associated colon cancer, and (3) sporadic colorectal cancer. We also outline procedures for serial endoscopic examination that can be used to document the therapeutic response of an individual tumor and to monitor the health of individual mice. These protocols provide complementary experimental platforms to test the effectiveness of therapeutic compounds shown to be well tolerated by mice.

We describe methods for longitudinal monitoring of the efficacy of therapeutics for the treatment of colonic pathologies in mice using a rigid endoscope. This protocol can be readily used for the characterization of the therapeutic response of an individual tumor in live mice and also for monitoring potential disease relapse.

Évaluation non invasive de l&#39;efficacité de nouveaux traitements pour les pathologies intestinales en utilisant l&#39;imagerie endoscopique de série de souris vivantes

Animal models of inflammatory bowel disease (IBD) and colorectal cancer (CRC) have provided significant insight into the cell intrinsic and extrinsic ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

A Rat carotidienne Balloon Modèle de lésion pour tester Therapeutics Rénovation Anti-vasculaires

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopy and Longitudinal Tracking of Single Cells to Study Anti-cancer Therapeutics

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing factor in the overall outcome. Immunoblotting, flow cytometry and fixed cell experiments are often used to study how cells respond to anti-cancer drugs. These methods are important, but they have several shortcomings. Variability in drug responses between cancer and normal cells, and between cells of different cancer origin, and transient and rare responses are difficult to understand using population averaging assays and without being able to directly track and analyze them longitudinally. The microscope is particularly well suited to image live cells. Advancements in technology enable us to routinely image cells at a resolution that enables not only cell tracking, but also the observation of a variety of cellular responses. We describe an approach in detail that allows for the continuous time-lapse imaging of cells during the drug response for essentially as long as desired, typically up to 96 hr. Using variations of the approach, cells can be monitored for weeks. With the employment of genetically encoded fluorescent biosensors numerous processes, pathways and responses can be followed. We show examples that include tracking and quantification of cell growth and cell cycle progression, chromosome dynamics, DNA damage, and cell death. We also discuss variations of the technique and its flexibility, and highlight some common pitfalls.

Here, we describe a method of long-term time-lapse microscopy to longitudinally track single cells in response to anti-cancer therapeutics.

Through the Looking Glass: Time-lapse Microscopie et le suivi longitudinal des cellules individuelles pour l&#39;étude Therapeutics Anti-cancer

The response of single cells to anti-cancer drugs contributes significantly in determining the population response, and therefore is a major contributing ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

Livraison intradermique de cellules souches thérapeutiques au glioblastome dans un modèle de souris

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

Nouvelles méthodes pour l’Administration intranasale sous anesthésie par Inhalation pour évaluer des nez-de-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Administration intratrachéale de formulation de poudre sèche chez la souris

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Protocole de transplantation cardiaque hétérotopique porcine pour l’administration de produits thérapeutiques à une allogreffe cardiaque

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...